TM Instructions for Use 341751A-B IMMUNOCATCH TM Norovirus REF V-ET01 INTENDED USE This kit is intended to be used to detect norovirus antigen in stool specimens to support the diagnosis of norovirus infection. INTRODUCTION Norovirus is one of the major causes of gastroenteritis world-wide, and is frequently involved in outbreaks in commercial facilities (1, 2). IMMUNOCATCH TM Norovirus is a lateral flow immunochromatographic assay, which makes it possible to detect Genogroup I and Genogroup II noroviruses in stool samples quickly and reliably (3). PRINCIPLE OF THE METHOD This product is a reagent kit designed for the detection of norovirus in stool specimens using immunochromatography. When a sample migrates by capillary action through the conjugate pad, norovirus in the specimen binds with anti-norovirus antibodies conjugated to a colloidal particle to form an antigen-antibody complex. The antigen-antibody complex migrates up the test strip and is specifically bound to the anti-norovirus antibody fixed on the membrane to generate a red line. The presence of norovirus is then determined by visual inspection of the presence of the red line. Meanwhile, anti-norovirus antibody conjugated colloidal gold, which was not consumed in the reaction, is bound to the anti-immunoglobulin antibody fixed on the control line to generate a red line, showing that reaction on the test strip was successful. CONTENTS Cassettes and specimen extraction solution are stable until the expired date printed on the label at a storage temperature of 1-30°C. Cassette･ ･ ･ ･ ･ 10 tests ・ Anti-Norovirus genogroup I mouse monoclonal antibody conjugated colloidal gold solution ・ Anti-Norovirus genogroup II mouse monoclonal antibody conjugated colloidal gold solution ・ Anti-Norovirus genogroup I mouse monoclonal antibody ・ Anti-Norovirus genogroup II mouse monoclonal antibody Specimen extraction solution (EX) * 1 ･ ･ ･ ･ ･ 2 X 5 tubes X 1mL (1 tube contains 11.9 mg of N-2-Hydroxyethylpiperazine-N’-2-ethanesulfonic acid (HEPES), 0.95 mg sodium azide) Filter tip (green, for stool specimens) ･ ･ ･ ･ ･ 10 pcs. Tube stand･ ･ ･ ･ ･ 1 pc. * 1 The notation on reagent tube cap is shown in ( ). WARNINGS AND PRECAUTIONS 1. This kit is an in vitro diagnostic reagent and should not be used for other purposes. 2. Diagnosis should not be made based on the results given by this test alone. It should be made in a comprehensive manner by taking into account the other test results, clinical symptoms and the like. 3. This kit should be used as instructed in this package insert. Use with other methods is not guaranteed. 4. All samples/specimens must be treated as potentially infectious materials. 5. All used cassettes, specimen extraction tubes and the like must be treated as potentially infectious materials after testing. 6. All operation must be conducted under the instructions of experts in handling microorganisms with preventive measures against biohazards. 7. Wear disposable gloves when performing the test to avoid infection. 8. Do not perform the test near fire as the test strips contain highly flammable nitrocellulose in the membrane. 9. The specimen extraction tubes contain a trace amount of sodium azide (<0.1%) as a preservative. Caution should be exercised to avoid eye, mouth or skin contact with sodium azide, as it is toxic. 10. In case of eye, mouth or skin contact with reagents, wash thoroughly with plenty of water and see a doctor for proper treatment if necessary. 11. In case of accidental adhesions or spills of specimens/samples, wear infection prevention equipment such as disposable gloves, masks and goggles and wipe out with paper towel, and disinfect by sodium hypochlorite solution. 12. Store the kit at room temperature and avoid exposure to direct sunlight. Do not freeze. 13. Do not use reagents that have passed their expiration date. 14. Do not remove the cassette from the aluminum bag until the time to use it. 15. Do not recycle the cassette, accessories and other contents of the kit or use them for other purposes. 16. In order to avoid mixing up the specimens, write or attach identification such as the name or barcodes on the cassettes and specimen extraction tubes. 17. Stool specimen should be used. The product is not usable with other type of specimens such as vomitus and food. 18. The instruments, waste liquid and other materials that had contact with sample (specimen) should be disinfect by sodium hypochlorite solution (available chlorine 1,000 ppm or over, soak for 1 hour or longer) or glutaraldehyde (2%, soak for 1 hour or longer), or sterilized by autoclave (121°C, 20 minutes or longer). 19. Do not use ethanol for sterilization as its inactivating action on norovirus is believed to be insufficient. 20. The specimen extraction tubes contain sodium azide (<0.1%), which may react with lead and copper piping and form explosive metal azides. Upon disposal, flush this reagent with a large volume of water. 21. As main materials, styrene-butadiene copolymer is used for the cassettes, polyethylene (PE) for the specimen extraction tubes, polypropylene (PP) for the caps, polyethylene (PE) and polypropylene (PP) for the filter tips (green, for stool specimens), paper for the kit case and the stand, polyethylene (PE) and aluminum for the bags of cassettes and specimen extraction solution and polyethylene (PE) for the bag of filter tips (green, for stool specimens). 22. Dispose of used reagents as medical waste in accordance with local regulations. 23. Unused reagents should be disposed in the same manner as used reagents. SPECIMEN COLLECTION ∙ To collect stools using swabs, swabs made of rayon should be used. ∙ Collect the defined amount of stools (20 to 50 mg, or 20 to 50 μL if watery stool), place it in the specimen extraction solution and stir thoroughly. ∙ For specimen preparation, the provided specimen extraction tube must be used. ∙ Specimens should be treated in a prompt manner according to “Specimen Collection and Preparation Method” and tested immediately after preparation. ∙ Accurate test results may not be obtained with excessive or insufficient amount of specimen. ∙ For a long period storage of the specimens, store them frozen at -20°C or lower and avoid repeated freeze-thawing. ∙ When using a frozen specimen, thaw it at room temperature and stir thoroughly before performing the test. ∙ Before use, make sure that abnormalities such as scratches, dirt, damages, or the like are not present on the specimen extraction tubes, filter tips (green, for stool specimens) or their packaging. If any abnormality is present, do not use it as expected performance may not be achieved. SPECIMEN COLLECTION AND PREPARATION METHOD 1) Remove the cap of the specimen extraction tube. 2) Collect specimens by following the procedure described below. ・ Hard stool:Rub the swab extensively against the surface of the specimen (20 to 50 mg). ・ Watery stool:Stir the specimen with the swab until the swab absorbs the specimen (20 to 50 μL). 3) Soak the swab with specimen in the specimen extraction solution, knead the swab tip over the tube and stir thoroughly to obtain a homogeneous suspension. 4) After stirring, hold the swab tip over the tube and squeeze out the sample as the swab is removed from the tube. The concentration of the stool suspension after sample preparation should be 2% to 5%. 5) Attach the filter tip (green, for stool specimens) tightly to the specimen extraction tube. PREPARATION OF REAGENTS Cassettes should be removed from the aluminum bag immediately before use and the cassette is ready for use. If cassettes were stored refrigerated, make sure that every reagent has returned to room temperature before open and then use. PRECAUTIONS FOR MEASUREMENT ∙ Do not use the kit at less than 15°C. Expected performance may not be achieved due to the influence of reaction velocity, etc. ∙ When applying the samples, the provided filter tip (green, for stool specimens) must be used. ∙ Attach the filter tip (green, for stool specimens) tightly to the specimen extraction tube. ∙ If the amount of a specimen is excessive or insufficient, accurate test results may not be obtained. Thus, exactly 3 drops of the sample must be dropped on to the sample site of the cassette. ∙ If the amount of a specimen is excessive or a significant amount of solid material is contained, the filter could become clogged. Do not filter when the filter is clogged. ∙ Before use, make sure that abnormalities such as scratches, dirt, damages, or the like are not present on the cassettes or their packaging. If any abnormality is present, do not use it as expected performance may not be achieved. ∙ If the sample could not be applied, perform the test again with a reduced amount of specimen. ∙ If the sample did not migrate, perform the test again with a diluted sample. TEST PROCEDURE 1) Remove the required number of cassettes from the aluminum bag and place them on a level surface. 2) Slowly turn the specimen extraction tube with the filter tip (green, for stool specimens) upside down, pinch the specimen extraction tube and drop three drops (90 to 135 μL) on to the sample site of the cassette. 3) Stand it for 15 minutes and keep at the room temperature appear (15°C or higher.) 4) Confirm the presence of a line that is to be present in the assessment site of the cassette (indicated with a mark of “C” and “T”). Norovirus Norovirus Assessment site Sample site Direction of migration Drop 3 drops of sample English Collect the specimen Knead the swab tip over the tube and stir thoroughly Remove the swab and attach the filter tip (green: for stool specimens)
Transcript
TM Instructions for Use
341751A-B IMMUNOCATCHTM Norovirus REF V-ET01 INTENDED USE This kit is intended to be used to detect norovirus antigen in stool specimens to support the diagnosis of norovirus infection.
INTRODUCTION Norovirus is one of the major causes of gastroenteritis world-wide, and is frequently involved in outbreaks in commercial facilities (1, 2). IMMUNOCATCHTM Norovirus is a lateral flow immunochromatographic assay, which makes it possible to detect Genogroup I and Genogroup II noroviruses in stool samples quickly and reliably (3).
PRINCIPLE OF THE METHOD This product is a reagent kit designed for the detection of norovirus in stool specimens using immunochromatography. When a sample migrates by capillary action through the conjugate pad, norovirus in the specimen binds with anti-norovirus antibodies conjugated to a colloidal particle to form an antigen-antibody complex. The antigen-antibody complex migrates up the test strip and is specifically bound to the anti-norovirus antibody fixed on the membrane to generate a red line. The presence of norovirus is then determined by visual inspection of the presence of the red line. Meanwhile, anti-norovirus antibody conjugated colloidal gold, which was not consumed in the reaction, is bound to the anti-immunoglobulin antibody fixed on the control line to generate a red line, showing that reaction on the test strip was successful.
CONTENTS Cassettes and specimen extraction solution are stable until the expired date printed on the label at a storage temperature of 1-30°C. Cassette･････10 tests
・Anti-Norovirus genogroup I mouse monoclonal antibody conjugated colloidal gold solution
・Anti-Norovirus genogroup II mouse monoclonal antibody conjugated colloidal gold solution
・Anti-Norovirus genogroup I mouse monoclonal antibody ・Anti-Norovirus genogroup II mouse monoclonal antibody
Specimen extraction solution (EX) *1･････ 2 X 5 tubes X 1mL
Filter tip (green, for stool specimens) ･････10 pcs. Tube stand･････1 pc. *1 The notation on reagent tube cap is shown in ( ).
WARNINGS AND PRECAUTIONS 1. This kit is an in vitro diagnostic reagent and should not be used for other purposes. 2. Diagnosis should not be made based on the results given by this test alone. It
should be made in a comprehensive manner by taking into account the other test results, clinical symptoms and the like.
3. This kit should be used as instructed in this package insert. Use with other methods is not guaranteed.
4. All samples/specimens must be treated as potentially infectious materials. 5. All used cassettes, specimen extraction tubes and the like must be treated as
potentially infectious materials after testing. 6. All operation must be conducted under the instructions of experts in handling
microorganisms with preventive measures against biohazards. 7. Wear disposable gloves when performing the test to avoid infection. 8. Do not perform the test near fire as the test strips contain highly flammable
nitrocellulose in the membrane. 9. The specimen extraction tubes contain a trace amount of sodium azide (<0.1%) as
a preservative. Caution should be exercised to avoid eye, mouth or skin contact with sodium azide, as it is toxic.
10. In case of eye, mouth or skin contact with reagents, wash thoroughly with plenty of water and see a doctor for proper treatment if necessary.
11. In case of accidental adhesions or spills of specimens/samples, wear infection prevention equipment such as disposable gloves, masks and goggles and wipe out with paper towel, and disinfect by sodium hypochlorite solution.
12. Store the kit at room temperature and avoid exposure to direct sunlight. Do not freeze.
13. Do not use reagents that have passed their expiration date. 14. Do not remove the cassette from the aluminum bag until the time to use it. 15. Do not recycle the cassette, accessories and other contents of the kit or use them
for other purposes. 16. In order to avoid mixing up the specimens, write or attach identification such as
the name or barcodes on the cassettes and specimen extraction tubes. 17. Stool specimen should be used. The product is not usable with other type of
specimens such as vomitus and food. 18. The instruments, waste liquid and other materials that had contact with sample
(specimen) should be disinfect by sodium hypochlorite solution (available chlorine 1,000 ppm or over, soak for 1 hour or longer) or glutaraldehyde (2%, soak for 1 hour or longer), or sterilized by autoclave (121°C, 20 minutes or longer).
19. Do not use ethanol for sterilization as its inactivating action on norovirus is believed to be insufficient.
20. The specimen extraction tubes contain sodium azide (<0.1%), which may react with lead and copper piping and form explosive metal azides. Upon disposal, flush this reagent with a large volume of water.
21. As main materials, styrene-butadiene copolymer is used for the cassettes, polyethylene (PE) for the specimen extraction tubes, polypropylene (PP) for the caps, polyethylene (PE) and polypropylene (PP) for the filter tips (green, for stool specimens), paper for the kit case and the stand, polyethylene (PE) and aluminum for the bags of cassettes and specimen extraction solution and polyethylene (PE) for the bag of filter tips (green, for stool specimens).
22. Dispose of used reagents as medical waste in accordance with local regulations. 23. Unused reagents should be disposed in the same manner as used reagents.
SPECIMEN COLLECTION ∙ To collect stools using swabs, swabs made of rayon should be used. ∙ Collect the defined amount of stools (20 to 50 mg, or 20 to 50 µL if watery stool),
place it in the specimen extraction solution and stir thoroughly. ∙ For specimen preparation, the provided specimen extraction tube must be used.
∙ Specimens should be treated in a prompt manner according to “Specimen Collection and Preparation Method” and tested immediately after preparation.
∙ Accurate test results may not be obtained with excessive or insufficient amount of specimen.
∙ For a long period storage of the specimens, store them frozen at -20°C or lower and avoid repeated freeze-thawing.
∙ When using a frozen specimen, thaw it at room temperature and stir thoroughly before performing the test.
∙ Before use, make sure that abnormalities such as scratches, dirt, damages, or the like are not present on the specimen extraction tubes, filter tips (green, for stool specimens) or their packaging. If any abnormality is present, do not use it as expected performance may not be achieved.
SPECIMEN COLLECTION AND PREPARATION METHOD 1) Remove the cap of the specimen extraction tube. 2) Collect specimens by following the procedure described below. ・Hard stool:Rub the swab extensively against the surface of the specimen (20 to
50 mg). ・Watery stool:Stir the specimen with the swab until the swab absorbs the
specimen (20 to 50 µL). 3) Soak the swab with specimen in the specimen extraction solution, knead the
swab tip over the tube and stir thoroughly to obtain a homogeneous suspension. 4) After stirring, hold the swab tip over the tube and squeeze out the sample as the
swab is removed from the tube. The concentration of the stool suspension after sample preparation should be 2% to 5%.
5) Attach the filter tip (green, for stool specimens) tightly to the specimen extraction tube.
PREPARATION OF REAGENTS Cassettes should be removed from the aluminum bag immediately before use and the cassette is ready for use. If cassettes were stored refrigerated, make sure that every reagent has returned to room temperature before open and then use.
PRECAUTIONS FOR MEASUREMENT ∙ Do not use the kit at less than 15°C. Expected performance may not be achieved
due to the influence of reaction velocity, etc. ∙ When applying the samples, the provided filter tip (green, for stool specimens)
must be used. ∙ Attach the filter tip (green, for stool specimens) tightly to the specimen extraction tube. ∙ If the amount of a specimen is excessive or insufficient, accurate test results may
not be obtained. Thus, exactly 3 drops of the sample must be dropped on to the sample site of the cassette.
∙ If the amount of a specimen is excessive or a significant amount of solid material is contained, the filter could become clogged. Do not filter when the filter is clogged.
∙ Before use, make sure that abnormalities such as scratches, dirt, damages, or the like are not present on the cassettes or their packaging. If any abnormality is present, do not use it as expected performance may not be achieved.
∙ If the sample could not be applied, perform the test again with a reduced amount of specimen.
∙ If the sample did not migrate, perform the test again with a diluted sample.
TEST PROCEDURE 1) Remove the required number of cassettes from the aluminum bag and place
them on a level surface. 2) Slowly turn the specimen extraction tube with the filter tip (green, for stool
specimens) upside down, pinch the specimen extraction tube and drop three drops (90 to 135 µL) on to the sample site of the cassette.
3) Stand it for 15 minutes and keep at the room temperature appear (15°C or higher.) 4) Confirm the presence of a line that is to be present in the assessment site of the
cassette (indicated with a mark of “C” and “T”).
Norovirus
Norovirus
Assessment site Sample site
Direction of migration
Drop 3 drops of sample
English
Collect the specimen
Knead the swab tip over the tube and stir
thoroughly
Remove the swab and attach the filter tip
(green: for stool specimens)
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PRECAUTIONS FOR ASSESSMENT ∙ Assessment must be conducted at 15 minutes of reaction time as, by the nature of
the measurement principle (immunochromatography), the reaction and coloration continue and progress slightly even after 15 minutes.
∙ Although the time and strength of the coloration of the lines may vary depending on the reaction temperature and the property of the specimen, that does not affect the assessment results.
∙ Occasionally, broken lines can appear. However, the test result is valid as long as a red line is present.
∙ The color tone of the line may vary depending on the color tone and property of the specimen. However, the test result is valid as long as a red line is present.
∙ If the color tone does not contain red (e.g. black), the rest result is invalid. Another test should be performed.
∙ If the amount of the specimen is excessive or the specimen has a high viscosity, it may affect the migration of the sample and/or the reaction, resulting in weak coloration, delayed or no development of line or nonspecific reaction due to retention of the specimen. If any of these is observed, the test should be performed again with a sample diluted by fresh specimen extraction solution.
∙ If no control line appears, the assessment is invalid. The test should be performed again with a sample diluted by fresh specimen extraction solution.
RESULTS Assessment should be promptly conducted at 15 minutes from the start of reaction. Observe the assessment site and assess the result by the presence of a red line as described below. 1) Positive: Positive result is given if both red control line and test line are present at
the assessment site. Positive result can be given when both lines are present before the end of the reaction time.
2) Negative: Negative result is given if only a red control line is present at the assessment site.
3) Invalid: The test is considered to be invalid if a control line is not present regardless of the presence of a test line.
LIMITATIONS ∙ Diagnosis should not be made based on the results given by this test alone. It
should be made in a comprehensive manner by taking into account the other test results, clinical symptoms and the like.
∙ If invalid results repeated with the same specimens, centrifuge the sample (3,000 x g, 5 min) and use the 100 µL supernatant as a sample. The valid test results may be obtained.
∙ Negative results do not necessarily guarantee the absence of norovirus (antigen). ∙ If the specimen is high-colored, membrane may be colored and affect the
assessment. ∙ In-house tests were conducted to investigate the influences of hemoglobin (500
mg/dL), lipemia (3,000 formazin turbidity units), barium sulfate (10%) and absorbent of disposable nappy, which showed no influence on the assessment results.
PERFORMANCE CHARACTERISTICS 1. Sensitivity
This kit shows positive results when tested with Genogroup I positive quality control samples (5 ng/mL) and Genogroup II positive quality control samples (0.5 ng/mL) by the specified operation procedures.
2. Accuracy This kit shows positive results when tested with Genogroup I or Genogroup II positive quality control samples of known concentration and showed negative results when tested with negative quality control samples by the specified operation procedures.
3. Within-run reproducibility The kit shows all positive results when tested with Genogroup I or Genogroup II positive quality control samples of known concentration three times simultaneously and showed all negative results when tested with negative quality control samples three times by the specified operation procedures.
4. Correlation 1) Correlation with other product 1 (immunochromatography method)
Other product 1
(Immunochromatography) Positive Negative Total
IMMUNOCATCHTM Norovirus
Positive 80 42*2 122Negative 2*3 137 139
Total 82 179 261
Positive result consistency: 97.6% (80/82) Negative result consistency: 76.5% (137/179) Overall results consistency: 83.1% (217/261)
*2 Forty two specimens with discrepant test results (positive by IMMUNOCATCHTM Norovirus and negative by other product 1) were reexamined by the RT-PCR method, in which all specimens tested positive.
*3 Two specimens with discrepant test results (negative by IMMUNOCATCHTM Norovirus and positive by other product 1) were reexamined by the RT-PCR method, in which all specimens tested negative.
2) Correlation with other product 2 (ELISA method)
Other product 2
(ELISA) Positive Negative Total
IMMUNOCATCHTM Norovirus
Positive 71 51*4 122Negative 0 139 139
Total 71 190 261
Positive result consistency: 100.0% (71/71) Negative result consistency: 73.2% (139/190) Overall results consistency: 80.5% (210/261)
*4 Fifty one specimens with discrepant test results (positive by IMMUNOCATCHTM Norovirus and negative by other product 2) were reexamined by the RT-PCR method, in which all specimens tested positive.
3) Correlation with RT-PCR (reference)
RT-PCR
Positive Negative Total
IMMUNOCATCHTM Norovirus
Positive 174 2*5 176 Negative 28*6 283 311
Total 202 285 487
Positive result consistency: 86.1% (174/202) Negative result consistency: 99.3% (283/285) Overall results consistency: 93.8% (457/487)
*5 Two RT-PCR negative samples tested false-positive with IMMUNOCATCHTM
Norovirus. *6 Twenty-eight RT-PCR positive samples tested false-negative with IMMUNOCATCHTM
Norovirus possibly due to the difference in detection sensitivity between the testing methods.
Note) (1) RT-PCR detects viral genes; the test may be affected by sample storage and
transport conditions. (2) Correlation tests may be affected by the size of the study population, sampling
method and ratio of positive to negative samples in the study population. Therefore, tests performed under different conditions cannot be compared directly.
5. Cross-reactivity
1) Bacteria No cross-reactivity was observed with the following pathogens causing diarrhea, indigenous bacteria or various bacteria causing nosocomial infections and opportunistic infection (1.5×108 CFU/mL). Salmonella Enteritidis, Salmonella Typhimurium, Bacillus cereus, Campylobacter coli, Campylobacter jejuni, Citrobacter freundii, Clostridium perfringens, Enterococcus faecalis, Klebsiella pneumoniae, Haemophilus influenzae, Listeria monocytogenes, Proteus mirabilis, Pseudomonas aeruginosa, Serratia marcescens, Shigella flexneri, Shigella sonnei, Vibrio parahaemolyticus, Escherichia coli O157, Escherichia coli O111, Escherichia coli O26, Vibrio cholerae
2) Virus No cross-reactivity was observed with the following virus causing gastroenteritis. Rotavirus A (1.84×106 copies/g stool) Rotavirus C (4.16×108 copies/g stool) Adenovirus 41 (3.13×109 copies/g stool) Astrovirus (3.75×108 copies/g stool) Sapovirus (5.11×108 copies/g stool)
6. Interfering Substances In-house tests were conducted to investigate the influences of hemoglobin (500 mg/dL), lipemia (3,000 formazin turbidity units), barium sulfate (10%) and absorbent of disposable nappy, which showed no influence on the assessment results.
PRODUCT CODE, PRODUCT NAME & STORAGE Product code Product name Contents Storage
V-ET01 IMMUNOCATCHTM Norovirus 10 tests 1-30°C
REFERENCE 1. Division of Viral Diseases, National Center for Immunization and Respiratory
Diseases, Centers for Disease Control and Prevention: Updated norovirus outbreak management and disease prevention guidelines. MMWR Recomm Rep., 60(RR-3): 1-18, 2011.
2. MacCannell T., et al.: Infect Control Hosp Epidemiol. 32: 939-69, 2011. 3. Yamazaki T., et al.: Kansenshogaku Zasshi, 87: 27-32, 2013.
WELLKANG TECH CONSULTING Suite B, 29 Harley Street, London, W1G 9QR, UK
(Date of revision: 2015-06-30)
(EKN)
Control line Test line
Up to 15minutes
At 15 minutes
At 15 minutes
At 15 minutes
Positive
Negative
Invalid (Reexamination)
Invalid (Reexamination)
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Notice d'utilisation
341751A-B
TM
IMMUNOCATCHTMNorovirus RÉFV‐ET01 UTILISATIONCe kit sert à détecter l'antigène Norovirus dans les échantillons de selles pour le diagnostic d'infection à Norovirus. INTRODUCTIONLe norovirus est l’une des causes majeures de gastroentérites dans le monde entier. Il est couramment incriminé dans des épidémies survenant dans les installations commerciales (1, 2). IMMUNOCATCHTM Norovirus est un test immunochromatographique à flux latéral qui permet de détecter, de manière fiable et rapide, des Norovirus de génogroupe I et II dans les échantillons de selles (3). PRINCIPEDELAMÉTHODECe produit est un kit de réactifs conçu pour détecter par immunochromatographie la présence de Norovirus dans des échantillons de selles. Lorsqu'un échantillon migre par capillarité vers le conjugué, les norovirus présents dans l'échantillon se lient aux anticorps anti-norovirus conjugué avec les particules colloïdale pour former des complexes antigène-anticorps. Ces complexes antigène-anticorps migrent le long de la bandelette du test et se lient spécifiquement à l'anticorps anti-norovirus fixé sur la membrane, produisant ainsi une ligne rouge. La présence du norovirus est ensuite déterminée par la vérification visuelle de la présence d'une ligne rouge. Entre-temps, l'anticorps anti-norovirus conjugué aux particules d'or colloïdal, non consommé dans la réaction, se lie à l'anticorps anti-immunoglobuline qui est fixé sur la ligne de contrôle, générant ainsi une ligne rouge qui démontre que la réaction sur la bandelette de test est positive. COMPOSITIONLes cassettes et la solution d'extraction restent stables jusqu'à la date de péremption imprimée sur l'étiquette à condition qu'elles soient conservées à une température comprise entre 1°C et 30°C. Cassette･････10 tests
・Anticorps monoclonal murin conjugué à de l'or colloïdal et dirigé contre le norovirus de génogroupe I
・Anticorps monoclonal murin conjugué à de l'or colloïdal et dirigé contre le norovirus de génogroupe II
・Anticorps monoclonal murin dirigé contre le norovirus de génogroupe I ・Anticorps monoclonal murin dirigé contre le norovirus de génogroupe II
Solution d'extraction･(EX) *1････ 2 x 5 tubes x 1mL
Filtre (vert, pour échantillons de selles) ･････10 unités
Support tube･････1 unité *1 La notation sur le bouchon du tube réactif est indiquée en ( ). MISESENGARDEETPRÉCAUTIONS1. Ce kit est un test de diagnostic in vitro et ne doit pas servir à d'autres fins. 2. Le diagnostic ne doit pas être établi en se basant uniquement sur les résultats de
ce test. Il doit être effectué en tenant compte des autres résultats de test, des symptômes cliniques et de toutes autres données.
3. Le présent kit doit être utilisé conformément aux instructions de sa notice d'utilisation. Toute utilisation du test selon des méthodes différentes implique l’absence de garantie.
4. Tous les échantillons doivent être traités comme potentiellement infectieux. 5. Toutes les cassettes, tous les tubes avec solution d'extraction, etc. doivent être
traités, après l'exécution du test, comme du matériel potentiellement infectieux. 6. Toutes les opérations doivent se dérouler sous le contrôle d'experts spécialisés
dans la manipulation de micro-organismes et en adoptant des mesures préventives contre les risques biologiques.
7. Porter des gants jetables durant l'exécution du test afin d'éviter toute infection. 8. Ne pas réaliser le test à proximité de flammes, car la membrane des bandelettes
de test contient de la nitrocellulose hautement inflammable. 9. Les tubes d'extraction contiennent des traces d'azoture de sodium (<0.1%)
comme conservateur. Procéder avec précaution afin d'éviter tout contact de l'azoture de sodium avec la peau, les yeux ou la bouche ; ce produit étant toxique.
10. Si des réactifs entrent en contact avec la peau, les yeux ou la bouche, laver abondamment à l'eau et consulter un médecin pour tout traitement si nécessaire.
11. En cas d'adhérence ou de déversement accidentels d'échantillons, porter un équipement de protection contre les infections (masques, lunettes et gants jetables) ; essuyer avec du papier et désinfecter avec une solution d'hypochlorite de sodium.
12. Conserver le kit à température ambiante et éviter toute exposition directe au soleil. Ne pas congeler.
13. Ne pas utiliser de réactifs dont la date de péremption est expirée. 14. Retirer la cassette de son sachet aluminium uniquement au moment de l'utiliser. 15. Ne pas recycler la cassette, les accessoires, et tout autre élément du kit ; ne pas
les utiliser à d'autres fins. 16. Pour éviter de mélanger les échantillons, écrire un nom ou appliquer un
code-barres permettant d'identifier les cassettes et les tubes d'extraction. 17. Seuls des échantillons de selles doivent être utilisés. Le produit est inutilisable
avec d'autres types d'échantillons tels que les vomissures et les aliments. 18. Les instruments, les déchets liquides et toute autre matière entrant en contact
avec l'échantillon doivent être désinfectés avec une solution d'hypochlorite de sodium (avec du chlore à partir de 1,000 ppm, faire tremper 1 heure minimum) ou avec du glutaraldéhyde (2%, faire tremper 1 heure minimum) ; ils peuvent aussi être stérilisés en autoclave (121°C, 20 minutes minimum).
19. Ne pas utiliser d'éthanol pour stériliser, car son effet inactivant sur le Norovirus est considéré comme insuffisant.
20. Les tubes d'extraction contiennent de l'azoture de sodium (<0.1%), lequel peut réagir avec leplomb et le cuivre des canalisations et générer des azotures
métalliques explosifs. Éliminer le réactif avec une grande quantité d'eau. 21. Les principaux matériaux utilisés sont les suivants : copolymère
styrène-butadiène pour les cassettes, polyéthylène (PE) pour les tubes d'extraction, polypropylène (PP) pour les bouchons, polyéthylène (PE) et polypropylène (PP) pour les filtres (verts, pour échantillons de selles), papier pour la boîte du kit et pour le support, polyéthylène (PE) et aluminium pour les sachets des cassettes et la solution d'extraction et polyéthylène (PE) pour le sachet des filtres (verts, pour échantillons de selles).
22. Éliminer les réactifs usagés en tant que déchets médicaux, conformément aux réglementations locales.
23. Éliminer les réactifs inutilisés de la même manière que les réactifs usagés. RECUEILDESÉCHANTILLONS∙ Pour recueillir les selles à l'aide d'écouvillons, utiliser des écouvillons à embout en
Rayonne. ∙ Recueillir la quantité de selles déterminée (20 à 50 mg ou 20 à 50 µL en cas de
selles aqueuses) ; la déposer dans la solution d'extraction puis bien agiter. ∙ Il faut utiliser le tube d'extraction fourni pour préparer l'échantillon. ∙ Les échantillons doivent être traités rapidement selon la « Méthode de recueil et de
préparation des échantillons » et doivent être testés immédiatement après avoir été préparés.
∙ Une quantité excessive ou insuffisante d'échantillon risque d'engendrer des résultats approximatifs.
∙ Pour une conservation prolongée des échantillons, les congeler à partir de -20°C et éviter de les congeler et décongeler plusieurs fois.
∙ Décongeler l'échantillon en le ramenant à température ambiante et bien le mélanger avant d'exécuter le test.
∙ Avant toute utilisation, s'assurer que les tubes d'extraction, les filtres (verts, pour échantillons de selles) ou l'emballage ne présentent aucun signe de détérioration (éraflures, saleté, endommagement, etc.). En cas d'anomalie, ne jamais utiliser le kit sous peine de ne pas obtenir les performances attendues.
MÉTHODEDERECUEILETDEPRÉPARATIONDESÉCHANTILLONS
1) Retirer le bouchon du tube d'extraction. 2) Recueillir les échantillons en procédant comme indiqué ci-après.
・Selles dures : frotter l'écouvillon sur toute la surface de l'échantillon (de 20 à 50 mg).
・Selles aqueuses : remuer l'échantillon avec l'écouvillon jusqu'à ce que ce dernier absorbe l'échantillon (de 20 à 50 µL).
3) Introduire l'écouvillon avec l'échantillon dans la solution d'extraction, frotter le bout de l'écouvillon sur le tube et bien mélanger pour obtenir une suspension homogène.
4) Après avoir mélangé, maintenir l’extrémité l'écouvillon au-dessus du tube et essorer l'écouvillon tout en le retirant du tube. La concentration de la suspension de selles, après avoir préparé l'échantillon, doit être comprise entre 2 et 5%.
5) Fixer fermement le filtre (vert, pour échantillons de selles) au tube d'extraction.
PRÉPARATIONDESRÉACTIFS
Ne retirer la cassette de son sachet d'aluminium qu'au moment de son utilisation ; elle est prête à l'emploi. Si les cassettes sont conservées au réfrigérateur, s'assurer que chaque réactif est de nouveau à température ambiante avant d'être ouvert et utilisé.
PRÉCAUTIONSPOURLAMESURE∙ Ne pas utiliser le kit à une température inférieure à 15°C sous peine de ne pas
atteindre les performances attendues en matière de vitesse de réaction, etc. ∙ Appliquer les échantillons en utilisant le filtre fourni (vert, pour échantillons de
selles). ∙ Fixer fermement le filtre (vert, pour échantillons de selles) au tube d'extraction. ∙ Une quantité excessive ou insuffisante d'échantillon risque d'engendre des
résultats approximatifs. Par conséquent, 3 gouttes d'échantillon exactement doivent être déposées sur le puits de la cassette.
∙ Une quantité excessive d'échantillon ou une teneur importante en matière solide dans l'échantillon peuvent obstruer le filtre. Ne pas filtrer lorsque le filtre est obstrué.
∙ Avant toute utilisation, s'assurer que les cassettes ou leur emballage ne présentent aucune anomalie (éraflures, saleté, détérioration, etc.). En cas d'anomalie, ne jamais utiliser le kit sous peine de ne pas obtenir les performances escomptées.
∙ Si l'échantillon n'a pas pu être appliqué, répéter le test avec une quantité réduite d'échantillon.
∙ Si l'échantillon n'a pas migré, répéter le test avec un échantillon dilué.
PROCÉDUREDETEST1) Retirer le nombre nécessaire de cassettes du sachet aluminium et les placer sur
une surface plane. 2) Agiter de base en haut lentement le tube d'extraction avec le filtre (vert, pour
échantillons de selles), pincer le tube d'extraction et déposer trois gouttes (de 90 à 135 µL) sur le puits de la cassette.
3) Laisser reposer 15 minutes à température ambiante (à partir de 15°C). 4) Vérifier la présence d'une ligne dans la fenêtre d'évaluation de la cassette
(indiquée par « C » ou « T »).
ecimen Collection Recueil de l’échantillon Frotter le bout de
l'écouvillon sur le tube et bien
mélanger
Retirer l’écouvillon et fixer le filtre (vert, pour
échantillon de selles)
Français
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PRÉCAUTIONSPOURLALECTUREDUTEST∙ Lire le test au bout de 15 minutes de temps de réaction, car, du fait du principe de
la mesure (immunochromatographie), la réaction et la coloration continuent d'évoluer légèrement même après 15 minutes.
∙ Bien que le temps et l'intensité de coloration des lignes puissent varier selon la température de réaction et les propriétés de l'échantillon, cela n'affecte pas les résultats de l'évaluation.
∙ Des lignes discontinues peuvent apparaître parfois. Toutefois, le résultat du test est valable tant qu'une ligne rouge est présente.
∙ La couleur de la ligne peut varier en fonction de la couleur et des propriétés de l'échantillon. Toutefois, le résultat du test est valable tant qu'une ligne rouge est présente.
∙ Si la couleur ne contient pas de rouge (ex. noir), le résultat du test n'est pas valable. Il faut effectuer un autre test.
∙ Une quantité excessive ou une viscosité élevée de l'échantillon peuvent affecter la migration de l'échantillon et/ou la réaction, d'où une coloration faible et retardée, l'absence de développement d'une ligne ou encore une réaction non spécifique due à la rétention de l'échantillon. Si l'un des cas cités survient, il faut répéter le test avec un échantillon dilué par une nouvelle solution d'extraction.
∙ Si aucune ligne de contrôle n'apparaît, l'évaluation n'est pas valable. Il faut alors répéter le test avec un échantillon dilué par une nouvelle solution d'extraction.
RÉSULTATSDUTESTLa lecture du test doit être réalisée précisémment 15 minutes après le début de la réaction. Examiner la fenêtre de lecture et déterminer le résultat en présence d'une ligne rouge, comme indiqué ci-après : 1) Positif : le résultat est positif lorsque les deux lignes rouges de test et de contrôle
sont présentes dans la fenêtre. Il est possible d'attribuer un résultat positif dès que les deux lignes apparaissent avant la fin du temps de réaction.
2) Négatif : le résultat est négatif s'il n'y a qu'une ligne de contrôle rouge dans la fenêtre.
3) Incorrect : le test n’est pas validé lorsque la ligne de contrôle est absente, indépendamment de la présence de la ligne de test.
LIMITES∙ Le diagnostic ne doit pas être établi en se basant uniquement sur les résultats de
ce test. Il doit s'effectuer de manière globale en tenant compte d'autres résultats de test, de symptômes cliniques et d'autres données.
∙ Si des résultats incorrects persistent avec les mêmes échantillons, centrifuger l’échantillon (3,000 x g, 5 min) et utiliser 100 µL de surnageant pour le test. Les résultats de test obtenus pourraient s'avérer validés.
∙ Des résultats négatifs ne garantissent pas nécessairement l'absence de norovirus (antigène).
∙ Si l'échantillon est très coloré, la membrane peut se colorer et affecter la lecture. ∙ Des tests internes menés pour étudier l'impact de l'hémoglobine (500 mg/dL), de la
lipémie (3,000 unités de turbidité utilisant la formazine comme étalon), du sulfate de baryum (10%) et du matériau absorbant de couche jetable, ont démontré l'absence de tout impact sur les résultats de l'évaluation.
PERFORMANCES1. Sensibilité
Ce kit donne des résultats positifs lorsqu'il est testé avec des échantillons de contrôle qualité positifs génogroupe I (5 ng/mL) et des échantillons de contrôle qualité positifs génogroupe II (0.5 ng/mL) selon les procédures spécifiées.
2. Précision Ce kit donne des résultats positifs lorsqu'il est testé avec des échantillons de contrôle qualité positifs génogroupe I ou génogroupe II ayant une concentration connue ; il donne des résultats négatifs lorsqu'il est testé avec des échantillons de contrôle qualité négatifs selon les procédures spécifiées.
3. Reproductibilité intra-essai Ce kit donne des résultats totalement positifs lorsqu'il est testé en triple avec des échantillons de contrôle qualité positifs génogroupe I ou génogroupe II de concentration connue; il donne des résultats totalement négatifs lorsqu'il est testé avec des échantillons de contrôle qualité négatifs testés en triple selon les procédures spécifiées.
4. Corrélation 1) Corrélation avec un autre test 1 (méthode d'immunochromatographie)
*2 Quarante-deux échantillons avec des résultats discordants (positifs avec
IMMUNOCATCHTM Norovirus et négatifs avec un autre test 1) ont été réexaminés avec la méthode RT-PCR, avec laquelle tous les échantillons se sont avérés positifs.
*3 Deux échantillons avec des résultats discordants (négatifs avec IMMUNOCATCHTM Norovirus et positifs avec un autre test 1) ont été réexaminés avec la méthode RT-PCR, avec laquelle tous les échantillons se sont avérés négatifs.
2) Corrélation avec un autre test 2 (méthode ELISA)
*4 Cinquante et un échantillons avec des résultats discordants (positifs avec
IMMUNOCATCHTM Norovirus et négatifs avec un autre test 2) ont été réexaminés avec la méthode RT-PCR, avec laquelle tous les échantillons se sont avérés positifs.
*5 Deux échantillons positifs avec IMMUNOCATCHTM Norovirus /négatifs avec
RT-PCR se sont avérés être des faux positifs avec IMMUNOCATCHTM Norovirus. *6 Vingt-huit échantillons négatifs avec IMMUNOCATCHTM Norovirus/positifs avec
RT-PCR se sont avérés être des faux négatifs avec IMMUNOCATCHTM Norovirus, probablement en raison du fait que la sensibilité de détection varie selon les méthodes de test.
Remarque) (1) RT-PCR décèle les gènes viraux ; les conditions de transport et de stockage de
l’échantillon peuvent influer sur le test. (2) Les tests de corrélation varient selon l’effectif de la population étudiée, la
méthode d’échantillonnage et la proportion d’échantillons positifs/négatifs chez la population étudiée. Par conséquent, les tests qui sont réalisés dans des conditions différentes ne peuvent pas être comparés directement.
5. Réactions croisées
1) Bactéries Aucune réaction croisée n'a été observée avec les bactéries pathogènes causant la diarrhée, les bactéries indigènes ou les différentes bactéries causant des infections nosocomiales ou opportunistes (1.5×108 CFU/mL), mentionnées ci-dessous. Salmonella Enteritidis, Salmonella Typhimurium, Bacillus cereus, Campylobacter coli, Campylobacter jejuni, Citrobacter freundii, Clostridium perfringens, Enterococcus faecalis, Klebsiella pneumoniae, Haemophilus influenzae, Listeria monocytogenes, Proteus mirabilis, Pseudomonas aeruginosa, Serratia marcescens, Shigella flexneri, Shigella sonnei, Vibrio parahaemolyticus, Escherichia coli O157, Escherichia coli O111, Escherichia coli O26, Vibrio cholerae
2) Virus Aucune réactivité croisée n'a été observée avec les virus causant la gastroentérite, mentionnés ci-dessous : Rotavirus A (1.84×106 copies/g de selles) Rotavirus C (4.16×108 copies/g de selles) Adenovirus 41 (3.13×109 copies/g de selles) Astrovirus (3.75×108 copies/g de selles) Sapovirus (5.11×108 copies/g de selles)
6. SUBSTANCES INTERFÉRENTES Des tests internes menés pour étudier l'impact de l'hémoglobine (500 mg/dL), de la lipémie (3,000 unités de turbidité utilisant la formazine comme étalon), du sulfate de baryum (10%) et du matériau absorbant de couche jetable, ont démontré l'absence de tout impact sur les résultats de l'évaluation.
Ligne de contrôle Ligne de test
Jusqu’à 15 minutes après
Au bout de 15 minutes
Positif
Négatif
Incorrect
Incorrect
Au bout de 15 minutes
Au bout de 15 minutes
Norovirus
Norovirus
Direction of migration
Fenêtre de lecture Puits
Déposer 3 gouttes d’échantillon
Sens de migration
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(EKN)
CODEPRODUIT,DESIGNATION&CONSERVATIONCode produit Désignation Conditonnement Conservation
V-ET01 IMMUNOCATCHTM Norovirus 10 tests 1°C à 30°C
RÉFÉRENCE1. Division of Viral Diseases, National Center for Immunization and Respiratory
Diseases, Centers for Disease Control and Prevention: Updated norovirus outbreak management and disease prevention guidelines. MMWR Recomm Rep., 60(RR-3): 1-18, 2011.
2. MacCannell T., et al.: Infect Control Hosp Epidemiol. 32: 939-69, 2011. 3. Yamazaki T., et al.: Kansenshogaku Zasshi, 87: 27-32, 2013.
WELLKANG TECH CONSULTING Suite B, 29 Harley Street, London, W1G 9QR, UK
(Date de révision: 2015-06-30)
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Gebrauchsanweisung
341751A-B
TM
IMMUNOCATCHTMNorovirus REFV‐ET01 BESTIMMUNGSGEMÄSSEVERWENDUNGDieses Kit dient dem Nachweis des Norovirus-Antigens in Stuhlproben, um die Diagnose einer Infektion mit dem Norovirus zu unterstützen. EINFÜHRUNGDas Norovirus stellt weltweit eine der Hauptursachen der Gastroenteritis dar; dabei kommt es nicht selten zu einer Massenvermehrung dieses Virus in öffentlichen Einrichtungen (1, 2). IMMUNOCATCHTM Norovirus ist ein immunchromatographischer Membrantest, der den schnellen und zuverlässigen Nachweis von Noroviren der Genogruppe I und Genogruppe II in Stuhlproben ermöglicht (3). PRINZIPDERMETHODEBei diesem Produkt handelt es sich um ein Reagenzkit zum Nachweis des Norovirus in Stuhlproben mittels Immunchromatographie. Wenn eine Probe mittels Kapillareffekt durch das Konjugatfeld migriert, bindet das Norovirus an Anti-Norovirus-Antikörper, die mit einem Kolloidpartikel konjugiert sind, um einen Antigen-Antikörper-Komplex zu bilden. Der Antigen-Antikörper-Komplex migriert auf dem Teststreifen und wird spezifisch an den Anti-Norovirus-Antikörper gebunden, der auf der Membran immobilisiert ist, um eine rote Linie zu erzeugen. Das Vorliegen des Norovirus wird dann anhand des Sichtbarwerdens einer roten Bande visuell abgelesen. In der Zwischenzeit hat der Anti-Norovirus-Antikörper, konjugiert mit kolloidalem Gold, das durch die Reaktion nicht verbraucht wurde, an den Anti-Immunglobulin-Antikörper gebunden, der an der Kontrolllinie fixiert ist, um eine rote Linie zu erzeugen, die anzeigt, dass die Reaktion des Teststreifens erfolgreich war. INHALTKassetten und Probenextraktionslösung sind bei einer Lagertemperatur von 1-30°C bis zu dem auf dem Etikett aufgedruckten Verfallsdatum stabil. Kassette･････10 Tests
・ Anti-Norovirus Genogruppe I Maus monoklonaler Antikörper konjugierte kolloidale Goldlösung
・ Anti-Norovirus Genogruppe II Maus monoklonaler Antikörper konjugierte kolloidale Goldlösung
・Anti-Norovirus Genogruppe I Maus monoklonaler Antikörper ・Anti-Norovirus Genogruppe II Maus monoklonaler Antikörper
Probenextraktionslösung･(EX) *1････ 2 X 5 Röhrchen X 1mL
Röhrchengestell･････1 Stück *1 In ( ) ist die Beschriftung angegeben, die sich auf der Kappe des Reagenzröhrchens befindet. WARNHINWEISEUNDVORSICHTSMASSNAHMEN1. Bei diesem Kit handelt es sich um ein In-vitro Diagnostikreagenz und darf nicht
für andere Zwecke benutzt werden. 2. Eine Diagnose sollte nicht ausschließlich auf Grundlage der Testergebnisse
gestellt werden. Sie sollte auf umfassende Art und Weise gestellt werden und andere Testergebnisse, klinische Symptome und ähnliches mit einbeziehen.
3. Dieses Kit sollte gemäß den Anweisungen der Packungsbeilage benutzt werden. Für die Verwendung mit anderen Methoden kann keine Garantie übernommen werden.
4. Alle Proben müssen wie potentiell infektiöse Materialien behandelt werden. 5. Alle benutzten Kassetten, Probenextraktionsröhrchen und ähnliches müssen
nach dem Testen wie potentiell infektiöse Materialien behandelt werden. 6. Die gesamte Durchführung muss entsprechend den Anweisungen von
Fachpersonal für die Handhabung von Mikroorganismen erfolgen, unter Berücksichtigung geeigneter Vorsorgemaßnahmen hinsichtlich biologischer Gefahren.
7. Tragen Sie Einweghandschuhe beim Ausführen der Tests, um Infektionen zu vermeiden.
8. Führen Sie die Tests nicht in Nähe von Feuer aus, da die Teststreifen hochentzündliche Nitrocellulose in der Membran enthalten.
9. Die Probenextraktionsröhrchen enthalten Spuren von Natriumazid (<0.1%) als Konservierungsstoff. Seien Sie vorsichtig und vermeiden Sie Augen-, Mund oder Hautkontakt mit Natriumazid, da es giftig ist.
10. Falls Augen, Mund oder die Haut mit Reagenzien in Kontakt gekommen sind, sollten die betroffenen Stellen mit reichlich Wasser abgespült werden und gegebenenfalls ein Arzt für eine angemessene Behandlung aufgesucht werden.
11. Tragen Sie für den Fall versehentlicher Kontamination oder eines Verschüttens der Proben einen Schutz zur Infektionsvorbeugung wie etwa Einweghandschuhe, Masken und Schutzbrillen. Wischen Sie diese mit Papiertüchern aus und desinfizieren Sie mit Natriumhypochloritlösung.
12. Lagern Sie das Kit bei Zimmertemperatur und schützen Sie es vor direkter Sonneneinstrahlung. Nicht einfrieren.
13. Keine Reagenzien verwenden, deren Verfallsdatum überschritten ist. 14. Die Kassette erst vor der unmittelbaren Benutzung aus ihrem Aluminiumbeutel
herausnehmen. 15. Die Kassette, das Zubehör und andere Inhalte des Kits nicht recycelen oder diese
für andere Zwecke benutzen. 16. Um ein Verwechseln der Proben zu vermeiden, schreiben Sie die Namen auf die
Kassetten und Probenextraktionsröhrchen und/oder bringen Sie eine Identifikation, wie etwa einen Barcode, an.
17. Es sollten Stuhlproben benutzt werden. Das Produkt ist mit anderen Arten von Proben wie etwa Erbrochenem und Nahrung nicht brauchbar.
18. Die Instrumente, Abfallflüssigkeiten und andere Materialien, die mit den Proben in Kontakt gekommen sind, sollten mit Natriumhypochloritlösung (erhältliches
Chlorgehalt 1,000 ppm oder höher, für 1 Stunde oder länger einweichen) oder mit Glutaraldehyd (2%, für 1 Stunde oder länger einweichen) desinfiziert oder im Autoklav (121°C, 20 Minuten oder länger) sterilisiert werden.
19. Benutzen Sie zur Sterilisation kein Ethanol, da seine abtötende Wirkung auf das Norovirus als unzureichend gilt.
20. Die Probeextraktionsröhrchen enthalten Natriumazid (<0.1%), das mit Blei- oder Kupferrohren reagieren und explosive Metallazide bilden kann. Bei der Entsorgung dieses Reagenzes mit viel Wasser nachspülen.
21. Als Hauptmaterialien wurde Styren-Butadien-Copolymer für die Kassetten, Polyethylen (PE) für die Probenextraktionsröhrchen, Polypropylen (PP) für die Kappen, Polyethylen (PE) und Polypropylen (PP) für die Filterspitzen (grün, für Stuhlproben), Papier für den Karton des Kits und das Gestell, Polyethylen (PE) und Aluminium für die Beutel der Kassetten und Probenextraktionslösung und Polyethylen (PE) für die Beutel der Filterspitzen (grün, für Stuhlproben) verwendet.
22. Gebrauchte Reagenzien sind als medizinische Abfälle gemäß den örtlichen Vorschriften zu entsorgen.
23. Unbenutzte Reagenzien sollten in der gleichen Weise wie benutzte Reagenzien entsorgt werden.
PROBENAHME∙ Wenn bei der Probenahme von Stuhl Tupfer benutzt werden, sollten diese Tupfer
aus Viskose hergestellt sein. ∙ Nehmen Sie die definierte Menge Stuhl auf (20 bis 50 mg oder 20 bis 50 µL bei
wässrigem Stuhl), geben Sie diese in die Probenextraktionslösung und rühren Sie gründlich um.
∙ Für die Probenvorbereitung muss das zur Verfügung gestellte Probenextraktionsröhrchen benutzt werden.
∙ Proben sollten zügig gemäß der „Probenahme- und Vorbereitungsmethode“ abgearbeitet und unverzüglich nach der Vorbereitung getestet werden.
∙ Genaue Testergebnisse können unter Umständen mit zu großen oder zu geringen Probemengen nicht erzielt werden.
∙ Die Probe zur Dauerlagerung bei -20°C oder niedriger einfrieren und ein wiederholtes Einfrieren-Auftauen vermeiden.
∙ Falls eine gefrorene Probe benutzt wird, tauen Sie diese bei Zimmertemperatur auf und rühren Sie diese gründlich um, bevor Sie den Test durchführen.
∙ Vor dem Gebrauch sicherstellen, dass sich an den Probenextraktionsröhrchen, Filterspitzen (grün, für Stuhlproben) oder deren Verpackung keine Auffälligkeiten wie Kratzer, Schmutz, Beschädigungen oder ähnliches befinden. Falls Beschädigungen sichtbar sind, benutzen Sie diese nicht, da die zu erwartende Leistungsfähigkeit des Tests unter Umständen nicht erreicht wird.
PROBENAHMEUNDVORBEREITUNGSMETHODE
1) Entfernen Sie die Kappe des Probenextraktionsröhrchen. 2) Entnehmen Sie Proben entsprechend dem nachfolgend beschriebenen
Verfahren. ・Harter Stuhl:Führen Sie den Tupfer mehrfach über die Oberfläche der Probe (20
bis 50 mg). ・Wässriger Stuhl:Rühren Sie die Probe mit dem Tupfer um, bis der Tupfer die
Probe absorbiert hat (20 bis 50 µL). 3) Tauchen Sie den Tupfer mit der Probe in die Probenextraktionslösung ein,
drücken Sie die Tupferspitze am Röhrchenrand aus und rühren Sie gründlich um, um eine homogene Suspension zu erhalten.
4) Nach dem Umrühren alle Probenreste aus der Tupferspitze im Röhrchen ausdrücken, danach den Tupfer verwerfen. Die Konzentration der Stuhlsuspension nach der Probenvorbereitung sollte 2% bis 5% betragen.
5) Befestigen Sie die Filterspitze (grün, für Stuhlproben) fest am Probenextraktionsröhrchen.
ANSETZENDERREAGENZIEN
Kassetten sollten aus ihrem Aluminiumbeutel unmittelbar vor dem Gebrauch genommen werden, die Kassette ist gebrauchsbereit. Falls Kassetten gekühlt gelagert wurden, stellen Sie sicher, dass jedes Reagens vor dem Öffnen und dann vor dem Gebrauch auf Zimmertemperatur gebracht wird.
VORSICHTSMASSNAMHENFÜRDIEMESSUNG∙ Benutzen Sie das Kit nicht bei einer Temperatur unter 15°C. Das erwartete
Reaktionsverhalten kann unter Umständen durch den Einfluss auf die Reaktionsgeschwindigkeit etc. nicht erreicht werden.
∙ Zum Auftragen der Proben muss die mitgelieferte Filterspitze (grün, für Stuhlproben) benutzt werden.
∙ Befestigen Sie die Filterspitze (grün, für Stuhlproben) fest am Probenextraktionsröhrchen.
∙ Wenn die Probenmenge zu groß oder zu klein ist, können unter Umständen keine genauen Testergebnisse erzielt werden. Daher müssen genau drei Tropfen der Probe auf die Probenstelle der Kassette aufgetragen werden.
∙ Wenn die Probenmenge zu groß ist oder einen beachtlichen Teil fester Materialien enthält, kann der Filter unter Umständen verstopfen. Nicht filtern, wenn der Filter verstopft ist.
∙ Vor dem Gebrauch sicherstellen, dass sich an den Kassetten oder ihrer Verpackung keine Auffälligkeiten wie Kratzer, Schmutz, Beschädigungen oder ähnliches befinden. Falls Beschädigungen sichtbar sind, benutzen Sie diese nicht, da das zu erwartende Reaktionsverhalten unter Umständen nicht gewährleistet ist.
∙ Falls die Probe nicht aufgetragen werden konnte, führen Sie den Test mit einer reduzierten Probemenge erneut durch.
ecimen Collection ProbenentnahmeDrücken Sie die
Spitze des Tupfers amRöhrchen aus und
rühren Sie gründlich um
Entfernen Sie den Tupfer und befestigen
Sie die Filterspitze (grün: Für
Stuhlproben)
Deutsch
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∙ Falls die Probe nicht migriert, führen Sie den Test mit einer verdünnten Probe erneut durch.
TESTDURCHFÜHRUNG1) Entnehmen Sie die benötigte Anzahl Kassetten aus dem Aluminiumbeutel und
legen Sie diese auf einer ebenen Oberfläche ab. 2) Drehen Sie langsam das Probenextraktionsröhrchen mit der Filterspitze (grün,
für Stuhlproben) kopfüber, drücken Sie das Probenextraktionsröhrchen leicht zusammen und träufeln Sie drei Tropfen (90 bis 135 µL) auf die Probenstelle der Kassette.
3) Lassen Sie diese für 15 Minuten bei Zimmertemperatur (15°C oder höher) stehen. 4) Bestätigen Sie das Vorhandensein einer Bande, die auf der Auswerteposition der
Kassette erscheint (angezeigt mit einer „C“ und „T“ Markierung).
VORSICHTSMASSNAMHENFÜRDIEAUSWERTUNG∙ Die Bewertung muss nach 15 Minuten Reaktionszeit durchgeführt werden, da
aufgrund des Messprinzips (Immunchromatographie) die Reaktion und Farbentwicklung 15 Minuten anhält und sogar leicht weiter läuft.
∙ Obwohl die Zeit und die Farbintensität der Linie von der Reaktionstemperatur und der Eigenschaft der Probe abhängt und unterschiedlich ausfallen können, beeinflusst dies nicht die Ergebnissbewertung.
∙ Gelegentlich treten unterbrochene Linien auf. Jedoch ist das Testergebnis gültig, solange eine rote Bande vorhanden ist.
∙ Der Farbton der Linienbande kann abhängig von der Färbung der Probe und deren Zusammensetzung unterschiedlich ausfallen. Jedoch ist das Testergebnis gültig, solange eine rote Linie vorhanden ist.
∙ Falls der Farbton kein Rot (z. B. Schwarz) enthält, ist das Testergebnis ungültig. Es sollte ein weiterer Test durchgeführt werden.
∙ Falls die Probenmenge zu groß ist oder die Probe eine hohe Viskosität aufweist, kann dies unter Umständen die Migration der Probe und/oder der Reaktion beeinflussen, was zu einer schwachen Verfärbung, verzögerten oder keinen Entwicklung einer Linie oder einer nicht spezifischen Reaktion aufgrund der Retention der Probe führt. Falls eine dieser Reaktionen beobachtet wird, sollte der Test erneut mit einer Probe durchgeführt werden, die mit frischer Probenextraktionslösung verdünnt wurde.
∙ Falls keine Kontrolllinie erscheint, ist die Bewertung ungültig. Der Test sollte erneut mit einer Probe durchgeführt werden, die mit frischer Probenextraktionslösung verdünnt wurde.
ERGEBNISSEDie Auswertung sollte genau 15 Minuten nach Reaktionsstart erfolgen. Beobachten Sie die Auswertungsstelle und werten Sie die Ergebnisse durch das Vorhandensein einer roten Linie wie untenstehend beschrieben aus. 1) Positiv: Ein positives Ergebnis liegt vor, wenn beide Linien, die rote Kontrolllinie
und die Testlinie, im Auswertefeld vorhanden sind. Ein positives Ergebnis kann angezeigt werden, wenn vor dem Ablauf der Reaktionszeit beide Linien vorhanden sind.
2) Negativ: Ein negatives Ergebnis liegt vor, wenn nur die rote Kontrolllinie im Auswertefeld erscheint.
3) Ungültig: Der Test wird als ungültig betrachtet, wenn zwar eine Testlinie, jedoch keine Kontrolllinie angezeigt wird.
EINSCHRÄNKUNGEN∙ Eine Diagnose sollte nicht ausschließlich auf der Grundlage der Testergebnisse
gestellt werden. Sie sollte auf umfassende Art und Weise gestellt werden und andere Testergebnisse, klinische Symptome und ähnliches mit einbeziehen.
∙ Falls ungültige Ergebnisse wiederholt mit der gleichen Probe erzielt werden, sollte die Probe zentrifugiert (3,000 x g, 5 min.) und 100 µL des Überstands als Probe benutzt werden. Dadurch können gegebenenfalls gültige Testergebnisse erzielt werden.
∙ Negative Ergebnisse garantieren notwendigerweise nicht die Abwesenheit des Norovirus (Antigen).
∙ Falls die Probe eine Eigenfarbe besitzt, kann unter Umständen die Membran
eingefärbt werden und die Auswertung beeinflussen. ∙ Hausinterne Tests wurden durchgeführt, um die Einflüsse von Hämoglobin (500
mg/dL), Lipämie (3,000 Formazin-Trübungseinheiten), Bariumsulfat (10%) und das Absorptionsmittel von Einwegwindeln zu untersuchen, die keinen Einfluss auf die Auswertungsergebnisse zeigten.
LEISTUNGSPARAMETER1. Empfindlichkeit
Dieses Kit zeigt positive Ergebnisse an, wenn mit Genogruppe I positiven Qualitätskontrollproben (5 ng/mL) und Genogruppe II positiven Qualitätskontrollproben (0.5 ng/mL) gemäß dem angegebenen Verfahren getestet wird.
2. Genauigkeit Dieses Kit zeigt positive Ergebnisse an, wenn mit Genogruppe I oder Genogruppe II positiven Qualitätskontrollproben mit bekannter Konzentration gemäß dem angegebenen Verfahren getestet wird. Es zeigt negative Ergebnisse an, wenn mit negativen Qualitätskontrollproben gemäß dem angegebenen Verfahren getestet wird.
3. Reproduzierbarkeit innerhalb einer Charge Dieses Kit zeigt durchweg positive Ergebnisse an, wenn mit Genogruppe I oder Genogruppe II positiven Qualitätskontrollproben mit bekannter Konzentration dreimal gleichzeitig gemäß dem angegebenen Verfahren getestet wird. Es zeigt durchweg negative Ergebnisse an, wenn mit negativen Qualitätskontrollproben dreimal gemäß dem angegebenen Verfahren getestet wird.
4. Korrelation 1) Korrelation mit anderen Produkt 1 (immunchromatographische Methode)
Übereinstimmung der positiven Ergebnisse: 97.6% (80/82) Übereinstimmung der negativen 76.5% (137/179) Übereinstimmung der Gesamtergebnisse: 83.1% (217/261)
*2 Zweiundvierzig Proben mit unstimmigen Testergebnissen (positiv mit
IMMUNOCATCHTM Norovirus und negativ mit dem anderen Produkt 1) wurden mittels RT-PCR Methode erneut untersucht. Dabei wurden alle Proben positiv getestet.
*3 Zwei Proben mit unstimmigen Testergebnissen (negativ mit IMMUNOCATCHTM Norovirus und positiv mit dem anderen Produkt 1) wurden mittels RT-PCR Methode erneut untersucht. Dabei wurden alle Proben negativ getestet.
2) Korrelation mit anderem Produkt 2 (ELISA-Methode)
Übereinstimmung der positiven Ergebnisse: 100.0% (71/71) Übereinstimmung der negativen Ergebnisse: 73.2% (139/190) Übereinstimmung der Gesamtergebnisse: 80.5% (210/261)
*4 Einundfünfzig Proben mit unstimmigen Testergebnissen (positiv mit
IMMUNOCATCHTM Norovirus und negativ mit dem anderen Produkt 2) wurden mittels RT-PCR Methode erneut untersucht. Dabei wurden alle Proben positiv getestet.
wurden falsch positiv mit IMMUNOCATCHTM Norovirus getestet, vermutlich durch Unterschiede in der Empfindlichkeit der Testmethoden.
Hinweise zum Erstellen von Korrelationen (1) RT-PCR detektiert virale Gene; das Testergebnis wird unter Umständen durch
die Lagerung der Probe und Transportbedingungen beeinflusst. (2) Die Größe der Studienbevölkerung, Methode der Probenentnahme und das
Verhältnis zwischen positiven und negativen Proben der Studienbevölkerung können die Testergebnisse beeinflussen. Daher können Tests nicht direkt miteinander verglichen werden, die unter unterschiedlichen Bedingungen vorgenommen wurden.
5. Kreuzreaktivität
1) Bakterien Es wurde bei den folgenden Diarrhöe-auslösenden Erregern, autochthonen Bakterien oder verschiedenen Nosokomialinfektionen oder opportunistische Infektionen verursachenden Bakterien (1.5×108 CFU/mL) keine Kreuzreaktivität beobachtet: Salmonella Enteritidis, Salmonella Typhimurium, Bacillus cereus, Campylobacter coli, Campylobacter jejuni, Citrobacter freundii, Clostridium perfringens, Enterococcus faecalis, Klebsiella pneumoniae, Haemophilus influenzae, Listeria monocytogenes, Proteus mirabilis, Pseudomonas aeruginosa, Serratia marcescens, Shigella flexneri, Shigella sonnei, Vibrio parahaemolyticus, Escherichia coli O157, Escherichia coli O111, Escherichia coli O26, Vibrio cholerae
Norovirus
Norovirus
Direction of migration
Auswertungsstelle Probenstelle
Richtung der Migration
Träufeln Sie 3 Tropfen der Probe auf
Kontrolllinie Testlinie
Bis zu 15 Minuten später
Nach 15 Minuten
Nach 15 Minuten
Nach 15 Minuten
Positiv
Negativ
Ungültig
Ungültig
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2) Virus Keine Kreuzreaktivität wurde bei den folgenden Gastroenteritis verursachenden Viren beobachtet: Rotavirus A (1.84×106 Kopien/g Stuhl) Rotavirus C (4.16×108 Kopien/g Stuhl) Adenovirus 41 (3.13×109 Kopien/g Stuhl) Adenovirus (3.75×108 Kopien/g Stuhl) Sapovirus (5.11×108 Kopien/g Stuhl)
6. STÖRSUBSTANZEN
Hausinterne Tests wurden durchgeführt, um die Einflüsse von Hämoglobin (500 mg/dL), Lipämie (3,000 Formazin- Trübungseinheiten), Bariumsulfat (10%) und das Absorptionsmittel von Einwegwindeln zu untersuchen, die keinen Einfluss auf die Auswertungsergebnisse zeigten.
PRODUKTCODE,PRODUKTBEZEICHNUNGUNDLAGERUNG
Produktcode Produktbezeichnung Inhalt Lagerung
V-ET01 IMMUNOCATCHTM Norovirus 10 Tests 1-30°C
QUELLENNACHWEIS1. Division of Viral Diseases, National Center for Immunization and Respiratory
Diseases, Centers for Disease Control and Prevention: Updated norovirus outbreak management and disease prevention guidelines. MMWR Recomm Rep., 60(RR-3): 1-18, 2011.
2. MacCannell T., et al.: Infect Control Hosp Epidemiol. 32: 939-69, 2011. 3. Yamazaki T., et al.: Kansenshogaku Zasshi, 87: 27-32, 2013.
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