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“ LEISHMANIASIS VISCERAL
CANINA”
Dra. Victoria Fragueiro Frías
Departamento de Clínica, Patología y Tratamiento
INP “Dr. Mario Fatala Chaben”
ANLIS. Dr.Carlos G. Malbrán.
Especies de Leishmania
Causando Enfermedad en Humanos
Trypanosomatidae
Leishmania
LeishmaniaViannia
L donovani
L. donovani
L. chagasi
L. infantum
L. archibaldi
L. tropica
L. tropica
L. killicki
L. major L. aethiopica
L. aethiopicaL. major
L. mexicana
L. mexicana
L. amazonensis
L. venezuelensis
L. pifanoi
L. garnhami
L. braziliensis
L. braziliensis
L. peruviania
L. guyanensis
L. guyanensis
L. panamensis
Familia
Género
Subgénero
Complejo
Especies
L. lainsoni
L. shawi
L. colombiensisFuente Saravia N, Reunión OPS, Medellin 2008
En América
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Distribución La Leishmaniasis es endémica en 88 países de 4 continentes.
Más del 90% de la leishmaniasis cutánea ocurre en Algeria, Etiopia,
Sudan, Irán, Afganistán, Siria, Arabia Saudita, Brasil y Perú.
Más del 90 % de los casos de leishmaniasis visceral ocurren en Nepal,
Bangladesh, India, Sudán, Etiopia y Brasil.
Distribución mundial de
la leishmaniasis cutánea.
Distribución mundial de
la leishmaniasis visceral.
1 500 000 casos/año
500 000 casos/año
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VECTORES
Leishmaniasis Tegumentaria Americana
o Lutzomya whitmani, o Nyssomyia neivai, o Migonemyia migonei, o L. intermedia, o ...entre otras.
Leishmaniasis visceral
o Lutzomya longipalpis
Ny. neivai
Mg. Migonei + Ev.
cortelezzi /salessi
Ny . whitmani
Sp.
LTA esporádica
LTA epidémica
selvática
LTA epidémica
peridoméstica
Riesgo
Distribución de spp. interés
sanitario de LT en Argentina
Salomon OD., Rosa JR, Stei M, Quintana MG, Fernández MS, Visintin AM, Spinelli GR, María M Bogado de Pascual MM, Molinari ML,
Morán ML, Valdez D, Bruno MR. 2008.Phlebotominae (Diptera: Psycodidae) fauna in the Chaco region and Cutaneous Leishmaniasis
transmission patterns in Argentina. Memorias do Instituto Oswaldo Cruz., Rio de Janeiro.103(6): 578-584
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LV. Distribución de vectores y secuencia de casos
Lu. longipalpis
LV canina
LV humana
2004
2006
2008-2009
2010
2000
2000 Primeras citas de presencia del vector
(Formosa)
2004 LVC
2006 LVH Posadas Misiones
2010 Salto R. O. Uruguay
2015 Concordia, Entre Ríos
2015
Salomón OD, Fernández M S, Santini MS, Saavedra S, Montiel N, Ramos MA, Rosa JR, Szelag E A, Martínez MF.
(2011) Medicina (Buenos Aires). 71: 22-2 ISSN 0025-7680
Oscar D Salomón, Yester Basmajdian, M Soledad Fernández, M Soledad Santini (2011) Mem Inst Oswaldo Cruz, Rio de
Janeiro, Vol. 106(3): 381-382.
País: 154 casos LVH acumulados 2006-2015. 2015: +3 hasta S.E. 18 + 1 S.E. 20
2013
2007-2008
Mg. migonei
2013 Salta
RESERVORIOS
LEISHMANIASIS TEGUMENTARIA AMERICANA Roedores (?) Perro (?)
LEISHMANIASIS VISCERAL Perro Hombre (?)
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Leishmaniasis cutánea INP
Leishmaniasis Visceral Htal JP Garrahan
FORMAS CLÍNICAS
Leishmaniasis mucosa INP
Leishmaniasis cutánea multiple INP
Leishmaniasis mucosa Cendie
LEISHMANIA (L.) CHAGASI TAXONOMÍA Y CICLO
Familia: Trypanosomatidae
Género: Leishmania
Subgénero: Leishmania
Complejo: L. donovani
Especie: L. donovani
L. infantum chagasi
Hospedador vertebrado
Amastigotes
Hospedador invertebrado
Promastigotes metacíclicos
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Ciclo infeccioso de Leishmania chagasi. Fonte: Greene, p.452, 1998.
CICLO DE LEISHMANIASIS VISCERAL
LV. TRANSMISIÓN
vectorial
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Transmisión Venérea
L. chagasi presenta tropismo por el sistema genital de los perros produciendo cambios inflamatorios. Con presencia de parásitos en epidídimo, prepucio y pene.
Se comprobó la presencia de amastigotes en semen. Su presencia es frecuente pero intermitente.
Las hembras en general no muestran lesiones en su sistema genital y el parasitismo solo se comprobó en vagina.
Perros infectados (LVC), son capaces de infectar hembras sanas en ambientes controlados libres de vectores.
(Diniz, S.A.et al. 2005), (Silva 1F.L. et al.2009)
Se ha demostrado la T.V. por vía tras placentaria a fetos, en cachorros paridos muertos y en aquellos nacidos por cesárea.
Se comprobó la presencia de parásitos tanto en placenta como en fetos.
(P M Boggiatto 2011), (Pangrazio KK et al. 2009), (Silva SM et al. 2009)
Transmisión vertical
.
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Transmisión por transfusión de sangre
Se comprobó la transmisión de LVC por transfusión de sangre proveniente de perros infectados.
Fue posible aislar parásitos de muestras de sangre entera y de concentrado globular a partir de perros infectados sintomáticos y asintomáticos.
Perros poli transfundidos a partir de estos donantes sintomáticos o asintomáticos presentan una tasa de seroconversión de aproximadamente el 40 %.
(Freitas E, 2006)
IMPORTANCIA DEL DIAGNÓSTICO
LVC ○ los perros infectados, con o sin manifestaciones
clínicas, son el principal reservorio de la enfermedad.
o poseen alta capacidad infectante para el vector. (Molina
et al 1994. L. infantum: Sintomáticos 70% , Asintomáticos 54%).
o la presentación de casos caninos precede a los casos
humanos.
o la prevalencia de perros infectados es mayor respecto
de la humana.
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o en el ámbito doméstico, la mayoría de los caninos con serología positiva, son asintomáticos. o la transmisión activa de LVC en la Argentina: afecta a las provincias de Salta, Jujuy, Catamarca, Tucumán, Formosa, Chaco, Santiago del Estero, Misiones, Entre Ríos y Corrientes (Fuente: Programa Nacional de Control de Leishmaniasis - Dirección Nacional de Vectores).
o se recomienda la práctica de eutanasia a los perros diagnóstico parasitológico y/o serológico positivos.
CLÍNICA
Período de incubación: 2-8 meses hasta años.
Desarrollo de la infección:
Primariamente se presenta sintomatología inespecífica: pérdida de peso, apatía, anorexia y ocasionalmente síndrome febril prolongado, lesiones cutáneas (descamación, eczemas y/o ulceraciones) en hocico, región nasal, orejas, rabo y articulaciones.
En fases mas avanzadas: descamación generalizada, linfoadenopatía, alopecía, esplenomegalia, onicogrifosis, queratoconjuntivitis, artritis, edemas, sangrados, diarrea.
En la fase final: compromiso del sistema nervioso con paresia de tren posterior, grave caquexia y muerte.
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Linfoadenopatía 93.5 %
Onicogrifosis 75 %
Lesiones cutáneas 58.7 %
Pérdida de peso 26.1 %
Caquexia 23.9 %
Trastornos locomotores 22.8 %
Conjuntivitis 18.5 %
Anorexia 16.5 %
Polidipsia 13 %
Polifagia 13 %
Epistaxis 8.7 %
Diarrea 6.5 %
SÍNTOMAS Y/O SIGNOS CLÍNICOS SEMIAO Y SANTOS ET AL. 1995 (N=93) PORTUGAL. L.INFANTUM
LESIONES CUTÁNEAS MÚLTIPLES
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ONICOGRIFOSIS
DIAGNOSTICO DE LABORATORIO
Parasitológico Serológico
Biopsia/aspirado
Médula Ósea
Bazo
Ganglio linfático
Hígado
Piel/Mucosa
Frotis-Cultivo-Inoculación
hámsters –Histopatología-
PCR
rK39
ELISA
IFI
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LV: DIAGNÓSTICO INDIRECTO
rK39 (KALAZAR DETECT INBIOS)
es un antígeno recombinante que
presenta una secuencia repetitiva de
39 aminoácidos; se expresa
predominantemente en amastigotes
y está altamente conservado en las
especies que causan LV.
la presentación en tiras para
inmunocromatografía es de rápida y
sencilla utilización .
SENSIBILIDAD rK39 KALAZAR DETECT INBIOS
n= 84 (perros con frotis positivo)
rK39 positivo: 80/84
rK39 negativo: 4 /84
Sensibilidad: 95,2% (VP/VP +FN)
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ESPECIFICIDAD rK39 KALAZAR DETECT INBIOS
n=101 (perros sanos de área no endémica) 2/101 n=61 (perros con otras patologías) Enfermedad de Chagas : 0/35 Demodicosis: 0/3 Dirofilariasis: 0/10 Leptospirosis: 0/13
Especificidad: 98,8% (VN / VN +FP)
Con la muestra se pueden realizar:
frotis
cultivos
inoculación en animales de laboratorio
PCR
histopatología
DIAGNÓSTICO DIRECTO
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FROTIS
o permite la visualización de formas amastigotes de
Leishmania; es práctico, de bajo costo y tiene
mínimos requerimientos de infraestructura .
o los amastigotes de leishmania son pequeños
elementos redondos u ovalados, de
aproximadamente 5 μm x 3 μm.
o se caracterizan por presentar un núcleo central y
un quinetoplasto excéntrico.
Facultad de Ciencias Veterinarias - U.B.A.
PAAF Ganglio
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Pueden hallarse dentro o fuera del macrófago
HISTOPATOLOGÍA
es de baja sensibilidad, dado que los procedimientos
realizados sobre las muestras producen gran
retracción morfológica.
requiere gran experiencia del operador.
no es el método de elección para el diagnóstico.
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HISTOPATOLÓGICO. GIEMSA
Tipo de muestras que pueden analizarse por la PCR
•Biopsias
•Médula ósea
•Extendidos
•Sangre
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PCR (Polymerase Chain Reaction)
es una técnica rápida, altamente sensible y
específica para el diagnóstico.
permite obtener un gran número de copias de un
fragmento de ADN particular.
permite identificar diferentes especies de
leishmanias (“enzimas de restricción”).
el riesgo de contaminación es la principal
desventaja de la PCR.
ADN genómico o nuclear
Núcleo
Genoma haploide tiene 34 Mb.
Tienen entre 34-36 cromosomas,
(tamaño de 0.3 a 2.5 Mb)
ADN extracromosómico
Mitocondria y kinetoplasto
Maxicírculos
Minicírculos
ADN del parásito
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CULTIVO
Recomendable para:
producción de alto número de parásitos.
producción de antígenos.
inoculación en animales sensibles.
“screening” de drogas.
se realiza inmediatamente de obtenida la muestra, en medios apropiados.
no se utiliza como diagnóstico de rutina.
es útil como método de certeza complementario, o ante falla de otros métodos.
es una técnica auxiliar, que permite el aislamiento del parásito para su tipificación.
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MEDIOS DE CULTIVO
no existe un medio universal que permita el
crecimiento de las distintas especies de
Leishmania, ya que presentan diferentes
requerimientos nutricionales.
los más utilizados son los medios bifásicos de agar
sangre (medio de NNN, Seneikje) y los medios
líquidos, de cultivo de células (Schneider, RPMI,
etc.), enriquecidos con suero fetal bovino
inactivado (10 - 20%).
PROMASTIGOTES
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PROMASTIGOTES
INOCULACIÓN EN ANIMALES DE LABORATORIO
considerado de escaso valor práctico para el diagnóstico debido al tiempo de observación requerido (lesiones a los 2-4 meses post inoculación).
de gran utilidad en caso de cepas de difícil crecimiento, o inóculos contaminados.
el hámster dorado es el animal de elección.
se pueden inocular amastigotes o promastigotes y por distintas vías de inoculación.
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LEISHMANIASIS VISCERAL
50 días post inoculación IC/IP
CASO CLÍNICO
N°1 N°2
N°3
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N°1: Área endémica, asintomático, rK POS. Dx: Leishmaniasis visceral canina (LVC) N°2: Área endémica, poli sintomático, rK NEG, Frotis NEG para leish. Dx: SARNA SARCOPTICA N°3: Caniche de criadero, nacido en CABA, comprado en criadero, con dermatitis. rK POS, paaf Gl. POS . Dx: Leishmaniasis visceral canina (LVC)
RESUMIENDO…
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PREVENCIÓN o Estrategia antivectorial en caninos
1. Collares tratados con Deltametrina. Se consiguen niveles
repelentes e insecticidas durante 5/6 meses. (Reithinger et al.
2001),(David et al. 2001), (Mazloumi et al. 2002)
2. Pipetas con Permetrina al 65 %. Hay que repetirlas en forma mensual. (Molina et al. 2001)
3. Pipetas (spot-on) con Permetrina 50% e Imidacloprid 10%, 3/ 4 semanas (Miro et al.2005)
4. Definida la dinámica vectorial, resguardar los perros en caniles protegidos con telas mosquiteras ( impregnadas o no con deltametrina) en la época y horarios de transmisión.
o Vacunas ¿?
VACUNA:
(OPS/OMS. VIGILANCIA DE LA SALUD, Y PREVENCIÓN Y CONTROL DE ENFERMEDADES
TRANSMISIBLES. PROGRAMA REGIONAL DE LEISHMANIASIS. NOV.2015)
Hay dos vacunas en el mercado, una en Europa y otra en Brasil.
“No hay estudios que comprueben la efectividad del uso de esas vacunas en la reducción de la incidencia humana de leishmaniasis visceral, por lo que se ha restringido su uso a la protección individual de perros y no se ha validado como una estrategia para el control de la enfermedad”.
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ENVIO DE MUESTRA
Punción: realizarla en condiciones de esterilidad. Colocar en tubo estéril:
PAMO con anticoagulante.
Frotis o extendido: Enviarlos fijados en metanol y rotulados.
Proteger el preparado de la humedad y del calor.
Biopsias:
Para cultivo: en frasco estéril, sumergida en 2-3 cm³ de sol. fisiológica +ATB
(100 U/ml de Penicilina + 100 µg/ml de Estreptomicina)
Serología: 2 cc de suero en tubo seco, con tapa a rosca.
Hasta 48/72hs, refrigerado a 2-8ºC. Mayor tiempo, congelarlo.
• Remitir preferentemente dentro de 24 hs de obtenidas.
• Mantenerlas refrigeradas, no congeladas.
• En condiciones rigurosas de bioseguridad, flecha indicativa de
posición, rotuladas, con resumen de historia clínica y datos del
remitente (Tel.,e-mail).
“REUNIÒN DE CONSENSO SOBRE MANEJO DE LVC” PUERTO IGUAZÙ. AGOSTO 2015
1. Constituir un Órgano Consultivo Intersectorial (durante 2016)
2. Establecer programas de control de LV (ctrol municipal,
estratificación de riesgo, estrategias integradas de ctrol.)
3. Vigilancia, notificación y flujo de información (notificación
obligatoria, cada jurisdicción tendrá diferentes actores de carga
en el sistema SNVS SIVILA,etc..)
4. Red de laboratorios de diagnóstico ( lab certificados para
implementar el diagnóstico, podrán ser públicos o privados. INP
es el laboratorio Nacional de referencia)
5. Incorporación de LVC en libreta sanitaria (identificación unívoco
del animal diagnóstico serológico parasitològico)
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6- Acta de compromiso de co-responsabilidad para el ámbito privado
(firmada por el veterinario, el tenedor responsable y un
representante del Estado) exceptuados : animal polisintomático,
animal que viva en escenarios de alto riesgo, o animales que
evolucionen a polisintomáticos.
MUCHAS GRACIAS
Dra. Fragueiro Frías Victoria