Fig. 1: Conodont feeding array. 

 

AIDAN LONG  INTERNSHIP PROJECT  

SUMMER 2015 Trophic positioning and palaeobiology of the Conodont animal from stable isotope analysis 

NUIG College of Science   

Supervised by Dr. John Murray, Earth and Ocean Sciences 

1  

Understandingconodonts&using isotopesforpalaeobiology

Conodonts,  a  group  of  extinct  jawless marine  vertebrates, were  prolific  in  the world’s  oceans  c.500‐200 million years ago [Ma]. These animals possessed microscopic (typically < 1 mm) phosphatic dental elements in  the  head  region  (Fig.  1),  which  superficially  resemble  teeth.  The  extensive  preservation  of  these microfossils  in  sedimentary  rocks worldwide has made  them an extremely  important  tool  for dating and correlating the geological record (Barham, 2015). Despite this, relatively little is known about the life habits and palaeoecology of  these creatures. They remain quite enigmatic, due  in no small part  to  the  fact  that their soft‐part anatomy rarely fossilises – at present less than ten complete conodont animal specimens are known from the fossil record. 

Three main morphological groups of conodont elements have been identified: P‐, S‐ and M‐elements. Each had a different function in a conodont’s ‘mouth’, and for the basis of our study, only the largest and most morphologically  distinct  forms,  the  platform  (P)  elements,  were  extracted  from  the  disaggregated  shale samples. These were originally positioned caudally of the main feeding array within the ‘mouth cavity’, and their relatively large size, makes them a primary target for isotope analysis (Barham, 2015). 

Chemically, conodont elements comprise mainly of calcium carbonate fluorapatite which has the chemical formula  [Ca5Na0.14(PO4)3.01(CO3)0.16F0.73(H2O)0.85] with  a matrix  of  collagen  and  other  organic material.  The mineral phase has been used for stable isotope analysis in the past. For example, oxygen isotopes (locked in either  the  carbonate  or  phosphate  phase)  can  infer  the  isotopic  composition  of  ancient  marine  water bodies and ancient sea‐surface temperatures, through several different techniques (e.g. Joachimski et al., 2006; Vennemann et al., 2002). 

Compared  to  the  analysis  of  stable  oxygen  isotopes  in  conodont  apatite,  investigation  of  other  stable isotopes, such as carbon and nitrogen, have not been completed. Carbon and nitrogen stable isotopes have been  investigated  in more recent fossils and extant animal groups. These have shown that animal tissues are typically more enriched in both heavy isotopes of nitrogen (15N) and carbon (13C) than their food source, defining the functional role of organisms in their food chain (Eggers & Jones, 2000; DeNiro & Epstein, 1981; DeNiro  &  Epstein,  1978),  the  distribution  ranges  of  species  (Bearhop  et  al.,  1999)  and  allowing  species delineation as well (McCarthy & Waldron, 2000). 

ProjectAims

The aim of this project was to test whether stable carbon and, in particular, stable nitrogen isotopic values could be measured from conodont elements. This would involve disaggregating shales of Carboniferous age (using  non‐chemically  altering  means)  to  identify  the  conodont‐rich  maximum  marine  flooding  surface [mfs] of each shale member, constructing a shale report for each horizon analysed in the process.  

Following  this,  conodont  elements  were  sorted  generically  into  triplicate  samples  and  isotopic  analysis would be completed at  the Department of Geology  in Trinity College Dublin, using a highly  sensitive and novel method of mass spectrometry (pioneered by Rooney et al., 2015). 

If reliable stable nitrogen values could be acquired from these conodont platform elements, this would be a scientific  first  (geochemically,  palaeontologically,  but  also  chemostratigraphically).  Future  (possibly postgraduate  level)  studies  could  then  be  carried  out  on  conodont microfossils  from  other  parts  of  the geological  record  to  compare  their  values  and  give  a  more  complete  impression  of  the  role  the  group played in ancient food chains. These values could also be compared to  Ichthyolith (microscopic fish teeth and scales) material recovered from the same rock sample during processing.  

   

2  

MaterialsandMethods

The conodonts  investigated  for  this project were  recovered  from shale horizons  from  two  regions  in  the USA: 

• Iowa (Midcontinent basin) and  • Illinois (Illinois basin). 

The  shale  samples had actually  collected  ten  years prior  (Fig.  2),  resulting  in  approximately  twenty eight gallon bags of various coloured shale horizons. 17 of these were collected in Illinois, to the south of Spring Valley (Fig. 2a). The remaining 11 were collected in Iowa, near the Appanoose county dump (Fig. 2b). The bags  of  samples  from  each  area  were  then  subcategorised  into  separate  horizons  discerned  based  on colour and position in local stratigraphy.  

 

Fig. 2: Carboniferous shale sampling in the United States in 2006. (a) Illinois sampled section, (b) the Iowa section. Person in black jacket is project supervisor John Murray, person in light greyish jacket is Professor Philip Heckel (Iowa State University and, then, Chairman of the International Commission for Carboniferous Stratigraphy). 

The  shales  from both  of  the  sections  sampled  formed  between  the middle  to  late  Pennsylvanian  of  the Carboniferous (~ 300Ma) and lithostratigraphically they are classified thus: 

Location:  Member  Formation:  Cyclothem:  Age:  Shale horizons processed in lab:  Reference: 

Iowa  Nuyaka Creek Shale 

Marmaton Fm.  Lost Branch  Uppermost 

Desmoinesian  • ApCoDp‐3‐Upr 

Dark Grey Shale. Swade (1985) 

Illinois  Hushpuckney Shale  Patoka Fm.  Macoupin 

Lower Missourian 

• SVS‐1‐M‐Upr Dark • SVS‐1‐M‐m 

(Darkest at top) • SVS‐1‐M‐Lr Dark 

Rosenau et al., (2014). 

  

These particular shales were sampled due to previous published accounts of extremely high abundances of conodont elements and ichthyolith material. Additionally these shales experienced very low levels of post burial  heating  and  diagenetic  alteration.  The  conodonts  they  contain  accordingly  display  low  colour alteration indices of approximately 1 to 1.5, proving their chemical structure has not been altered physically by high temperatures throughout the extent of their burial (Epstein et al., 1977).  

3  

Shaledisaggregation

Approximately 1  kg of  shale was  separated  from each  sample bag and  spread over  a  labelled oven  tray, using a spoon and a paper funnel. This was then placed in an industrial oven at 65°‐70° Celsius (C). The tray and shale material were regularly reweighed over the next 24‐48 hours until the sample was completely dry and had stopped losing excess weight (due to water content). For safety reasons, the oven was never left on overnight, and oven gloves were worn at all times. At this point, the dry shale was added to a labelled Pyrex beaker using a paper funnel and hot water was then added to disaggregate the shale. The beaker was covered in foil  for  insulation and left overnight (Fig. 3a). Experimentally, cold water was added instead to half of the first horizon sampled to compare the reaction differences (see results below). 

 

Fig. 3: Processing Carboniferous shale samples in the palaeontology lab. (a) Hot water added to oven‐dried shale; (b) Three sieves stacked  on  top  of  each  other  in  the  sieving  sink.  Note  the  multi‐head  hose;  (c)  Graded  filter  paper  cones  containing  sieved sediments on tray in oven; (d) Microfossil picking station in the lab. 

The following morning, the disaggregated shale sample was ready for wet sieving. For hygiene and safety, thick plastic gloves and an apron were worn during this part of the process. Four wet sieves were used:  

1 mm  Top of stack 

500 μm   

250 μm   

125 μm  Base of stack 

 

Preliminary attempts  included a 63 μm sieve below the 125 μm sieve, but  it was  later decided to discard this sieve as it was inefficient and problematic due to excessive flooding of the stack. It was also reasoned that  the  63  μm  to  125  μm  fraction  would  not  contain  conodonts  large  enough  to  pick  and  confidently identify.  

The shale/mud sample was then carefully washed through the sieve stack (Fig. 3b) using a multi‐head hose. The various size  fractions recovered were then collected  into  labelled  filter papers, which were placed  in the  oven  to  dry  at  a  low  temperature  (65°‐70°  C)  for  up  to  48  hours  until  completely  dry  (Fig.  3c).  The coarsest grade of residue (>1 mm) was returned to an oven tray for further drying, disaggregation and re‐sieving.  

4  

Each dried filter paper cone (containing graded sediment residue) was then brought to a collection station in the lab, which was covered by A3 paper. Using a thick brush, the dry residue was swept onto the paper below,  ensuring no  residue  remained on  the  filter  paper.  The A3 paper  ensured  that  any  spilled  residue would  not  be  lost.  This  residue  was  then  funnelled  into  a  labelled  glass  container  and  capped.  Glass containers were preferentially used as the residue tends to stick to plastic ones due to static charge. The residue was now ready for the next step of processing; picking. This entire process was repeated once for each of the three Illinois horizons, and twice for the single Iowa horizon. Each horizon had three grades of residue for picking; (125 μm ‐ 250 μm), (250 μm – 500 μm) and (500 μm – 1 mm). 

P ickingresidues

The main materials necessary for the picking through a sample residue were a binocular microscope, a petri dish with a gridded base (1 mm squares) and a very fine paint brush (Fig. 3d). Additional containers were also  required  to  store  any microfossils  recovered.  A  thin  layer  of  sediment  (one  grain  thick) was  spread across the gridded petri dish, and systematically scanned under the microscope. Conodont elements were retrieved and transferred to a cavity slide using the tip of the fine paintbrush. The picking process was very time consuming (took approximately 6 weeks) and required considerable concentration and patience. 

 

5  

Results

Shaledisaggregation: Hotvs. Cold

Early  in  the  project,  the  first  horizon  selected  for  sample  processing  (SVS‐1‐M‐Lr  Dark) was  divided  into two. One half was treated with cold water before sieving and the other half with hot water. The hot water reacted more thoroughly with the shale, disaggregating it more than the cold water batch. This was visually apparent  and  it  was  also  confirmed  when  the  hot  water  batch  was  considerably  easier  to  sieve.  It  is  proposed  that  using  hot water  to  disaggregate  the  dried  shale  samples  should  be  standard  protocol  for these particular Carboniferous samples.  

Shalereport

Below is a description of the residues prepared and examined for each of the four horizons sampled.  

SVS‐1‐M‐Lr Dark was the first horizon processed, of which 2 kg was used (~ ¼ Gallon bag). The grains were angular and dark grey and interspersed with organic‐rich detrital fragments. After several days of picking it was decided to process a new horizon as this horizon lacked sufficient microfossil content. This particular horizon is not considered the maximum flooding surface of the Hushpuckney Shale Member. 

SVS‐1‐M‐Upr  Dark  was  processed  subsequently,  using  up  900  g  of  sediment  (~  ⅙  Gallon  bag).  These residues were darker in colour and richer in conodonts in comparison to SVS‐1‐M‐Lr Dark. However, these elements were commonly encrusted with clay/mud, making them less desirable for isotopic analysis due to the surficial contamination and also as they are more difficult to taxonomically determine. There was also a lack  of  ichthyolith  material  in  this  residue,  precluding  any  possibility  for  comparative  analysis  with  the conodont material. This horizon is also not considered the maximum flooding surface of the Hushpuckney Shale Member. 

SVS‐1‐M‐m(Darkest at top) was processed next, disaggregating 1.5 kg (~ ⅕ Gallon bag) of this shale. From the  three  Illinois  horizons  analysed,  this  was  by  far  the  richest  in  terms  of  platform  conodont  element yields,  as well  as  having  high  counts  of  ichthyolith material. Most microfossils  picked were  pristine with little  clay  encrustation.  Fragmented  (modern)  rootlets  and  lignified material were  also present.  The dark colour  of  the  grains  also  suggested  that  this  layer  is  largely  composed  of  organic  material,  which  is indicative of high fossil content. The condition of the microfossils, and their abundance both suggest that  SVS‐1‐M‐m(Darkest at top) is the maximum flooding surface of the Hushpuckney Shale Member, and future projects should focus on processing and picking it solely for the very high yields of large clean microfossils. 

ApCoDp‐3‐Upr Dark Grey Shale About 2 kg of this horizon was processed  in two batches (~ ¼ Gallon bag) and  it had been noted by a previous study to have an exceptionally high yield of conodonts. The residue had a high clay content, making the sieving difficult, but the conodonts present were satisfactory in terms of  preservation.  The  variety  of  genera  present  also  made  this  horizon  quite  favourable.  Several  other microfossils were also picked such as stick bryozoans and brachiopod valves/spines. The rich microfaunal remnants  in this horizon show that this  is most  likely the maximum flooding surface of the Nuyaka Creek Shale Member. 

P icking&Sort ingresults

Over 1000 conodont elements were picked in total (Fig. 4a‐b). Initially two bulk containers of conodonts (of several  morphological  types)  and  other  microfossils,  including  ichthyolith  material,  were  filled.  One container was  from picking  the SVS‐1‐M‐m  (Darkest  at  top)  horizon  and  the  other was  from picking  the 

6  

ApCoDp‐3‐Upr  Dark  Grey  Shale  horizon.  These  both  represent  the  richest  microfossil  bearing  horizons processed during the project.  

These two broad sample groupings were then further subdivided (generically) into appropriate samples for future  analysis  in  the  mass  spectrometer.  These  subgroupings  were:  Idiognathodus  species,  Gondolella species, broken P1 blades, Prioniodids (P), Prioniodids (M/S) and miscellaneous elements (Fig. 4c‐e). Prior to isotopic  analysis,  these  sample  cohorts  may  be  further  subdivided  according  to  degree  of  surface contamination (to see if there is a measurable difference between ‘clean’ and ‘dirty’ conodont elements), size (to see if there are any ontogenetic differences in isotopic composition within the same genus). 

 Fig. 4: Carboniferous conodont and ichthyolith material recovered for future isotopic analysis. (a) Picked, but unsorted microfossils from SVS‐1‐M‐m(Darkest at top). Each conodont element is about 750 μm long; (b) P1 elements from ApCoDp‐3 Upr DGS sorted into taxonomic groups in a cavity slide. Fine paint brush for scale; (c) Sorted Idiognathodids from ApCoDp‐3 Upr DGS, scale as per Fig. 4a; (d) Sorted Gondolella P1 elements from ApCoDp‐3 Upr DGS (ditto scale); (e) Detail of microfossils recovered from SVS‐1‐M‐m(D @ t). Two on left hand side ichthyoliths (microscopic fish teetch), top right is an Idiognathodid and bottom right is a Prioniodid. Grid squares = 1mm2. 

 

 

7  

Discussion/Conclusion

This  research  project  was  successful  in  that  conodont  microfossils  were  methodically  extracted  from Carboniferous  shale  samples, using very  careful methods which minimized  the potential  for alteration or offset of any potential original stable nitrogen values which they may preserve. Using only water and low temperature  (65°‐70°)  heating,  the  conodont  elements  will  hopefully  be  relatively  chemically  unaltered from the time they were originally buried in seafloor muds some 300 million years ago. 

The identification of the of the maximum marine flooding surfaces of both shale members was a valuable and  useful  exercise,  as  it  will  allow  future  studies  to  focus  on  processing  those  particular  horizons  to maximise microfossil yields. 

Large numbers of conodont elements, from at least three different genera, were recovered and sub‐sorted, in  preparation  for  further  stable  isotopic  analysis.  The  final  stage  of  the  project  will  be  completed  in October 2015 when the various conodont microfossil samples are processed using the nanno‐EA Mass Spec facility  in  the  Department  of  Geology  in  Trinity  College  Dublin.  I  will  travel  to  TCD  with  my  project supervisor to oversee this phase of the research work. 

Regarding  the  stable nitrogen analysis,  several questions must be asked  considering  the  reliability of  the organic nitrogen trapped  in conodont microfossils, and whether this method of mass spectrometry really reads the nitrogen solely from the elements themselves. Does any surficial sediment contamination on the elements  affect  these  results?  Analysis  of  triplicates  of  ‘dirty’  and  ‘clean’  samples,  and  comparing  the results obtained, will help  to  test  this.  It must also be considered  that over  the past 300 million years of burial, the chemical signature of the organic matter within these microfossils may have been diagenetically altered.  Temperature  and  pressure  have  long  been  known  to  alter  the  appearance  of  conodont microfossils,  resulting  in  the  creation of  a  conodont alteration  index  (Epstein et al.,  1977).  The elements picked for this project had a CAI index of approximately 1‐1.5. This is relatively low and suggests that they have never been subjected to high temperatures (over 100°), which is promising. 

Another  consideration  is  whether  the  conodont  microfossils  have  been  host  to  post‐mortem  microbial activity. As no previous work has been published in this area, it is clearly an area for further research.  

Reliable and precise isotope analysis of conodont microfossils has only really become established in the last 15 years. To date, only  stable oxygen and carbon values have been analysed and published. The present project’s attempts to record reliable stable (organic) nitrogen and carbon values from conodont elements thus  represents, potentially, a significant step  forward  in our understanding of  this enigmatic and extinct fossil grouping. Much work remains to be completed, including further refining the analytical protocol, and comparing the results obtained with coeval  fish  (ichthyolith) microfossils also present  in the shales. Once this  work  is  completed,  there  is  considerable  potential  to  further  expand  the  research  project,  which  I would like to try to pursue at postgraduate level: 

Research question:  Research strategy: 

Did the conodont group evolve palaeoecologically through geological time? 

Conodonts  existed  on  Earth  from  the  late  Cambrian  through  to  the  Late  Triassic (some  300  million  years  of  time),  and  during  this  time  they  were  an  important component  of  the  marine  realm,  including  the  zooplankton.  Analysis  of  conodont elements of different ages would allow an assessment of the trophic positioning and palaeoecology of the group during its evolution. 

Do conodont isotopic signatures vary due to heating and diagenetic alteration? 

Conodonts  belonging  to  the  same  species/genera,  but  of  differing  CAI  would  be systematically analysed to assess the effects of alteration.   

How to conodont isotopic signatures compare with coeval fossil biota? 

Various  coeval  fossil  groups,  such  as  ichthyoliths,  scolecodonts  and  palynomorphs have  the  potential  to  preserve  original  organic  carbon  and  nitrogen  signatures. Analysis of these would allow comparison with the conodont dataset. 

8  

 

Overall, during my internship I gained an invaluable understanding of the inner workings of a scientific lab environment. Hopefully, if stable nitrogen isotopic data can be successfully recovered from the picked and sorted conodont microfossils, and if the data is repeatable, a new realm of palaeobiology will be opened; the oldest fossils to be analysed for nitrogen since dinosaurs – 200+ million years older! 

 

 

References

Barham, M. 2015. Comprehending Conodonts. Geology today, 31, 74‐80.  Bearhop,  S.,  Thompson,  D.R.,  Waldron,  S.,  Russell,  I.C.,  Alexander,  G.  and  Furness,  R.W.  1999.  Stable isotopes indicate the extent of freshwater feeding cormorants Phalacrocorax carbo shot at inland fisheries in England. Journal of Applied Ecology, 36, 75‐84.  DeNiro,  M.J.  and  Epstein,  S.  1978.  Influence  of  diet  on  the  distribution  of  carbon  isotopes  in  animals, Geochimica et Cosmochimica Acta, 42, 495‐506.  DeNiro, M.J.  and  Epstein,  S.  1981.  Influence  of  diet  on  the  distribution  of  nitrogen  isotopes  in  animals, Geochimica et Cosmochimica Acta, 45, 341‐351.  Eggers, T. and Hefin Jones, T. 2000. You are what you eat…or are you? TREE, 15, 265‐266.  Epstein,  A.G.,  Epstein,  J.B.  and  Harris,  L.D.  1977.  Conodont  colour  alteration:  an  index  to  organic metamorphism. U.S. Geological Survey Professional Paper, 995, 1‐27.  Joachimski, M.M., von Bitter, P.H. and Buggisch, W. 2006. Constraints on Pennsylvanian glacioeustatic sea‐level changes using oxygen isotopes of conodont apatite. Geology, 34, 277‐280.  McCarthy,  I.D. and Waldron, S. 2000.  Identifying migratory Salmo trutta using carbon and nitrogen stable isotope ratios. Rapid Communications in Mass Spectrometry, 14, 1325‐1331.  Rooney,  A.,  Goodhue,  R.  and  Clayton,  G.  2015.  Stable  nitrogen  analysis  of  the  Upper  Devonian palynomorph, Tasminites. Palaeogeography, Palaeoclimatology, Palaeoecology, 429, 13‐21.  Rosenau,  N.A.,  Tabor,  N.J.  and  Herrmann,  A.D.  2014.  Assessing  the  palaeoenvironmental  significance  of middle‐late Pennsylvanian conodont apatite δ18O values in the Illinois Basin. PALAIOS, 29, 250‐265.  Swade,  J.W.  1985.  Conodont  distribution,  palaeoecology,  and  preliminary  biostratigraphy  of  the  upper Cherokee  and  Marmaton  groups  (upper  Desmoinesian,  middle  Pennsylvanian)  from  two  cores  in  south central Iowa. Iowa Geological Survey, 14, 1‐71.  Vennemann,  T.W.,  Fricke,  H.C.,  Blake,  R.E.,  O'Neil,  J.R.  and  Colman,  A.  2002.  Oxygen  isotope  analysis  of phosphates: a comparison of techniques for analysis of Ag3PO4. Chemical Geology, 185(3), 321‐336.