L2-ML-001 Manual Biofisica Funcional

Universidad Autónoma de Baja California

Facultad de Medicina y Psicología

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ML – Manual de Laboratorio de Biofísica Funcional Página 1 de 41

GC-FR-012 Rev. 4

Manual de Laboratorio de Biofísica Funcional Clave Materia: 11273

Plan de estudios 2010-1

Laboratorio 2

Autor José Lorenzo Alvarado González.

Elaboró Revisó Aprobó

Dr. José Lorenzo Alvarado González

Dr. Christian Rodríguez Arroyo Dr. Alfredo Renán González Ramírez



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Índice PROLOGO ........................................................................................................................ 3 I. INTRODUCCION .......................................................................................................... 3

II. COMPETENCIA GENERAL DE LA ASIGNATURA ................................................. 4 III. REGLAMENTO DE LABORATORIOS (Ver en página electrónica de la Facultad) .... 5

1. Sesión 1 Encuadre ..................................................................................................... 8 1. Sesión 2 Manejo de RPBI ......................................................................................... 10

1. Sesión 3 Equipo, instrumentos y materiales en el laboratorio .................................... 15 1. Sesiones 4 y 5 Ciclo cardiaco .................................................................................. 16

1. Sesiones 6 y 7 Regulación de la función cardiovascular ............................................ 19 1. Sesiones 8 y 9 Génesis y lectura básica del electrocardiograma ............................... 21

1. Sesión 10 Características de la sangre ....................................................................... 23 1. Sesión 11 Saturación de hemoglobina con oxígeno, oximetría ................................. 25

1. Sesiones 12 y 13 Osmolaridad de los líquidos corporales y diuresis .......................... 27 1. Sesión 14 pH y difusión ........................................................................................... 30

1. Sesión 15 Modelo experimental ............................................................................... 32 ANEXOS. ........................................................................................................................ 34

Anexo I ............................................................................................................................ 34 Anexo II........................................................................................................................... 35

Anexo III ......................................................................................................................... 35 Anexo IV ......................................................................................................................... 35

Anexo V .......................................................................................................................... 36 Anexo VI ......................................................................................................................... 36

Anexo VII ........................................................................................................................ 36 Anexo VIII ...................................................................................................................... 37

Anexo IX ......................................................................................................................... 38 Anexo X .......................................................................................................................... 39

Anexo XI ......................................................................................................................... 40 Anexo XII ........................................................................................................................ 40

Anexo XIII ...................................................................................................................... 40 VI. TABLA DE CAMBIOS. ............................................................................................ 41



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PROLOGO

Biofísica funcional parece ser un pleonasmo ya que, en el bio, la palabra biofísica lleva implícito el concepto de función (o funciones). Sin embargo biofísica es el estudio de la biología con la metodología de la física. No hay acuerdo entre si es rama de la física o de la biología pero puede concebirse así si aplicamos conocimientos de la física al estudio de la biología. Sin embargo no es el caso de esta materia ya que se trata propiamente de enfoques fisiológicos aunque, en esta parte, en las prácticas de laboratorio, realizamos estudio de la fisiología, esta sí, rama de la biología, con recursos de la física que nos brinda la ingeniería o… ¿la bioingeniería? Hacemos registros de biomecánica en el estudio de la audición o en la óptica de la visión o en la contracción muscular pero las proteínas contráctiles son muy pequeñas como para estudiarlas, hoy por hoy, como sistemas mecánicos, pero los cambios energéticos de las reacciones químicas sí requieren de un tratamiento físico teórico. Entre estos dos extremos hay eventos fisiológicos que reclaman un enfoque biológico y un enfoque físico en forma integradora para su comprensión. Como se ha manejado tradicionalmente, la enseñanza de la fisiología se hace dejando de lado el enfoque molecular para tratar de explicar las interacciones entre las funciones de los seres vivos. Así se maneja en este manual con el desarrollo de sus prácticas: prácticas de fisiología con el enfoque médico. Y… esto cae en una de las subdisciplinas de la biofísica: la biología de sistemas.

I. INTRODUCCION

Dado que la fisiología, como rama de la biología, es el estudio de los mecanismos físico-químicos de las funciones de los seres vivos, resulta fácil comprender el porqué de la necesidad de experimentar con seres vivos pero hemos abatido el sacrificio de animales. Las prácticas de laboratorio bien planeadas y ejecutadas complementan adecuadamente la formación por competencias de los estudiantes de medicina. Para cualquier profesor de fisiología el laboratorio es el mejor complemento de los libros textos y de otra información escrita. Lo anterior integrado, en muchos casos, a los simuladores que nos brindan los avances tecnológicos nos dan una excelente oportunidad de vivir el proceso enseñanza-aprendizaje en forma más efectiva. Pensando así, y tratando de cubrir los temas de la clase teórica, es como se elaboró este manual de prácticas. Lo que se espera del alumno es que se involucre en su propio proyecto personal, en su formación como médico, y vea la importancia de integrar lo aprendido en la clase teórica con las prácticas del laboratorio. Esto requiere de estudio, trabajo y amor por lo que se hace, sólo así se podrán hacer bien las cosas desde la primera vez. Y hacer las cosas bien desde la primera vez es calidad.



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II. COMPETENCIA GENERAL DE LA ASIGNATURA

Analizar y explicar las manifestaciones de los eventos fisiológicos normales, a través de modelos que expliquen el funcionamiento normal de órganos, aparatos y sistemas del cuerpo humano que permitan analizar, explicar, identificar y deducir las alteraciones de ese funcionamiento y sus manifestaciones clínicas y paraclínicas, mostrando disposición para el trabajo en equipo y la colaboración interdisciplinaria dentro del marco de la ética.



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III. REGLAMENTO DE LABORATORIOS (Ver en página electrónica de la Facultad)

Reglamento del Laboratorio 2

UNIVERSIDAD AUTONOMA DE BAJA CALIFORNIA FACULTAD DE MEDICINA Y PSICOLOGIA

REGLAMENTO DEL LABORATORIO 2 GENERALIDADES. El reglamento tiene como objetivos:

a) Generar un ambiente de seguridad para quienes asisten y laboran en él. b) Facilitar el aprendizaje en las áreas cognoscitiva, psicomotriz y afectiva de las materias que

en él se atienden para contribuir a la formación del estudiante de medicina. RESPONSABILIDADES. Dado que el buen funcionamiento del laboratorio y la seguridad de las personas que ahí trabajan requieren que se dé cumplimiento al pie de la letra a este reglamento, su observancia es responsabilidad de todos los que a él asistan. El coordinador de laboratorio es responsable de supervisar que el personal del laboratorio y los alumnos cumplan con el presente reglamento. En caso de irregularidades tomará las medidas necesarias para corregir la falta de cumplimiento y reportará a la dirección dicha falta. El maestro o instructor del grupo es responsable de cumplir y de hacer que sus alumnos cumplan este reglamento. El personal auxiliar es responsable de observar este reglamento y colaborar con los maestros en exigir a los alumnos el cumplimiento del reglamento en la forma debida. Alumnos y becarios: Son responsables de observar este reglamento y colaborar con los maestros en exigir a sus compañeros su cumplimiento. NORMAS De orden a) Los alumnos no deben entrar y salir del laboratorio sin la autorización del profesor.. b) Deben esperar fuera del laboratorio hasta que el maestro o instructor llegue y estos les

indiquen que pueden entrar. Si los maestros o instructores no se presentan al laboratorio las prácticas no podrán realizarse, y es responsabilidad de los técnicos de laboratorio que los alumnos permanezcan fuera de él.

c) Los alumnos deberán presentarse con un máximo de 10 minutos de retardo o perderá el derecho a la práctica correspondiente.

d) Los alumnos deben usar BATA BLANCA, LARGA Y LIMPIA durante su estancia en el laboratorio. Deben ponerse la bata antes de ingresar así como quitársela a la salida, la cual doblaran y colocaran en una bolsa de plástico para su lavado en casa.



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e) Deben presentarse al laboratorio adecuadamente preparados con su manual, previamente consultado sobre la sesión o practica correspondiente. De no cubrir este requisito no podrán efectuar la práctica, de existir dudas deberán consultar antes de iniciar la práctica al instructor o al profesor.

f) Cualquier alumno que juegue o altere el orden dentro del laboratorio podrá ser expulsado de la práctica y se le anotará inasistencia. Si reincide podrá ser sujeto a suspensión temporal o permanente del curso a juicio del maestro.

g) Los alumnos deben cooperar a mantener limpia su mesa de trabajo y el material que así se lo requiera. La basura debe depositarse en los basureros.

h) Por ningún motivo pueden permanecer los alumnos en el laboratorio después de la salida del maestro o instructor.

De organización a) Por subgrupo designará un representante que se encargará de ser el contacto con el profesor

para la información sobre las prácticas y de llenar los formatos del sistema de gestión de calidad.

b) Cuando los alumnos dañen o pierdan materiales, deberán pagarlos en un plazo no mayor de 15 días.

a) Los alumnos deben planear su trabajo de manera que la práctica se complete puntualmente y debe de salir de laboratorio 10 minutos antes de la siguiente clase o práctica, previniendo el tiempo que utilizarán para recoger y ordenar el material y limpiar su mesa con solución clorada o con algún otro desinfectante.

c) Los alumnos que no aporten el material que se les solicita para las prácticas no podrán entrar al laboratorio.

De bioética a) En las prácticas del laboratorio que involucran la utilización de muestras de los alumnos, éstos

expresarán verbalmente su consentimiento para ello. Es muy importante en estos casos respetar la voluntad, la dignidad y el pudor de las personas.

b) En el caso de utilizar medios invasivos para tomar muestras el alumno debe ser entrenado y supervisado por el profesor.

c) Para garantizar la protección de la confidencialidad del participante en la donación de la muestra, debe haber un control sobre el número de las personas que conocerán la identidad del o de los donadores para las prácticas.

d) Las muestras que sean sujetos a proyectos de investigación, aprobados por la facultad, deberán cumplir con los requisitos del Comité de Bioética de la Facultad.

De bioseguridad b) Esta absolutamente prohibido, beber, comer o masticar chicle dentro de los laboratorios. c) No se debe hacer uso de lápiz labial u otros cosméticos en el laboratorio. d) Los alumnos que tengan conductas o hábitos compulsivos como comerse las uñas, morder el

lápiz, comerse el gis, etc., deben procurar evitarlos en el laboratorio. e) Las sustancias corrosivas o contaminadas se dejarán en recipientes adecuados sobre el

lavabo.



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f) Los RPBI generados durante las prácticas deben ser identificados y envasados apropiadamente. Los anatómicos patológicos deberán trasladarse adecuadamente al almacén temporal de la Facultad.

g) Por ningún motivo deben tirarse al lavabo RPBI. Estos desechos deberán ser confinados en los recipientes y bolsas especiales para su adecuado desecho.

h) Los membretes o etiquetas para marcar material o instrumentos deben ser humedecidos con agua de la llave, nunca con saliva para el evitar infecciones o intoxicaciones accidentales.

i) Siempre debe hacer uso de los bulbos para pipetear. j) El pelo largo se debe mantener recogido para evitar accidentes de trabajo. k) Maestros, alumnos y personal del laboratorio deben lavarse las manos con agua y jabón al

finalizar cada práctica o cualquier actividad del laboratorio. l) Los alumnos deben abstenerse de colocar en las mesas de trabajo cualquier material que no

sea requerido para la realización de la práctica. m) En caso de cualquier accidente personal o de material de trabajo debe notificarse

inmediatamente al maestro o al instructor. n) Cualquier derrame de material de alto riesgo debe de limpiarse de inmediato y desinfectar el

área. Si se derrama algún líquido potencialmente infeccioso o corrosivo, riegue arena en el área para que absorba el líquido, y recolecte con cuidado vaciándola a un frasco colector para su desecho o esterilización según sea el caso (ver manual de RPBI de la facultad).

o) Los alumnos son responsables de que las llaves de agua queden debidamente cerradas al finalizar cada práctica.

Sanciones a) El incumplimiento de estas normas será sancionado de acuerdo a la legislación universitaria y

a la reglamentación de la Facultad.



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IV. PROGRAMACION DE PRÁCTICAS.

1. Sesión 1 Encuadre

2. Competencia a desarrollar en la sesión.

Los alumnos deberán conocer al profesor, el reglamento del laboratorio y el programa de prácticas de tal manera que puedan interactuar tan analizar y explicar las manifestaciones de los eventos fisiológicos normales y, por lo tanto, analizar, explicar, identificar y deducir las alteraciones de ese funcionamiento y sus manifestaciones clínicas y paraclínicas con disposición para el trabajo en equipo y la colaboración interdisciplinaria dentro del marco de la ética. 3. Mecanismos de evaluación y evidencia de desempeño No aplica 4. Fundamento teórico e información de apoyo.

Es el primer día en que los alumnos se exponen al profesor; la mayoría son alumnos de segundo semestre y se trata de hacer la introducción y el encuadre a la asignatura. Con esta primera sesión se espera que los alumnos conozcan al profesor, el programa, la dinámica de las prácticas de esta asignatura de laboratorio, el reglamento, las lecturas recomendadas y el procedimiento de evaluación a través de una exposición en la que se promueva la expresión de dudas e inquietudes para que los alumnos estén enterados de lo que la Facultad espera de ellos tanto en lo académico como en su comportamiento. 5. Equipo, material, instrumental e insumos.

Pizarrón, borrador y gises o pintarrón, borrador y plumones.

6. Metodología de la sesión.

Dentro de un marco de respeto en la interacción profesor-alumno se propone la siguiente guía: 1.- Presentación del profesor. Se presentará haciendo una breve semblanza de él mismo tratando de dejar ver a los alumnos algo de su experiencia y de su trayectoria como docente. 2.- Presentación de los alumnos. El profesor les pedirá que se presenten y les podrá hacer algunas preguntas acerca de ellos. 3.- Programa. El profesor expondrá el contenido de las prácticas y con detalles les dará a conocer la dinámica en la que se harán las actividades y experimentos.



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4.- El profesor explicará la reglamentación del laboratorio y la información anexa en la siguiente pagina. 5.- El profesor hará un espacio para responder preguntas y atender dudas o inquietudes. 6.- El profesor deberá dejar claro la importancia de que un representante del grupo anote, al finalizar cada práctica, los datos de la práctica requeridos en la bitácora correspondiente. 7.- El profesor deberá hacer énfasis en la importancia y responsabilidad del cuidado del equipo del laboratorio: el equipo deberá quedar absolutamente limpio y en condiciones de ser guardado adecuadamente. 8.- Se deberán dejar claros los equipos, tiempos y condiciones para la sesión #16 (“Modelo Experimental”), por lo que deberá consultarse esa sesión desde esta primera sesión. 7. Bibliografía

No aplica



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1. Sesión 2 Manejo de RPBI


Identificar, clasificar y envasar los RPBI, de acuerdo a la norma correspondiente, manejándolos de manera adecuada para disminuir los riesgos de exposición con la convicción del respeto a la sociedad y al medio ambiente convencido de que la seguridad es primero y enseguida la legalidad.

3. Mecanismos de evaluación y evidencia de desempeño.

Lista de cotejo para práctica de identificación y envasado, resolución de examen.

4. Fundamento teórico e información de apoyo. En la realización de las prácticas del Laboratorio de Biofísica, se generan R.P.B.I. por lo que es importante conocer y aplicar las Normas Oficiales Mexicanas en especial la NOM-087-ECOL-SSA1-2002. Es importante minimizar la generación de R.P.B.I. identificando y separando los materiales que no los contengan, por ejemplo: papel de envoltura de gasa estéril, envoltura de la jeringa, protector de las agujas, etc. En el desarrollo de las actividades se deberá separar adecuadamente los materiales que son reciclables, depositándolos en los recipientes destinados para su posterior tratamiento y recuperación (Ejemplo: tubos de ensayo, matraces, etc.). En el manejo de R.P.B.I. se deberán utilizar los implementos de protección personal para su manejo e identificar los sitios designados en el laboratorio para depositarlos. El depósito y envasado de R.P.B.I. se realizara de acuerdo a la siguiente tabla, observando que los recipientes solo se llenarán hasta las tres cuartas partes de su capacidad. Sean sólidos o líquidos, los depósitos se etiquetarán con la leyenda: PELIGRO: RESIDUOS PELIGROSOS BIOLOGICOS INFECCIOSOS.

El tratamiento de residuos generados en establecimientos de atención a la salud, laboratorios clínicos o laboratorios escolares es una respuesta a la preocupación de la sociedad para proteger la salud pública. En esta Facultad se generan algunos por lo que se hace necesario revisar, comprender y aplicar su adecuado manejo de acuerdo a la legislación vigente. No siempre se han manejado los residuos como en la actualidad aunque la existencia de la preocupación por hacerlo ya es antigua, algunos antecedentes son los siguientes: En 1891 se instaló el primer incinerador para el tratamiento de residuos médicos en Estados Unidos. En los años 40 se iniciaron estudios de incineración para validar este método en el tratamiento de residuos médicos. En los 60 se estableció la conveniencia de utilizar bolsas en los recipientes de almacenamiento de residuos



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infecciosos. En 1990, en el D.F., se generaban 13 toneladas de residuos infecciosos diariamente. En Estados Unidos, a mediados de los 80, las agencias gubernamentales realizaron los primeros esfuerzos por regular los residuos médicos. En México, a principios de los 90 tuvimos la primero norma para regular estos residuos.

5. Equipo, material, instrumental e insumos. Recipientes y bolsas especiales para depósito de R.P.B.I.

Jeringas, tubos, gasas, asas de inoculación, cajas de Petri, etc.

6. Metodología de la sesión Discutir con los alumnos lo que enseguida se expresa y asegurándose de que sea el mínimo de conocimientos que el alumno adquiera al respecto. Las actividades del ser humano generan residuos y, con relativa frecuencia, esos residuos son peligrosos. Residuos Peligrosos son todos aquellos que, por sus características, representan un peligro para la población y para el equilibrio ecológico. Para fines de identificación y control, los residuos se denominan como sigue, se anteponen las iniciales que componen el acrónimo CRETIB que a su vez se utiliza como nemotecnia para recordarlos fácilmente: C Corrosivos R Reactivos E Explosivos T Tóxicos I Inflamables B Biológicos Infecciosos (nuestro tema)

El Residuo Peligroso Biológico Infeccioso (RPBI) contiene bacterias, hongos, virus o algún otro agente biológico infeccioso (u organismo capaz de producir enfermedad). En muchas de las actividades de la atención a la salud se generan residuos, algunos de ellos clasificados como residuos peligrosos biológicos infecciosos o RPBI.

El riesgo.- La principal preocupación durante el manejo de los RPBI es el riesgo a

la exposición. Este riesgo existe en todas las fases de su manejo. Algunas formas de exposición son: Contacto directo. Ingestión. Inhalación. Inoculación. Las medidas básicas para minimizar los riesgos en su manejo son: Usar siempre protección personal adecuada.



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Envasar en forma adecuada Mantener el envase en buen estado Evitar el contacto físico con los residuos Manejarlos lo menos posible Evitar fugas y derrames Limitar el número de personas con acceso a los RPBI Limitar el número de personas con acceso al almacén temporal Identificar sitios de generación en la unidad. Identificar ruta de recolección. Capacitar constantemente al personal responsable del manejo. Contar con un plan de contingencias en el manejo.

La identificación, clasificación y envasado TABLA No. 1: IDENTIFICACION Y CLASIFICACION DE LOS R.P.B.I.

Denominación Estado físico Descripción

Cultivos y cepas

Líquido/sólido Cultivos en caja, tubos, hisopos, medios de transporte, guantes, colorantes, placas, etc.

Patológicos Sólido/líquido Biopsias, líquidos, orgánicos.

No anatómicos Sólido Gasas, hisopos, papel, tiras reactivas,

Punzocortantes Sólido Lancetas, agujas, agujas de bolsa de sangría, capilares de hematocrito, aplicadores, tubos rotos, portaobjetos.

Sangre

Liquido

La sangre y sus componentes, sólo en su forma líquida, así como sus derivados no comerciales, incluyendo las células progenitoras, hematopoyéticas y las fracciones resultantes (hemoderivados).



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TABLA No.2: ENVASADO DE R.P.B.I.

Tipo de residuos Estado físico Envasado Color

Sangre Líquidos Recipientes herméticos Rojo

Cultivos y cepas de agentes infecciosos

Sólidos Bolsas de polietileno Rojo

Patológicos Sólidos Bolsas de polietileno Amarillo

Líquidos Recipientes herméticos Amarillo

Residuos no anatómicos

Sólidos Bolsas de polietileno Rojo

Líquidos Recipientes herméticos Rojo

Objetos punzocortantes

Sólidos Recipientes rígidos polipropileno

Rojo

Los estudiantes deberán reconocer cada tipo de residuo y saber en qué tipo de envase deberán ponerse.

El manejo A la generación de los residuos le debe seguir: 1.- Clasificación y envasado 2.- Recolección Interna 3.- Almacenamiento temporal. 4.- Recolección y transporte externo 5.- Tratamiento 6.- Disposición final. A los estudiantes les corresponden los pasos subrayados. Los recipientes se deberán llenar sólo al 75% de su capacidad. Deberán cerrarse antes de ser llevadas al almacén temporal. Deberán estar marcadas con el símbolo universal de riesgo biológico. Deberán rotularse: “PELIGRO, RESIDUOS PELIGROSOS BIOLOGICO INFECCIOSOS”.

También deberán clasificarse por niveles de acuerdo al tiempo que pueden durar en el almacén temporal, pero eso ya no corresponde a los estudiantes, es algo que acuerda la dirección de la Facultad con la empresa recolectora encargada de tratar los RPBI para su disposición final. La clasificación es la siguiente: Nivel I: Hasta 7 días. Nivel II: Hasta 96 horas.



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Nivel III: Hasta 48 horas.

Disposición final Una vez que la empresa encargada los ha tratado,los RPBI se eliminarán como residuos no peligrosos.

7. Bibliografía.

NOM 087 ECOL SSA 2002.



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1. Sesión 3 Equipo, instrumentos y materiales en el laboratorio


Conocer los principios teóricos de la instrumentación en fisiología, adquiriendo habilidades para operar equipo electrónico de registro de eventos fisiológicos para poder montar modelos experimentales y lograr los objetivos de los mismos con disposición para la colaboración en equipo dentro del marco de la bioética.


Examen que se aplicará una semana después a través de 10 preguntas sobre el equipo.

4. Fundamento teórico e información de apoyo.

Las prácticas de laboratorio apoyan las clases teóricas y buscan exponer al alumno a la experimentación tratando de interesarlo en ella como estrategia de investigación. Son actividades que exponen al estudiante de medicina a la posibilidad de adquirir un pensamiento científico y a inducirle interés por investigación. Como en la mayoría de las prácticas se hacen mediciones de cambios fisiológicos en esta sesión se explora la creatividad de los alumnos para buscar la forma de registrarlos y, posteriormente, practicar el manejo de algunos dispositivos electrónicos con los que se cuenta en el laboratorio.

5. Equipo, material, instrumental e insumos.

Fisiografo AD Instruments Tutor Lab Chart (Una computadora con el software, la interfase de transducción, transductores, cables y aditamentos).


El profesor repasará con los alumnos los conceptos de transductor, interfase, centro integrador, unidades de salida. El profesor mostrará a los alumnos los principales componentes del equipo anotado y se asegurará de que cada alumno pueda repetir y explicar la función de cada botón, perilla, enchufe, transductor o palanca. El manejo de los equipos está consignado en los anexos de este manual. Se abrirá un espacio para preguntas de los alumnos.

7. Bibliografía.



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Al final del manual

1. Sesiones 4 y 5 Ciclo cardiaco

2. Competencia a desarrollar en la sesión. Analizar y describir los eventos que suceden a lo largo del ciclo cardiaco, siendo capaz de registrarlos y evaluarlos y, mediante la integración de los resultados y los datos clínicos, deducir la posible disfunción del corazón con responsabilidad, juicio crítico y sentido humanista.

3. Mecanismos de evaluación y evidencia de desempeño. El profesor les otorgará calificación a los que hayan participado en ambas sesiones, misma que resultará de promediar un examen y el contenido, solicitado por el profesor, en el reporte sobre el registro.

4. Fundamento teórico e información de apoyo. La primera causa de muerte en nuestro país son las enfermedades cardiovasculares. Lo anterior hace necesario que el alumno, además de que conozca los factores de riesgo y las enfermedades que están por detrás de las enfermedades cardiovasculares, maneje con toda propiedad y conocimiento de causa los sucesos a lo largo del ciclo cardiaco. De ahí la importancia de prácticas como esta en la que el alumno vive la experiencia de registrar en tiempo real el ciclo y relacionar entre ellos los cambios de los diferentes registros.


Camilla Equipo AD Instruments para registro de electrocardiografía, fonocardiografía y pulso.

6. Metodología de la sesión. Sesión 4

Una vez acostado en la camilla el voluntario para registro, se hace lo siguiente:

1.- Conecta a la corriente la interfase AD Instruments. 2.- Conecta la interfase a la computadora (software Lab Chart) con el cable USB. 3.- Enciende el equipo (la interfase tiene dos interruptores: uno enfrente y otro atrás).



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4.- Coloca el transductor de pulso en el pulpejo de un dedo índice del voluntario asegurándolo con la cinta de Velcro y conéctalo en el canal 1 de la interfase.

5.- El transductor de fonocardiografía fíjalo con cinta adhesiva al tórax del voluntario (en donde se escuchen mejor los ruidos cardiacos) y conéctalo en el canal 2.

6.- Coloca los electrodos de registro electrocardiográfico en el tórax del voluntario hacienda un triángulo “en pirámide invertida”

y conéctalo a la interfase en el contacto más grande (señalado).



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7.- Activa el Lab Chart desde el desk top de la computadora. 8.- Elige “New”. 9.- Selecciona el número de canales que vas a utilizar (en este caso tres). 10.- Activa “Start” y tendrás los registros. 11.- A la derecha de cada carril de canal se encuentran los símbolos + y -, con esos símbolos puedes determinar la amplitud de los trazos. 12.- Coloquen la pantalla de manera que se pueda filmar simultáneamente.

13.- Hacer varios registros hasta lograr la filmación de uno que se pueda analizar. Sesión 5

1.- Cada alumno asistirá con un ejemplar del registro ya que sobre él hará su examen. 2.- El profesor atenderá las preguntas de los alumnos, aplicará y calificará el examen.

7. Bibliografía.

Al final del manual.



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1. Sesiones 6 y 7 Regulación de la función cardiovascular 2. Competencia a desarrollar en la sesión. Analizar y describir las funciones, y los mecanismos de función y regulación, de las diferentes partes del aparato circulatorio, elegir adecuadamente pruebas para evaluarlas y, mediante la integración de los resultados y los datos clínicos, deducir su posible disfunción con responsabilidad, juicio crítico, capacidad para el trabajo en equipo y sentido humanista.


El profesor les otorgará una calificación de acuerdo a la explicación que hayan hecho de las bases físicas del método auscultatorio para la determinación de la presión arterial y de los mecanismos de regulación de la función cardiovascular y se promediará con la calificación obtenida al utilizar la técnica de determinación de la presión arterial a través del método auscultatorio.


La presión arterial es un fenómeno hemodinámico susceptible de determinarse relativamente fácil. La mayoría de los médicos, y mucho del personal de salud, lo hace frecuentemente durante sus labores diarias. Sin embargo, lo que la hace importante es que, la hipertensión en México, es un problema de salud pública que requiere no sólo de diagnosticarse sino que, además, de buscarse intencionadamente, esto es hacer detección. Incluso, por la magnitud del problema, aunque no haya hipertensión, es necesario detectar factores de riesgo para dictar medidas de prevención. Lo anterior hace necesario que el alumno maneje con toda propiedad y conocimiento de causa los mecanismos de regulación de la presión arterial. De ahí la importancia de prácticas como esta en la que el alumno vive la experiencia de provocar cambios en fisiológicos al mismo tiempo que los analiza en tiempo real al estarlos registrando directamente.


Los alumnos deberán asistir con: Esfigmomanómetro y estetoscopio por pareja Banco de aproximadamente 35 cm de altura. Cronómetro o reloj con segundero por pareja.




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Sesión 6

1.- Durante la semana previa a esta sesión, los alumnos deberán revisar la técnica de determinación de la presión arterial por el método auscultatorio y de toma de frecuencia cardiaca. 2.- Enseguida trabajarán por parejas de manera que todos registren y sean registrados. 3.- Cada uno, después de permanecer sentados durante 5 minutos, se tomarán el pulso (sacar un promedio de tres tomas para registro basal) y la presión. 4.- En reposo, se le pedirá al sujeto de registro que inspire profundamente y sostenga la respiración; paralelamente se hará el registro de presión y frecuencia. 5.- Enseguida se pondrán de pie y se registrarán, después de un minuto en posición de firmes, frecuencia cardiaca y presión arterial. 6.- Después de tres minutos sentados, se levantarán a caminar con calma alrededor de su lugar, durante un minuto, se detendrán y se hará de nuevo el registro. 7.- El paso siguiente es subir y bajar el escalón durante tres minutos registrar (excepto quienes tienen alguna enfermedad que contraindique este ejercicio). Si en algún momento aparece disnea, confusión mental, mareo, dolor precordial falta de coordinación muscular, hipertensión severa, taquicardia grave o cualquier otra molestia, el ejercicio deberá suspenderse y reportarse al profesor. 8.- Se graficarán todos los resultados anotando en la horizontal los cambios y en la vertical la presión y frecuencia. 9.- Se hará un reporte por pareja explicando los cambios. Sesión 7 1.- Los registros serán discutidos, analizados y evaluados. 2.- Evaluación con un examen. 3.- Para complementar la evaluación, las mismas parejas de la sesión anterior, se tomarán la presión uno al otro delante del profesor.

7. Bibliografía. Al final del manual.



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1. Sesiones 8 y 9 Génesis y lectura básica del electrocardiograma


Comprender y aplicar los principios básicos del registro de la actividad eléctrica biológica; tomar electrocardiogramas; manejar con propiedad la nomenclatura del electrocardiograma y hacer la lectura básica del electrocardiograma (determinar ritmo, frecuencia, eje eléctrico; reconocer morfología anormal de las deflexiones y medir el voltaje de los trazos y duración del segmento PQ, del complejo QRS y del intervalo QT) para sustentar diagnósticos y decisiones en una síntesis del conocimiento teórico, científico y clínico con disciplina y actitud proactiva.


Se evaluarán de acuerdo a la siguiente escala: ritmo 10%, frecuencia 10%, eje eléctrico 20%, morfología 20%, voltaje 20%, duración 20%.


Las células miocárdicas, al igual que muchas otras, generan corrientes eléctricas. Estas corrientes tienen la finalidad de hacer que el corazón se contraiga rítmicamente para satisfacer las demandas circulatorias del cuerpo. El electrocardiograma es el registro de esa actividad eléctrica del corazón y es, con mucho, el estudio de registro de bioelectricidad más frecuente ya que, además de que es relativamente sencillo hacerlo, puede arrojar datos acerca del estado funcional del corazón. En cualquier consultorio puede haber un electrocardiógrafo y el electrocardiograma está al alcance del médico general. Lo anterior hace necesario que el alumno se familiarice con los diferentes aspectos de este estudio para que esté en condiciones de comprender sus aplicaciones.


1 Camilla 1 Electrocardiógrafo con sus aditamentos


Sesión 8

1.- Todos los alumnos se tomarán un electrocardiograma (en los anexos está el manejo del electrocardiógrafo). Teniendo en cuenta los siguientes cuidados: para evitar trazos con interferencias es necesario que el alumno al que se le está tomando esté tranquilo y sin moverse. Los demás deben contribuir a ese fin. Se les tomará el registro primero a los varones, al terminar con ellos, las alumnas ya estarán en condiciones de hacer los registros entre ellas.



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2.- Cada alumno se llevará su registro. Sesión 9

1.- En la primera hora, cada alumno determinará en su propio registro frecuencia cardiaca, eje eléctrico; morfología anormal de las deflexiones y medirá el voltaje de los trazos y duración del segmento PQ, del complejo QRS y del intervalo QT. 2.- En la segunda hora, cada alumno describirá los procesos que lo llevaron a sus resultados recibiendo la retroinformación del profesor y de sus compañeros. 3.- La calificación será la obtenida del reporte electrocardiográfico.

7. Bibliografía.




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1. Sesión 10 Características de la sangre 2. Competencia a desarrollar en la sesión.

Comprender y verbalizar los conceptos de elementos formes, plasma, concentración de hematíes, hematocrito, concentración de hemoglobina, volumen corpuscular medio, hemostasia, aglutinina, aglutinógeno; analizar y describir las funciones de los componentes de la sangre, a través de hacer el ejercicio de determinar compatibilidad sanguínea entre dos muestras de sujetos diferentes y, mediante la integración de los resultados de una biometría hemática con datos clínicos, deducir su importancia en posibles problemas de salud haciendo diagnósticos sindromáticos con responsabilidad, juicio crítico y sentido humanista.

3. Mecanismos de evaluación y evidencia de desempeño. Examen y reporte con fotografías.


La biometría hemática es el estudio paraclínico que con más frecuencia solicita el médico y, sus resultados, subutilizados al no obtener de ellos toda la información que pueden arrojar. De hecho se ha dado en considerarlo como un estudio de rutina y se solicita, con relativa frecuencia, sin esperar grandes cambios. Lo anterior hace necesario que el futuro médico haga suyos los conceptos clínicos y paraclínicos (y el significado de sus alteraciones) relativos al más abundante elemento forme de la sangre: el eritrocito.


Jeringas, torundas, tubos de ensayo, torniquetes, tubos con anticoagulante, portaobjetos.

6. Metodología de la sesión. 1.- El subgrupo se dividirá en dos equipos. 2.- Se obtendrán unos tres mililitros de sangre de dos voluntarios de cada equipo. 3.- La sangre se deberá centrifugar. 4.- Por equipo, un muestra se etiquetará como “donador” y la otra como “receptor” y se harán pruebas cruzadas con la asesoría del profesor. 5.- Con los resultados se hará una discusión dirigida de tal manera que se busque fijar en el alumno los conceptos anotados en la competencia. 6.- Al término de la sesión se harán cuatro equipos para repartirse las siguientes tareas correspondientes a la siguiente sesión:

Equipo #1.- Investigar cómo funciona un oxímetro y elaborar una presentación



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para exposición. Equipo #2.- Diseñar y elaborar un modelo didáctico que demuestre la participación del diafragma y la importancia de la presión intrapleural en la ventilación pulmonar. Equipo #3.- Diseñar y elaborar un modelo didáctico que demuestre el funcionamiento del sello de agua en el tratamiento del neumotórax. Equipo #4.- Preparar y organizar la realización de la presente práctica.

7. Bibliografía.




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1. Sesión 11 Saturación de hemoglobina con oxígeno, oximetría


Utilizar con propiedad un método para medir la saturación de hemoglobina con oxígeno (Hb-O2); conocer los principios básicos del funcionamiento del oxímetro; conocer la importancia de los cambios en la saturación de Hb-O2 con la apnea, el aumento del espacio muerto anatómico, el descenso de temperatura, la hipoventilación y el incremento de la resistencia al flujo de aire; comprender y explicar el porqué de los cambios referidos; describir y explicar las causas de desviación de la curva de saturación Hb-O2 reconociendo sus capacidades y limitaciones y manteniendo un compromiso ético con la salud integral de las personas.

3. Mecanismos de evaluación y evidencia de desempeño. La calificación se compondrá de lo obtenido en la participación por equipos (50%) y lo obtenido en un examen posterior (50%).


La afinidad de la hemoglobina por el oxígeno puede modificarse por varios factores repercutiendo esto en la saturación Hb-O2. Estos factores pueden ser fisiológicos (la propia hemoglobina F tiene una afinidad diferente a la de la hemoglobina A) o patológicos. El oxígeno proviene de la ventilación pulmonar por lo que cambios en la ventilación repercuten en la saturación Hb-O2. Si bien hay tejidos que resisten sorprendentemente la disminución del aporte de oxígeno, el tejido nervioso se daña con unos cuantos minutos sin ese gas. Esto hace importante que el alumno conozca los factores determinantes de la saturación Hb-O2 y que se familiarice con la facilidad con que se puede afectar esa saturación.

5. Equipo, material, instrumental e insumos. 1 Oxímetro 1 Camilla 1Bolsa de plástico 1 Boquilla de espirometría o de oxígenoterapia 1 Manguera de espirometría o de oxígenoterapia de unos 60 cm 2 Bolsas con hielo 1 Esfigmomanómetro




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1.- Al término de la sesión anterior se hicieron cuatro equipos a los que se les encargaron algunas tareas, ahora procederán a presentarlas. 2.- El equipo #2 presentará su modelo. 3.- El equipo #3 presentará su modelo. 4.- El equipo #1 expondrá su presentación. 5.- El equipo #4.presentará la práctica explicando cada paso a sus compañeros. 6.- Un alumno sano será el sujeto de experimentación. 7.- Se acostará en decúbito dorsal en la camilla, 8.- Se le instalará el sensor del oxímetro y se encenderá. 9.- Al minuto se le hará un registro basal. 10.- Con un brazalete de esfigmomanómetro para tomar la presión sanguínea, se ocluirá la circulación hasta que se registre un cambio. 11.- Se buscará enfriar el antebrazo del registro brevemente hasta que se registre un cambio. 12.- Se le pedirá al sujeto de registro que trate de alcanzar un minuto en apnea y se registrará el cambio. 13.- Habiendo vuelto al registro basal, se le pedirá que respire dentro de la bolsa hasta que haya un cambio. 14.- Una vez en el registro basal se le ocluirá la nariz oprimiéndola suavemente con dos dedos haciendo que respire por la boca a través de la boquilla conectada a la manguera. 15.- Terminan y preparan la siguiente sesión. 16.- El subgrupo se dividirá en dos equipos y a cada equipo se le encargará diseñar un experimento, que presentarán en la siguiente semana, de la siguiente manera:

Equipo #1.- Experimento para demostrar el efecto de una solución hipotónica en las células. Equipo #2.- Experimento para demostrar el efecto de una solución hipertónica en las células.

Paralelamente, se elegirán cuatro alumnos de cada equipo para la aportación de muestras de sangre y orina de acuerdo a las actividades de la próxima sesión (favor de leerla).

7. Bibliografía. Al final del manual.



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1. Sesiones 12 y 13 Osmolaridad de los líquidos corporales y diuresis


Comprender la importancia del riñón para mantener constante el volumen y la osmolaridad del agua corporal a través de analizar y describir las funciones, y los mecanismos de función, del riñón. Comprender y explicar los conceptos de aclaramiento plasmático y de balance hidroelectrolítico a través de aplicar sus conocimientos sobre transporte transmembrana a los resultados de los experimentos realizados. Reconocer la diuresis normal, la oliguria, la anuria y las manifestaciones de la deshidratación y, mediante la integración de resultados con datos clínicos, deducir la posible disfunción del riñón con responsabilidad, juicio crítico, capacidad para el trabajo en equipo y sentido humanista. 3. Mecanismos de evaluación y evidencia de desempeño.

Sesión 12 Presentarán un examen sobre la participación del riñón en el balance hidroelectrolítico. Se les dará una calificación por el resultado del paso #8. Se promediarán las calificaciones obtenidas en ambas actividades con un valor total de 50%. El otro 50% será la calificación obtenida con el experimento inicial del cual entregarán evidencia fotográfica que muestre claramente el cambio.. Sesión 13 En la siguiente semana se aplicará un examen sobre las funciones del riñón y la calificación se promediará con la obtenida en el reporte.

4. Fundamento teórico e información de apoyo. La participación de los riñones en la homeostasis es muy importante, prácticamente es vital. De manera que la insuficiencia de estos órganos no es algo que pueda ser sustituido con medicamentos sino que requiere de otro riñón o de un aparato que haga sus funciones (como en la diálisis). En nuestro país existen un buen número de diabéticos (más del 10% de la población) y la diabetes es una de las principales causas de daño renal. Lo anterior hace necesario que el estudiante de medicina conozca y esté familiarizado con la estructura funcional del riñón y con los mecanismos de sus funciones. La homeostasis de los líquidos y electrolitos es una muy fina interacción entre las funciones renales, córticosuprarrenales, hipotalámicas, hipofisiarias, entre otras. En esta práctica el alumno se enfrentará a las bases fisiológicas del desequilibrio hidroelectrolítico, una complicación que puede presentarse en muchas disfunciones, en muchas entidades nosológicas y en una de las causas más comunes de demanda de atención: la enfermedad diarreica. Una vivencia de este tipo, en donde utilizará los



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valores obtenidos de su propia sangre y de su orina, le permitirá recordar y manejar con propiedad los conceptos involucrados, la terminología utilizada y el significado de esos valores. También le dará bases más sólidas para la comprensión de la fisiología en los ciclos siguientes, ya que deberá hacer propio el entendimiento de la cinética de cada uno de los mecanismos básicos del transporte transmembrana y los conceptos involucrados y señalados en los objetivos.


5 Jeringas de 5 ml 10 Torundas alcoholadas y torniquetes. 4Tubos para muestras de sangre 4 Recipientes para muestras de orina 2 Furosemida tabletas de 40 mg 1 Osmómetro o refractómetro 2 frascos de 500 ml solución salina cada uno 2 botellas de 500 ml de agua potable cada una 2 recipientes con 500 ml café comercial cada uno 8 frascos graduados en mililitros con capacidad para un litro cada uno


Sesión 12

1.- Al terminar la sesión anterior el subgrupo se dividió en dos equipos para asignación de tarea, primero presentarán cada uno lo encomendado. 2.- El día de la sesión, después de procesar las muestras del procedimiento siguiente, cada equipo montará y demostrará su modelo experimental y elaborarán la evidencia fotográfica. 3.- La semana anterior se eligieron cuatro alumnos de cada equipo para la aportación de muestras de sangre y orina para las siguientes actividades: 4.- Tres días antes de la práctica, cada equipo, solicitará al laboratorio una tableta de furosemida y cuatro recipientes para orina. 5.- Un día antes de la práctica, a las 7 horas, los cuatro alumnos elegidos acudirán al laboratorio a depositar la muestra de orina (de la primer orina de esa mañana) y a obtener la muestra de sangre, estas se considerarán “las muestras basales”. 6.- Ese día a las 19 horas uno de ellos se tomará la tableta de furosemida (20 mg). A partir de esa hora, el que tomó la furosemida y otro más dejarán de ingerir líquidos. Otro seguirá sus hábitos de consumo de líquidos y el cuarto beberá más líquidos de los acostumbrados. 7.- El día de la práctica, a las 7 horas, los cuatro alumnos elegidos acudirán a laboratorio con su muestra de orina (de la primer orina de esa mañana) y a obtener la muestra de sangre que será considerada como la “muestra problema”. Ahí en el laboratorio se determinarán osmolaridad o la densidad (ver manejo del



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osmómetro en los anexos o del refractómetro) tanto sérica como urinaria a todas las muestras, y elaborarán gráficas con los resultados en el pizarrón (si faltara el osmómetro se determinará densidad con el refractómetro). 8.- Cada equipo hará un reporte comparando lo esperado con lo sucedido y dándole una explicación. Se hará entonces la discusión guiada en la que el profesor explorará los conocimientos de los alumnos al respecto y les otorgará una calificación.

Sesión 13

1.- El subgrupo se dividirá en dos equipos; habiendo leído estas instrucciones, elaborarán un pronóstico congruente al procedimiento ¿qué es lo qué pasará?. Cada equipo hará los pasos siguientes. 2.- Participarán 4 alumnos numerados del 1 al 4, el resto estará encargado de hacer las mediciones, pruebas y de llevar el registro de los datos. 3.- Se obtendrá una muestra de orina de los cuatro participantes a los que se les medirá su osmolaridad (si faltara el osmómetro se determinará gravedad específica con las tiras reactivas). 4.- Cada participante se pesará cuidadosamente. 5.- Los participantes del 1 al 3 deberán beber las soluciones en un lapso de 10 minutos: el #1 la solución salina, el #2 el agua potable y el #3 el café. El #4 será testigo en el experimento. Al término de la bebida se pesarán de nuevo. 6.- Durante la siguiente hora y media, se hará recolección de orina de los cuatro participantes midiendo el volumen y la osmolaridad y pesando a los participantes. 7.- Cada equipo elaborará un reporte con los resultados graficados (explicando cada cambio e identificando variable dependiente e independiente) y conclusión.

8.- Al término de la sesión, el subgrupo se dividirá en tres equipos para asignárseles el diseño y elaboración de un modelo experimental por equipo: Equipo #1.- Demostrar la influencia del área de corte transversal en la difusión. Equipo #2.- Demostrar la influencia del grosor de la membrana en la difusión. Equipo #3.- Demostrar la influencia del gradiente de concentración en la difusión.

7. Bibliografía.




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1. Sesión 14 pH y difusión 2. Competencia a desarrollar en la sesión.

Explicar y aplicar la Ley de Fick a través de realizar sencillos experimentos que le permitan comprender cada componente de la ecuación y manejar con propiedad los factores que determinan la difusión y velocidad de difusión de moléculas a través de un solvente y a través de membranas semipermeables cambiando experimentalmente esos factores y prediciendo el resultado. Comprender y explicar la importancia de los sistemas amortiguadores en el organismo a través de la observación del cambio de pH provocado en diferentes soluciones; determinar el trastorno ácidobásico más probable en función de los valores de pH y pCO2 en correlación con las manifestaciones clínicas en una síntesis del conocimiento teórico, científico y clínico con disciplina y actitud proactiva.


Se aplicará un examen. Se promediarán las calificaciones obtenidas en ambas actividades con un valor total de 50%. El otro 50% será la calificación obtenida con el experimento inicial.


La vida depende de la interacción de diferentes sustancias que difunden a través de nuestro medio interno y entre este y el interior de las células. Buena parte del funcionamiento adecuado depende de la velocidad con que difunden las moléculas, velocidad que es determinada por algunos factores y puede ser modificada si se alteran esos factores. De ahí la importancia de que el alumno comprenda la participación de esos factores (solubilidad, gradiente de concentración, temperatura, área de corte transversal, grosor de la membrana y distancia a recorrer) en la difusión de moléculas a través de la vivencia experimental.


3 Cajitas de cintas reactivas para determinar pH. 500 ml de solución fisiológica de NaCl 500 ml de agua destilada 20 ml de ácido clorhídrico 20 ml de solución de hidróxido de sodio al 10% 30 Pipetas 3 Jeringas 6 Torundas alcoholadas 3 Torniquetes 3 Tubos con anticoagulante



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15 Tubos de ensayo 3 Vasos con tapadera hermética.


1.- Al término de la sesión anterior, el subgrupo se dividió en tres equipos para asignárseles el diseño y elaboración de un modelo experimental por equipo: Equipo #1.- Demostrar la influencia del área de corte transversal en la difusión. Equipo #2.- Demostrar la influencia del grosor de la membrana en la difusión. Equipo #3.- Demostrar la influencia del gradiente de concentración en la difusión. 2.- El día correspondiente a esta sesión, a un voluntario sano de cada equipo se le extraerán unos 3 ml de sangre que se depositarán en los tubos con anticoagulante y se dejarán reposar para separar el plasma. 3.- Otros tres voluntarios sanos donarán unos 20 ml de orina. 4.- Cada equipo montará su modelo experimental y hará la demostración correspondiente. 4.- Enseguida cada equipo preparará cuatro tubos de ensayo: uno con agua destilada, otro con solución fisiológica, otro con orina y un más con plasma, siempre con la misma cantidad. 5.- A cada muestra se le determinará el pH y se quedará registrado. 6.- A cada muestra se le agregarán 5 gotas de HCl, se les determinará el pH y se registrará. 7.- Enseguida se le agregarán 5 gotas de NaOH, se les determinará el pH y se registrará. 8.- Con los datos obtenidos se harán gráficas y se buscará explicar y discutir las diferencias entre las muestras basales y en los cambios provocados.

7. Bibliografía.




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1. Sesión 15 Modelo experimental 2. Competencia a desarrollar en la sesión.

Diseñar, elaborar y montar un modelo experimental con el que se pueda registrar para su análisis algún cambio fisiológico (*) o un prototipo de simulador de alguna de las funciones analizadas durante el semestre mostrando disposición para el trabajo en equipo y la colaboración interdisciplinaria dentro del marco de la ética.


El profesor otorgará una calificación general a todo el equipo por el modelo, misma que será promediada por una personal que el profesor otorgará de acuerdo a la participación y conocimientos de cada uno de los integrantes del equipo.


Se trata de un modelo experimental sobre registro de algún evento fisiológico, diseñado y elaborado por los alumnos, que durante el semestre deberá ir siendo consultado y acordado con el profesor, de tal manera, que una semana antes se haga la solicitud de insumos de los que hay en existencia en el laboratorio.


El que hayan solicitado los alumnos la semana anterior.


1.- Cada uno de los equipos montará sus modelos explicándolos al resto del grupo.

7. Bibliografía.

Guyton-Hall, Tratado de Fisiología Médica. Ediciones 9ª, 10ª u 11ª.

Editorial Interamericana. West (Best-Taylor), Bases Fisiológicas de la Práctica Médica. 12ª edición. Editorial

Médica Panamericana. Berne-Levy, Fisiología. 2ª edición. Editorial Hartcourt-Brace.

Rhoades-Tanner, Fisiología Médica. Versión 1997 al español. Editorial Masson.



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Schmidt-Thews, Fisiología Médica. 24ª edición.

Editorial Interamericana-McGraw-Hill.

Ganong, William F Fisiología Médica.. Eitorial Manual Moderno 16ta edición. México

Moncastle, Vernon Medical physiology. Editorial Mosby 17ta edición.



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ANEXOS.

Equipo AD Instruments

Anexo I

El monitor de electrocardiografía El cable es el que termina como se muestra en la siguiente foto.

A ese cable se le debe conectar el múltiple que termina en los electrodos de la siguiente foto.

Estas terminales se colocan sobre el sujeto para registro haciendo un triángulo en el pecho. Se deben elegir 2 para un canal (ahí se muestran los que correspondientes positivo y negativo) más el verde (tierra común). El otro extremo se debe conectar a la interfase de transducción en el contacto más grande.



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Anexo II

El transductor de pulso Es un dispositivo pequeño que se coloca sobre el pulpejo de un dedo manteniéndolo en su lugar con la banda de velcro que lo acompaña..

El otro extremo se conecta a la internase de transducción en uno de los 4 canales

Anexo III

El transductor de fonocardiografía Es un micrófono que se coloca sobre el tórax manteniéndolo en su lugar con cinta adhesiva (en donde mejor se escuchen los ruidos cardiacos). En forma similar al anterior, se conecta a uno de los canales de la internase de transducción.

Anexo IV

El transductor de fuerza Es un dispositivo (se muestra en la siguiente foto) que se utiliza para registrar la fuerza que se aplica en el sentido de las flechas (ver foto). Trae su cable integrado y se conecta a uno de los 4 canales de la interfase de transducción.



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Anexo V

El transductor de electromiografía Utilizando los mismos procedimientos y aditamentos del anexo I pero colocando los electrodos sobre el músculo que se desea registrar.

Anexo VI

El transductor de electroencefalografía Utilizando los mismos procedimientos y aditamentos del anexo I pero colocando los electrodos sobre frente.

Anexo VII

El espirómetro La manguera une la turbina con el transductor neumático. La turbina se une al filtro de la boquilla a través de un conector tipo acordeón. El cable se conecta a uno de los 4 canales. Tal como se muestra en la siguiente foto.



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Anexo VIII

La interfase de transducción Es un pequeño aparato con dos caras para su manejo. Una tiene los contactos de entrada (como los de los cables de los transductores), son, propiamente los 4 canales:

Otra tiene los contactos de salida (a la computadora) y para la corriente eléctrica.

Para integrar un canal de registro es necesario dar los siguientes pasos: 1.- Conecta a la corriente la interfase. 2.- Conecta la interfase a la computadora (software Lab Chart) con el cable USB. 3.- Enciende el equipo (la interfase tiene dos interruptores: uno enfrente y otro atrás). 4.- Coloca el transductor correspondiente, cuando se requiere, en el sujeto de registro (alumno voluntario y conéctalo en uno de los canales de la interfase.



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5.- Activa el Lab Chart desde el desk top de la computadora. 8.- Elige “New”. 9.- Selecciona el número de canales que vas a utilizar (en setting). 10.- Activa “Start” y tendrás los registros. 11.- A la derecha de cada carril de canal se encuentran los símbolos + y -, con esos símbolos puedes determinar la amplitud de los trazos; abajo a la izquierda están unos símbolos iguales pero de diferente tamaño para subir y bajar la velocidad del trazo.

Anexo IX El electrocardiógrafo

1.- Instalar el cable de corriente (1) y conectar el aparato a la electricidad.

2.- Instalar el cable de electrodos (2) y, en cada punta, instalar un electrodo.

3.- Colocar los cables al paciente (estando este acostado) de acuerdo a la codificación estándar (RA=brazo derecho, LA= brazo izquierdo, etc.) untando una capa delgada de gel conductor en cada uno.



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4.- Encender el aparato con el botón de un costado (3) y con el de arriba (4).

5.- En la pantalla del electrocardiógrafo compruebe que está en la modalidad de “3 canales” . Si no está, no le mueva, pregunte al profesor. Si no da señal de alguna alarma (electrodo suelto o falta de papel), oprimir el botón de inicio automático y esperar a que salga el registro impreso, esto no tarda más de un minuto. 6.- Si se activa la alarma de “electrodo suelto”, revíselos y corrija. 7.- Si se activa la alarma de “falta de papel”, solicite al profesor el papel y la asesoría para instalarlo. 8.- Si desea el registro de alguna derivada en especial, es necesario elegir la modalidad de “1 canal”, para tal situación asesórese del profesor. 9.- Al detenerse el corredor de papel, puede desprender el registro y rotúlelo con el nombre del alumno correspondiente. 10.- Si desea tomar otro electrocardiograma a otro paciente, retire los electrodos del paciente actual, límpielos y repita desde el paso #3. 11.- Una vez tomados los electrocardiogramas deseados, retire los electrodos, límpielos, sepárelos de los cables y guarde todo cuidadosamente en la misma caja en que estaba.

Anexo X El neumógrafo Este transductor se utiliza para registrar la frecuencia respiratoria y la profundidad de la respiración. Está contenido en una banda (ver siguiente foto) que se coloca alrededor del torax o del abdomen con un cinto de velcro (dependiendo de en dónde sean más amplios los movimientos respiratorios). El cable se conecta en uno de las 4 canales en la interfase de transducción.



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Anexo XI

El refractómetro Este es un dispositivo óptico. Se coloca una gota de la solución problema sobre la ventana, se cierra y se lee la densidad a través de la lente y contra la luz. Entre una lectura y otra es necesario asegurarse de limpiar bien la ventana.

Anexo XII

El oxímetro 1.- Conectar el aparato a la electricidad. 2.- Colocar el sensor en un dedo índice del sujeto al que se le medirá la saturación de hemoglobina con oxígeno y conectar el cable al aparato. 3.- Encenderlo con el botón correspondiente. 4.- Esperar tres minutos, con el sujeto recostado en decúbito dorsal, para hacer las lecturas en la pantalla del aparato.

5.- Al finalizar la práctica, apague el aparato, desconéctelo y retire el sensor del dedo del sujeto; limpie con un pañuelo desechable suavemente el sensor, recoja y entregue al auxiliar del laboratorio.

Anexo XIII

El estimulador



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Este dispositivo tiene los dos contactos en el mismo cuerpo (ver foto) y se coloca sobre la superficie de lo que se quiere estimular eléctricamente. Se conecta a la interfase en el área “Isolated Stimulator”, cada polo de acuerdo a su color. En la pantalla de Lab Chart buscar settings > stimulator. Aparecerá una pantalla para seleccionar las características de los estímulos. Para saber que están saliendo los “disparos”, se encienden los foquitos del área “Isolated Stimulator”.

VI. TABLA DE CAMBIOS.

Tabla de Cambios

Revisión Fecha Descripción

3 19/12/11 Reelaboración sin sacrificio de animales.

4

09/01/13

Se modifica el orden de las prácticas y se adecua al formato GC-FR-012 Rev. 4.

5

23/07/13

Se adapta a equipo de registro más moderno.

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L2-ML-001 Manual Biofisica Funcional

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