Date post: | 26-Jun-2015 |
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Tema 3.- Diagnóstico de laboratorio de las Enteroparasitosis
• Características generales de las Enteroparasitosis
• Principales protozoosis y helmintiasis intestinales
• Ciclos biológicos tipo: a) Entamoeba histolytica
b) Taenia saginata
c) Enterobius
vermicularis
d) Anquilostómidos
• Principios y utilidad de las técnicas de estudio parasitológico de heces. El examen coproparasitario
• Elementos no parasitarios de las heces
• El método de Graham
• Tracto digest humano Numerosos parásitos:
• Protozoos COMENSALES
• Helmintos PATOGENOS
• Infestación
• Vía digestiva (mayoría de casos)
• Vía cutánea
• Formas infestantes
• QUISTES / OOQUISTES Protozoos
• HUEVOS Helmintos
• LARVAS Tenias,
Triquina
ENTEROPARASITOSIS. Características generales
Mecanismos transmisión
• Infestación por FECALISMO
• Infestación por CARNIVORISMO
• Infestación s/ ciclo ANO-MANO-BOCA
• Infestación CUTANEA
ENTEROPARASITOSIS. Características generales
Mecanismos transmisión Relación con ciclo biológico
• Característico de parásitos de ciclo biológico MONOXENO
INFESTACION POR FECALISMO
HELMINTOS
• Asacaris lumbricoides• Trichuris trichiura• Hymenolepis nana
PROTOZOOS
a) PARASITOS
• Entamoeba histolytica• Giardia lamblia• Isospora belli• Cryptosporidium spp.• Balantidium coli
b) COMENSALES
• Entamoeba coli• Endolimax nana• Iodamoeba butschlii• Chilomastix mesnili• Blsatocystis hominis• Entamoeba polecki• Enterocytozoon spp.
INFESTACION POR FECALISMO
Hosp Infestado
Medio Externo
Hosp Susceptible
Formasinfestantes
(=)
Contam suelo
Ingestión Quistes Ooquistes Huevos Larvas
www./dpd.cdc.gov/dpdx
• En parásitos con ciclos biológicos complejos, con uno o varios Hosp. Intermediarios ( Ciclos HETEROXENOS)
• Entre los hospedadores existe una relación PREDADOR - PRESA
• El PREDADOR soporta al parásito en su intest, donde se realiza la f sexuada (Se comporta como Hosp DEFINITIVO)
• La Presa se infesta por fecalismo, a partir de las formas que elimina el H D con las heces (hosp intermediario)
• En el caso del hombre la infestación se adquiere por ingestión de carnes y pescados crudos, o insuficientemente cocinados
INFESTACION POR CARNIVORISMO
• Algunas especies de helmintos intestinales (s/t nematodos)
• Eliminación de: • larvas• huevos muy desarrollados
• Se transforman en LARVAS INFESTANTES (larvas filariformes)
INFESTACION por la piel
Contacto con H. Definitivo
Penetración piel
Migr viscerales
Local definitiva en intestino
• Ancylostoma duodenale• Necator americanus• Strongyloides stercoralis
Diagnóstico de laboratorio de las Enteroparasitosis
Consideraciones generales:
• Numerosas técnicas de examen coproparasitario • Finalidad diferente • Aplicación
• General• Selectiva o específica
• Utilidad en función de su capacidad para:
• Concentrar elementos parasitarios
• Cuantificar la carga parasitaria
• Evidenciar difs estadíos evolutivos
• Preparar extensiones permanentes
Diagnóstico de laboratorio de las Enteroparasitosis (2)
• IMPORTANTE:
• 1) Selección técnica(s) s/ casos
• Grupo o especies de parásitos
• Fase evolutiva
• 2) Examen de varias muestras (3) por paciente
ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES
• Evidenciación de parásitos que:
• Viven en el tracto digestivo
• Realizan su tránsito al m ext a través del mismo
• I) No todas las técnicas son adecuadas para todos los parásitos: • Importante conocer ciertos datos:
• Procedencia geográfica del enfermo• Resumen HC• Resultados otras pruebas/análisis• Información relativa a trattos recientes
• II) Un ex aislado con result negativo no tiene ningún valor eliminatorio
• III) La muestra debe ser examinada rápidamente
ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES
Para descartar una parasitosis intestinal:
• Realizar al menos 3 exámenes coproparasitarios seriados (a dias alternos)
• Tras una adecuada preparación del paciente
• Remitiendo las muestras lo mas rápidamente posible al lab
ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES
El examen PARASITOLOGICO DE HECES forma parte del ESTUDIO COPROLOGICO, mas general, que informa sobre:
• Aspecto macroscópico de las heces
• Consistencia / agua / Veloc tránsito.....
• Color (calidad/cantidad flujo biliar)
• Presencia de sangre, mucus ...... • Aspecto microscópico restos alimenticios • Presencia mucus, hematíes, leucos, céls epiteliales ...... • Presencia de parásitos (trofoz, quistes, huevos, larvas....) • Elementos micóticos, su relación o proporción con bacterias
ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES
El examen COPROPARASITARIO no resulta de utilidad cuando:
• La eliminación de los parásitos no se realiza por el intestino
• La puesta de huevos no se lleva a cabo en el intestino
• Los parásitos son inmaduros o estériles, y no dan
lugar a formas de diseminación
• Parasitismo por un único individuo (esp dioicas)
• Parasitismo reciente (fase adulta no
desarrollada)
ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES. Preparación paciente
Régimen alimenticio estricto desde 72 h antes a la recogida de la muestra ( UTOPIA ??)
Condiciones mínimas:
• Evitar medicamentos opacos no absorbibles
• Carbón vegetal• Contrastes radiológicos (papilla baritada)• Sustancias grasas (s/t supositorios)
• Evitar alimentos con muchos residuos
• Legumbres• Frutas de cutícula resistente• Vegetales con céls duras• Frutos con semillas duras y pequeñas (p ej higos)
ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES. Muestras
Considerar adecuadamente las condiciones de :
• Toma de muestra
• Asepsia?• Momento? / lugar?• Recipiente ?
• Envío de muestra
• En hospital
• Por correo
• Conservación de las muestras
• Provisional por frio (att trofozoítos amebas)
• Definitiva (soluciones fijadoras)
TECNICAS DEL EXAMEN COPROPARASITARIO
• 1) Examen directo de una pequeña porción de heces frescas
• 2) Examen después de aplicar un método de concentración
• 3) Examen de extensiones o preparaciones permanentes
Examen directo
Observación microscópica minuciosa de toda la preparación
• Objetivo seco débil (10 x)
• Objetivo seco fuerte (25-40 x)
• Habitualmente no se emplea obj de inmersión
• Importante: No diluir demasiado las muestras
TECNICAS DEL EXAMEN COPROPARASITARIO
Examen directo
Tinción Vacuolas Núcleos
SF Lugol
Movilidad (Trofozoítos)
TECNICAS DEL EXAMEN COPROPARASITARIO
2) Examen post-concentración
• Reunión en un pequeño vol los elementos parasitarios inicialmente dispersos en una gran masa de heces
• Numerosos métodos
• Ninguno evidencia todos los tipos de parásitos, (cada uno tiene sus indicaciones precisas) Métodos físicos
• Por sedimentación
• Por flotación
Métodos difásicos
• Empleo de 2 fases no miscibles Agua // Eter o Acetato etilo
METODOS DE CONCENTRACION
Métodos físicos
• Dilución minuciosa heces en líquido o solución de densidad:
• Inferior a la de los parásitos (Técnicas de sedimentación)
• Superior (Técnicas de flotación)
• Ventajas:• Realización muy simple• Precisan poco material
• Inconvenientes:• Procesos largos• Exigen mucha manipulación• No aplicables a series grandes de muestras
En ciertos casos se puede acelerar x centrifugación suave
TECNICAS DE CONCENTRACION. Mét de sedimentación simple
• Triturar las heces (10-20 g) en agua de grifo
• Poner la dil en una probeta de 250-500 cc y rellenar (agua grifo)
• Dejar reposar aprox 1 h
• Deshechar sobrenadante
• Resuspender en agua de grifo
• Dejar sedimentar 45 min
• Deshechar sobrenadante
• Repetir esta op varias veces, hasta que el sobrenadante quede transparente• Recoger y examinar el mat sedimentado. Hacer tres tomas:
• Superficie• Media altura• Fondo
TECNICAS DE CONCENTRACION. Mét de flotación
Características a considerar:
Densidad sol empleada > Dens parásitos
Concentración en superficie
Importante:
• Manipular rápidamente
• Impreg huevos operculados Sediment
• Alteración morfol huevos (Identificación)
Sedimento
Sulfato de cinz
Película superficia
l
METODOS DE CONCENTRACION
Métodos físicos. Ejemplos
Técnicas de sedimentación
• Método de sedimentación simple
• Método de Faust e Ingalls
• Sedimentación en columna alta
Técnicas de flotación
• Método de Fulleborn
• Método de Willis (flotación en salmuera)
• Método de Faust (flotación en sulfato de zinc)
METODOS DE CONCENTRACION
Métodos difásicos
• Derivados todos del mét de Telemann (1.908)
• Empleo de dos fases no-miscibles • Fase acuosa (sol. formaldehido)
• Fase éter o disolv de lípidos (Acetato de etilo)
• Los elementos fecales y los parásitos se localizan en la fase acuosa o en la interfase agua-éter, en función de una característica, el balance hidrófilo-lipófilo
METODOS DE CONCENTRACION
Métodos difásicos
• Realización :
• Dilución de las heces en agua (o el la fase acuosa)
• Adición y emulsión con el éter ( o acet de etilo)
• Centrifugación suave
• Algunos ejemplos:
• Método de Telemann
• Método de Rivas
• Método de Ritchie
• Método de Blagg, Schloegel, Mansoer y Khalaf
Eter
RestosLíp disueltos
Formalina
Sedimento
Parásitos
Restos fecales y grasa
Acetato de etilo
Formalina
Sedimento (Parásitos) 12
Incremento de la detección de Entamoeba histolytica en relación al número de muestras fecales examinadas y a las técnicas empleadas
Examen directo
Examen directo y conc por flotación
Número de exámenes
% detectado
Examen directo, conc porflotación y tinción de hematoxilina-férrica
OTROS EXAMENES DIRECTOS PARA DIAGNOSTICO DE ENTEROPARASITOSIS
Técnicas del Examen Coproparasitario. Resumen
1.- Observación macroscópica
2.- Observación microscópica
2.1.- Observación microscópica de preparaciones “en fresco” (entre porta y cubre)
• Muestras de heces directamente en SF o Lugol
• Muestras de técnicas de concentración
2.2.- Observación microscópica de preparaciones teñidas, permanentes o no, que permiten la conservación y la observación cuidadosa y detallada de los parásitos
OTROS EXAMENES DIRECTOS PARA DIAGNOSTICO DE ENTEROPARASITOSIS
TINCIONES ACIDO-ALCOHOL RESISTENTES
• Utilidad: Demostración de ooquistes de Cryptosporidium spp.
Evidenciación de Cyclospora spp.
• Aplicables a frotis de heces (tb ciertos concentrados)
• Técnicas: Las mas empleadas son la de KINYOUN y una modificación de la ZIEHL-NEELSEN
TINCION DE HEMATOXILINA-FERRICA
• Utilidad: Observación detallada de quistes, pero s/t de trofozoítos de protozoos.
Si se realiza montaje, buena colección permanente
Exige una realización cuidadosa,
COLORACIÓN DE KINYOUN (Cryptosporidium // Cyclospora)
• Fijación frotis: Metanol 30 seg •Tinción : 5 min (frio) con sol de Fuscina básica
• Fusc básica 4 g• Fenol 8 g• Etanol (95%) 90 ml• A dest 100 ml
• Lavado • a) Etanol 50%: 3-5 min• b) Agua corriente
• Decoloración: Acido sulfúrico 1%: 2 min
• Contracoloración: Azul metileno Loeffler: 1-2 min
• Azul de metileno 0,3 g• Alcohol 95% 30 ml• KOH 0,01% 100 ml
ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES.
Elementos no parasitarios de las heces
• Restos alimenticios semi-digeridos
• Células epiteliales (mucosa intestinal)
• Células sanguíneas • Leucocitos (úlceras intestinales)• Macrófagos amebas patógenas• Hematíes
• Bacterias • Hongos
Elementos no parasitarios de las heces (2)
RESTOS ALIMENTICIOS
• Tejido conjuntivo
• Fibras musculares estríadas (carne) Att tamaño /
ángulos
• Grasas neutras Glóbulos refringentes tamaño
variable
• Acidos grasos Agujas finas
• Almidón • Crudo: Granos en capas concéntricas• Céls reserva amilácea (s/ procedencia)
• Celulosa• Digerible: Masas celulósicas (céls reserva)• No digerible: Traqueídas, pelos vegetales, polen etc
CRISTALES• Origen alimentario (oxalato de calcio)• Endógeno (Ox calcio, fosfato amónico-magnésico, Charcott-Leyden) • Medicamentos
OTROS EXAMENES DIRECTOS PARA DIAGNOSTICO DE ENTEROPARASITOSIS
1.- Examen directo de líquido duodenal
• Se obtiene por sondaje duodenal o con càpsula entérica o test del cordón"“Enterotest”
• Observación
• Fresco (directo o tras centrifugación)
• Extensiones (frotis) coloreados (tinc AAR)
• Utilidad / Rendimiento
• Trofozoítos de Giardia lamblia
• Ooquistes de Isospora y Cryptosporidium
• Huevos de Fasciola hepatica
• Larvas de Strongyliodes stercoralis
2.- Técnica de Graham (Mét de la cinta adhesiva o espátula adhesiva)
• Método mas empleado para el diagnóstico de la oxiuriasis o enterobiasis (Enterobius vermicularis)
• Observación microscópica del material recogido de la zona perianal, por aplicación de una sup adhesiva (celofán o similar) • La cinta se dispone sobre un soporte rígido (depresor lengua), con la sup adhesiva hacia el exterior
• Se aplica varias veces sobre la piel, en los márgenes anales
• Se envia al laboratorio y se observa a microscopio (10X)
IMPORTANTE
• Realizar al menos 3-5 tomas antes de informar un resultado negativo
• Realizar la toma de muestra a 1ª hora por la mañana, antes de salir de la cama