McGrawHill - Fundamentos de Neurociencia

FUNDAMENTOS DE NEUROCIENCIA

MANUAL DE LABORATORIO

Se acompaña de CD interactivo

Fernando Rodríguez • Cristina Broglio • Emilio DuránAntonia Gómez • Francisco M. Ocaña

Fernando Jiménez-Moya • Cosme Salas

Laboratorio de Psicobiología

UNIVERSIDAD DE SEVILLA

MADRID • BOGOTÁ • BUENOS AIRES • CARACAS • GUATEMALA • LISBOA • MÉXICONUEVA YORK • PANAMÁ • SAN JUAN • SANTIAGO • SÃO PAULO

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FUNDAMENTOS DE NEUROCIENCIA

MANUAL DE LABORATORIO

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FUNDAMENTOS DE NEUROCIENCIA. MANUAL DE LABORATORIO

No está permitida la reproducción total o parcial de este libro, ni su tratamien-to informático, ni la transmisión de ninguna forma o por cualquier medio, ya seaelectrónico, mecánico, por fotocopia, por registro u otros métodos, sin el per-miso previo y por escrito de los titulares del Copyright.

DERECHOS RESERVADOS © 2006, respecto a la primera edición en español, porMcGRAW-HILL/INTERAMERICANA DE ESPAÑA, S. A. U.

Edificio Valrealty, 1.ª plantaBasauri, 1728023 Aravaca (Madrid)

ISBN: 84-481-9831-XDepósito legal:

Editor: José Manuel CejudoDiseño de cubierta: Creativos Arga, S.L.Preimpresión: Creativos Arga, S.L.Diseño y composición de CD: Creativos Arga, S.L.Impreso en

IMPRESO EN ESPAÑA - PRINTED IN SPAIN

84-481-9821-2 Portellano. Introducción a la Neuropsicología.

La Neuropsicología estudia las relaciones entre el cerebro y la conducta,prestando especial atención a las consecuencias del daño cerebral sobre lasfunciones cognitivas y el comportamiento. Las lesiones cerebrales no solocausan secuelas físicas, sino también trastornos cognitivos que afectan a fun-ciones mentales básicas para la persona, como la memoria, el pensamiento oel lenguaje, provocando muchas veces efectos más discapacitantes y devasta-dores que las secuelas físicas. El libro está dirigido a profesionales y estu-diantes del ámbito sanitario, educativo o psicosocial interesados por el dañocerebral. La Neuropsicología, junto con otras disciplinas implicadas en el pro-blema, pretende mejorar el diagnóstico, el tratamiento y la orientación deldaño cerebral sobrevenido, procurando mejorar la calidad de vida de las per-sonas afectadas.

97-010-3972-6 Rains. Principios de Neuropsicología Humana.

Se expone el material de manera profunda y amplia promoviendo la moti-vación y el interés del estudiante. Su forma de abordar al material no solo lohace accesible a los estudiantes, si no que revela aquellos aspectos apasionan-tes del campo que aún esperan respuesta. Otro rasgo singular de la obra es quepromueve el aprecio por la naturaleza interdisciplinaria de la neuropsicología,al abordar su análisis por nivel, desde la célula como unidad hasta los efectosde una lesión importante.

84-481-3455-9 Kolb/Whishaw. Cerebro y conducta. Una introducción

Los autores han abordado esta narración imaginándose como estudiantesque reciben su primer curso de Neurociencia y han intentado hacerla com-prensible estructurando el texto en torno a las cuestiones básicas que se plan-tean sobre el cerebro, tanto en cuanto estudiantes como en cuanto neurocien-tíficos: ¿Por qué tenemos un cerebro?, ¿Cómo está organizado?, ¿Cómo afec-tan las drogas nuestra conducta?, ¿Cómo aprende el cerebro?, ¿Cómo piensa?Destacar éstas y otras cuestiones básicas sobre el cerebro ayudará a que seentiendan nuestras razones para cubrir la información que damos en este libro.El lector encontrará muchas ayudas pedagógicas en cada capítulo. Por ejem-plo, cada capítulo comienza con un esquema y con una viñeta de presentaciónque enlaza el universo del cerebro y la conducta con alguna experiencia con-creta. En los capítulos hay revisiones finales que ayudan a los estudiantes arecordar los puntos principales, figuras al margen que añaden ilustraciónvisual a los conceptos, y un glosario anexo en los márgenes que destaca yafianza la definición de términos importantes.

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vPara obtener más información, consulta nuestra página web: www.mcgraw-hill.es

A nuestras familias

A nuestros estudiantes

"...saqué entonces la conclusión de que lossabios... son hombres como todos los demás,sin otra ventaja que el haberse preparadoadecuadamente para la investigación"

Santiago Ramón y Cajal, 1917

PRÓLOGO....................................................................................................................... xv

1. MACROANATOMÍA DEL SISTEMA NERVIOSO: DISECCIÓN DEL CEREBRO DE LA OVEJA................................................................................................................ 1

Preparación de los cerebros....................................................................................... 2Examen superficial....................................................................................................... 3

Meninges y vascularización cerebral................................................................. 3Visión dorsal y lateral del encéfalo.................................................................... 5Visión ventral del encéfalo................................................................................. 6

Disecciones.................................................................................................................. 9Disección sagital media..................................................................................... 9Disección de tractos y vías................................................................................ 12Disección del asta posterior del ventrículo lateral............................................ 14Disecciones internas........................................................................................... 16

Estudio mediante cortes seriados............................................................................... 24Atlas fotográfico............................................................................................................ 27Recomendaciones de uso del CD.............................................................................. 37Lecturas recomendadas.............................................................................................. 37

2. USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO.......................................................................... 39

Componentes del microscopio..................................................................................... 41Elementos mecánicos......................................................................................... 41Elementos ópticos............................................................................................... 42

Características ópticas del microscopio...................................................................... 45Aumento total del microscopio........................................................................... 45Poder de resolución y apertura numérica......................................................... 46Poder de definición............................................................................................. 46Profundidad de foco y profundidad de campo.................................................. 46Contraste............................................................................................................. 48

Reglas para el manejo y conservación del microscopio........................................... 48Procedimiento de enfoque.................................................................................. 49Enfoque con objetivo de inmersión................................................................... 50Ajuste de la iluminación..................................................................................... 51Mediciones.......................................................................................................... 52

Captura de imágenes: Fotomicrografía y dibujo a cámara clara.............................. 53Recomendaciones de uso del CD.............................................................................. 55Lecturas recomendadas.............................................................................................. 55

xi

Índice


3. TÉCNICAS NEUROHISTOLÓGICAS......................................................................... 57

Fijación del tejido nervioso.......................................................................................... 58Procedimientos de corte de tejido nervioso............................................................... 60

Corte con microtomo de parafina...................................................................... 61Corte con microtomo de congelación................................................................ 65

La tinción de Nissl....................................................................................................... 67Procedimiento...................................................................................................... 67Observación al microscopio............................................................................... 68

La tinción de Klüver-Barrera....................................................................................... 69Procedimiento...................................................................................................... 69Observación al microscopio............................................................................... 71

La tinción de Golgi...................................................................................................... 71Procedimiento..................................................................................................... 71Variantes del procedimiento general................................................................. 75Observación al microscopio............................................................................... 77

Protocolos..................................................................................................................... 78Recomendaciones de uso del CD.............................................................................. 81Lecturas recomendadas............................................................................................... 81

4. ANATOMÍA DEL CEREBRO DE LA RATA. ESTUDIO MEDIANTE CORTES SERIADOS...................................................................................................................... 83

Obtención de las secciones........................................................................................ 84Estudio guiado de la anatomía del cerebro de la rata.............................................. 84

Visiones externas................................................................................................ 86Estudio mediante cortes coronales, sagitales y horizontales........................... 87Secciones coronales........................................................................................... 89

Atlas fotográfico.............................................................................................. 94Secciones sagitales............................................................................................ 109

Atlas fotográfico.............................................................................................. 110Secciones Horizontales...................................................................................... 114

Atlas fotográfico.............................................................................................. 116Indice de estructuras y secciones............................................................................... 120Recomendaciones de uso del CD.............................................................................. 127Lecturas recomendadas............................................................................................... 127

5. MICROESTRUCTURA DE LA CORTEZA DEL CEREBELO.................................. 129

Capas y células de la corteza cerebelosa................................................................. 130Capa molecular................................................................................................... 130Capa de las células de Purkinje........................................................................ 136Capa de las células de los granos.................................................................... 136

Neuroglía del cerebelo................................................................................................. 141Fibras aferentes de la corteza del cerebelo............................................................... 143

Fibras musgosas................................................................................................. 143Fibras trepadoras................................................................................................ 144

Recomendaciones de uso del CD...............................................................................144Lecturas recomendadas............................................................................................... 144

xii

Índice

6. MICROESTRUCTURA DE LA CORTEZA CEREBRAL........................................... 145

Células y fibras corticales............................................................................................ 146Neuronas de proyección. Células piramidales...................................................146Células intrínsecas o de asociación.................................................................. 148Fibras corticales.................................................................................................. 153

Estratificación cortical................................................................................................... 154Estrato molecular o plexiforme (capa I).............................................................155Estrato granular externo (capa II)...................................................................... 155Estrato piramidal externo (capa III)....................................................................156Estrato granular interno (capa IV)..................................................................... 158Estrato piramidal interno (capa V)..................................................................... 160Estrato de las células polimorfas (capa VI)...................................................... 160

Circuitos corticales....................................................................................................... 160Recomendaciones de uso del CD.............................................................................. 162Lecturas recomendadas............................................................................................... 162

7. ELECTROFISIOLOGÍA DE LA MEMBRANA NEURONAL. POTENCIAL DE REPOSO Y POTENCIAL DE ACCIÓN.......................................................................... 163

Potencial de la membrana en reposo......................................................................... 164Potencial de equilibrio.........................................................................................165Flujo de iones en situación de reposo.............................................................. 168

Transmisión local de señales...................................................................................... 171Propiedades eléctricas pasivas.......................................................................... 172

El potencial de acción................................................................................................. 175Corrientes iónicas en el potencial de acción.................................................... 175Fases del potencial de acción............................................................................178Características funcionales del potencial de acción......................................... 180

Recomendaciones de uso del CD...............................................................................183Lecturas recomendadas............................................................................................... 183

8. TRANSMISIÓN SINÁPTICA....................................................................................... 185

Potenciales sinápticos.................................................................................................. 186Tipos de sinapsis......................................................................................................... 186

Sinapsis eléctricas.............................................................................................. 186Sinapsis químicas............................................................................................... 187

Tipos de receptores postsinápticos............................................................................. 188Receptores ionotrópicos..................................................................................... 189Receptores metabotrópicos................................................................................ 189Naturaleza excitadora o inhibidora de las sinapsis...........................................190

Integración sináptica.................................................................................................... 191Recomendaciones de uso del CD.............................................................................. 193Lecturas recomendadas............................................................................................... 193

INDICE ANALÍTICO........................................................................................................ 195

xiii

Durante las últimas décadas del siglo XX se ha producido un enorme avance en el cono-cimiento del sistema nervioso, debido en gran parte al desarrollo de las neurociencias,entendiéndose éstas como el conjunto de disciplinas encargadas del estudio de la función,el desarrollo, la química, la farmacología y las patologías del sistema nervioso. Las sofis-ticadas tecnologías de investigación desarrolladas durante las últimas décadas (paralelasal avance de conocimiento), han posibilitado la identificación de los mecanismos gené-ticos, moleculares y electrofisiológicos que participan en el desarrollo y la plasticidad delsistema nervioso. Sin duda, el éxito de estas disciplinas refleja también nuestra fascina-ción y curiosidad por saber cómo sentimos, cómo nos movemos o cómo pensamos. Losnuevos conocimientos y el empleo cada vez más extendido del método filogenético ocladístico en la aproximación comparada, han dado lugar a una visión nueva del compor-tamiento y la cognición, y de nuestra propia naturaleza.

Todo indica que los hallazgos neurocientíficos y sus aplicaciones médicas y socialestendrán un papel aún más relevante en los próximos años, y que aumentará la nece-sidad de poseer los conocimientos teóricos e instrumentales básicos en neurociencia. Eneste contexto resulta conveniente para los estudiantes disponer de recursos didácticosque les faciliten la aproximación a las neurociencias. Esta obra ha sido concebida paraque los estudiantes de cursos universitarios iniciales de Psicología, Biología, Ciencias dela Educación y otros estudios biomédicos, adquieran los conocimientos fundamentalessobre la anatomía cerebral y los principios de funcionamiento de las células nerviosas,introduciéndolos en el fascinante mundo de las ciencias del cerebro.

El carácter eminentemente práctico de este manual permite la realización de experien-cias reales de laboratorio orientadas al afianzamiento de los conceptos teóricos previa-mente estudiados. En particular, se abordan temas como la anatomía macroscópica delcerebro de los mamíferos, su organización citoarquitectónica o los mecanismos fisioló-gicos implicados en la generación de señales nerviosas y la comunicación interneuronal.

xv

Prólogo

Aunque los temas se tratan con rigor y profundidad, no se ha pretendido elaborar unmanual para investigadores y expertos de las neurociencias. En ese sentido, no seincluyen excesivos detalles que pudieran no interesar a quienes se inician en la materia,ni se hace referencia detallada a los autores y fuentes de cada uno de los descubri-mientos y aportaciones que aparecen en el texto.

Los capítulos se inician con una breve introducción teórica en la que se presentan losaspectos esenciales de cada tema y que son pertinentes para la realización de las acti-vidades prácticas propuestas. En cada capítulo, los temas seleccionados que comple-mentan lo esencial tratado en el texto se presentan en recuadros. Algunos capítulos seacompañan de anexos que contienen protocolos detallados para la realización de deter-minadas actividades prácticas. Para orientar el estudio más allá del ámbito de este libro,al final de cada capítulo se proporciona una lista de lecturas recomendadas que condu-cirán al estudiante a la literatura científica relacionada con cada temática.

El manual se acompaña del CD Fundamentos de Neurociencia. Laboratorio Virtual, quecomplementa los contenidos del texto y que contiene abundantes animaciones, simula-ciones, atlas, guías y actividades interactivas de aprendizaje y autoevaluación. Tanto elmanual como el CD se basan en un excelente material gráfico (figuras, fotografías y foto-micrografías), elaborado para esclarecer y reforzar el texto. Un pequeño recuadro al finalde cada capítulo del manual describe las actividades que se pueden realizar con el CD.

Todas las actividades que se describen en esta obra se pueden realizar en un modestolaboratorio de prácticas contando tan sólo con un microscopio óptico de rutina, materialeshistológicos de bajo coste y fácil adquisición y un ordenador personal.

Este trabajo es fruto de la experiencia de los autores en la difícil tarea de introducir a losestudiantes en el estudio de materias tan fascinantes, pero a la vez tan exigentes de rigory esfuerzo intelectual como la anatomía, la histología y la fisiología del sistema nervioso.Los autores, como investigadores en neurociencia, además de profesores, confiamos enque este libro sirva para atraer el entusiasmo y la dedicación de los jóvenes por el estudiodel cerebro de los vertebrados, la estructura biológica más compleja.

Finalmente, los autores queremos mostrar nuestro agradecimiento a Gerardo Labradorpor la inestimable ayuda técnica prestada durante la elaboración de esta obra.

Los autores

1Macroanatomía del

sistema nervioso:disección del cerebro

de la oveja

Para el estudio de la mayoría de los temasde Neurociencias, Neurobiología yPsicobiología es necesario poseer unosconocimientos sólidos sobre neuroana-tomía. El objetivo de este capítulo es elestudio de la anatomía macroscópica delcerebro de los vertebrados, tomando comomodelo el cerebro de un mamífero ungu-lado. Para ello se propone la realización deuna serie de actividades que permitiránobtener un conocimiento práctico ycompleto de la estructura y organizaciónmorfológica del sistema nervioso. Estatarea se abordará de una forma intere-sante y didáctica: observando cerebrosreales. La manipulación y disección de uncerebro real, la observación de la morfo-logía externa y de la disposición tridimen-sional de las estructuras cerebrales, de su

localización y relaciones espaciales conotras estructuras, proporcionan las condi-ciones más adecuadas para comprender laorganización anatómica del sistemanervioso central. El cerebro de la oveja,usado aquí como modelo, es especial-mente adecuado para estudiar la organi-zación anatómica del sistema nerviosocentral, pues reúne las característicasmorfológicas típicas del cerebro de losmamíferos, y su tamaño facilita la manipu-lación y la observación. Además, puedeconseguirse con facilidad. Antes decomenzar los ejercicios que se describena continuación, es conveniente estudiar losaspectos esenciales de la organizaciónanatómica del sistema nervioso central enalguno de los excelentes manuales que serecomiendan al final de este capítulo.

1

FUNDAMENTOS DE NEUROCIENCIA. MANUAL DE LABORATORIO2

PREPARACIÓN DE LOS CEREBROS

El cerebro fresco tiene una consistenciagelatinosa, es difícil de manipular y deseccionar, y se deteriora rápidamente, porlo que para facilitar su observación yestudio es conveniente fijarlo previamente.La fijación puede realizarse sumergiendolos cerebros en un baño de formaldehídoal 4-10% durante 4 ó 5 días. Para evitardeformaciones, es importante emplearrecipientes suficientemente grandes para

que los cerebros queden totalmentesumergidos en la solución fijadora yquepan holgadamente. Asimismo, paraevitar la acumulación de gases de formal-dehído, los recipientes deben cerrarseherméticamente y almacenarse en un lugarventilado. Una vez fijados, los cerebrospueden conservarse en una solución débilde formaldehído al 1%.

Tras la fijación es necesario enjuagar profu-samente los cerebros con abundante aguacorriente y dejarlos sumergidos en aguadurante 24 horas para evitar irritaciones delas mucosas y de la piel a causa del fijador.

Cuadro 1.1. Ejes y planos de referenciaLa compleja organización espacial del cerebro requiere un sistema que permita describir la loca-lización de las estructuras de manera precisa. Con este objetivo, habitualmente se emplean tresejes básicos: rostro-caudal, dorso-ventral y latero-medial. Estos ejes se definen en función de laposición del cerebro con respecto al cuerpo y por tanto están orientados de manera diferente enun animal cuyo sistema nervioso central está alineado con el cuerpo (como ocurre en la oveja yen la rata) que en el humano y algunos primates superiores, en los que la bipedestación (en espe-cial en humanos) se acompaña de la flexión del eje neural. Por este motivo, en humanos el eje ros-tro-caudal, que se extiende desde la parte frontal del encéfalo a la médula espinal, aparece flexio-nado y el cerebro se orienta en ángulo recto con respecto a la médula espinal. Asimismo, el ejedorso-ventral, que es perpendicular siempre al eje rostro-caudal, hace referencia a una direccióndiferente según se refiera al cerebro o la médula espinal. Para estudiar la estructura interna del cerebro se utilizan secciones del encéfalo y de la médulaespinal practicadas en tres planos anatómicos: coronal, horizontal y sagital. Las secciones hori-zontales se realizan en un plano paralelo al suelo desde un lateral del cerebro al otro. Las seccio-nes coronales se realizan perpendicularmente al eje rostro-caudal y van desde la superficie dorsala la ventral. Las secciones sagitales se realizan en un plano vertical paralelo a la línea media, y seextienden desde la superficie dorsal a la ventral.

3Macroanatomía del sistema nervioso: disección del cerebro de la oveja

Además, conviene emplear guantesdurante todo el proceso de manipulacióndel tejido nervioso. Durante la disección,se puede enjuagar el material tantas vecescomo sea necesario para eliminar restosde fijador. El tejido nervioso debe mante-nerse siempre húmedo tras la fijación. Portanto, las porciones que no se esténempleando para el estudio deben serprotegidas con una gasa húmeda, opermanecer sumergidas en una cubeta conagua. Esta recomendación es importantepues la deshidratación del tejido provocaun endurecimiento característico que difi-culta los ejercicios de disección. El colores también un buen indicador del gradode hidratación (la aparición de un tonomarrón indica deshidratación del tejido).

Los instrumentos necesarios para realizarlos ejercicios propuestos en el presentecapítulo son un cuchillo largo y bienafilado, unas tijeras de disección, unaspinzas, un bisturí y un objeto fino, romo yno cortante (podría servir el mango delbisturí) que permita separar estructuraspara hacer visibles otras más internas. Esrecomendable realizar únicamente aque-llos cortes que aporten información denuevas estructuras o la visión desde unaperspectiva diferente de una estructuraobservada con anterioridad (véase Cuadro1.1). Del mismo modo, es convenienterespetar siempre la mayor cantidad dereferencias anatómicas posibles.

EXAMEN SUPERFICIAL

En esta sección se realizará un estudiodetallado de las estructuras del sistemanervioso central que se pueden observarsin necesidad de hacer ningún ejercicio dedisección.

Meninges y vascularización cerebral

En primer lugar, se estudiarán las cubiertasmeníngeas (Cuadro 1.2). Si el cerebro quese está utilizando tiene aún la duramadre,ésta deberá ser retirada cuidadosamentecon la ayuda de unas tijeras de diseccióny unas pinzas. A continuación, se retirarála aracnoides. Tras haber eliminado lasdos capas meníngeas más superficiales sepuede advertir la piamadre, una membranamuy fina y altamente vascularizada, estre-chamente adherida a la superficie cerebral.También se pueden apreciar un grannúmero de vasos sanguíneos que irrigan elcerebro. En la superficie ventral del encé-falo se puede identificar la arteria basilar,que confluye con otras arterias formandoun círculo vascular conocido como polí-gono de Willis. Esta anastomosis posibilitauna adecuada irrigación del encéfalo encaso de oclusión de alguna arteria. En lasuperficie dorsal se localiza el seno sagital

Cuadro 1.2. Meninges encefálicasEl encéfalo está recubierto por tres membranas que desempeñan una función protectora y de sos-tén: la duramadre, la aracnoides y la piamadre. La duramadre o paquimeninge es la capa másexterna y está constituida por una densa capa de tejido conjuntivo. La capa más interna, denomi-nada piamadre, es una membrana translúcida y delgada compuesta por finas fibras reticulares yelásticas. La piamadre es la cubierta meníngea que sostiene los vasos sanguíneos y se mantienefuertemente adherida a la superficie cerebral, extendiéndose incluso dentro de los surcos y las cir-cunvoluciones. Entre la duramadre y la piamadre se encuentra la aracnoides, membrana menín-gea constituida por finas fibras reticulares dispuestas de modo que constituyen una auténticamalla. La aracnoides se encuentra unida a la duramadre y no se introduce dentro de los surcos,únicamente lo hace en la cisura longitudinal. Debido a la similitud estructural existente entre laaracnoides y la piamadre, a ambas membranas meníngeas se les denomina leptomeninges. Entrela aracnoides y la piamadre se sitúa el espacio subaracnoideo, por donde circula el líquido cefa-lorraquídeo sintetizado en los ventrículos cerebrales.


Figura 1.1. Visión dorsal (A) y lateral (B) del cerebro de la oveja.

5Macroanatomía del sistema nervioso: disección del cerebro de la oveja

superior, que cursa longitudinalmente en lahendidura que separa ambos hemisferiosy recoge la sangre de los lóbulos frontal yparietal, y el seno transversal, en posicióncaudal (bajo el hueso occipital), entre elcerebro y el cerebelo, en el que confluyetoda la sangre que se drena a las venasyugulares. Tras haber observado las prin-cipales estructuras de la vascularizacióncerebral, se debe retirar cuidadosamentela piamadre. Para ello es necesario usarunas pinzas de disección. En este pasohay que actuar con suma delicadeza paraevitar dañar la superficie cerebral.

Visión dorsal y lateral del encéfalo

Tanto en la visión dorsal como en la visiónlateral del cerebro de la oveja es fácilcomprobar que los hemisferios cerebralescubren la mayor parte del encéfalo y dejanvisibles sólo el cerebelo, el bulbo olfatorioy la médula espinal (Fig. 1.1). La superficiedel telencéfalo de la oveja exhibe el patróntípico de un cerebro girencefálico, es decir,presenta un gran número de pliegues queforman circunvoluciones o giros, y surcoso cisuras. Las circunvoluciones o giros sonlas crestas de cada repliegue y los surcos

o cisuras separan entre sí las distintascircunvoluciones. El plegamiento de lasuperficie cerebral típico de los mamíferoses consecuencia del enorme desarrollo dela corteza cerebral. En la línea media sepuede apreciar la cisura interhemisférica ocisura longitudinal medial, que corres-ponde a la separación existente entre loshemisferios cerebrales. Separando concuidado los dos hemisferios es posibleobservar el cuerpo calloso, un conjunto defibras que cruza de un hemisferio a otroen el fondo de la cisura longitudinal.

La identificación de los principales surcosproporciona importantes referencias anató-micas para delimitar los lóbulos que sepueden observar en la superficie cerebral,y que reciben su nombre de los huesoscraneales que los recubren: frontal,temporal, parietal y occipital (Cuadro 1.3;Fig. 1.2). El surco ansado es homólogo alsurco central o surco de Rolando enhumanos y separa el lóbulo frontal dellóbulo parietal. El surco suprasilviano esun surco largo que separa la cortezaparietal de la corteza temporal en los ungu-lados y en otros mamíferos. El surco pseu-dosilviano o silviano es homólogo al surcolateral o de Silvio en humanos y separa ellóbulo frontal y el lóbulo temporal. El surcomarginal o surco lateral es homólogo al

Figura 1.2. Delimitación de los lóbulos cerebrales en una visión lateral del cerebro de la oveja.

surco parieto-occipital del hombre y separael lóbulo occipital del parietal. El quintolóbulo, la ínsula, se encuentra en posiciónlateral entre los lóbulos frontal y temporal,y queda parcialmente oculto por éstos.

Visión ventral del encéfalo

Al examinar la base del cerebro se apreciala parte inferior o ventral de los lóbulostemporal, frontal y occipital de los hemis-ferios cerebrales, así como estructuras


Figura 1.3. Visión ventral del cerebro de la oveja.

6

Cuadro 1.3. Lóbulos cerebralesEl lóbulo frontal es el área delimitada por el surco ansado, el surco pseudosilviano y el polo fron-tal del cerebro. El lóbulo frontal de los ungulados es relativamente pequeño y está relacionado confunciones motoras y de asociación. En este lóbulo pueden distinguirse el giro precoronal, que seencuentra situado por delante del surco coronal, y los surcos diagonal, ectosilviano rostral y pre-silviano. El lóbulo parietal está limitado por el surco ansado, el surco suprasilviano y el surcomarginal. Este lóbulo desempeña funciones somatosensoriales y motoras. El lóbulo temporalabarca la región cerebral que se encuentra entre el surco suprasilviano y el pseudosilviano. En estelóbulo existen áreas asociadas con la audición. En esta región están presentes los surcos ectosil-viano caudal y el surco rinal. Por último, el lóbulo occipital es la región delimitada por el surcosuprasilviano, el surco marginal y el polo caudal. En él se localiza el córtex estriado, implicadoen la visión.

Macroanatomía del sistema nervioso: disección del cerebro de la oveja

diencefálicas y troncoencefálicas (Fig. 1.3).En la visión ventral de los hemisferios cere-brales se puede identificar la cisura osurco rinal, que separa la corteza soma-tosensorial de la corteza límbica. Lacorteza límbica recibe su nombre por sulocalización en el límite de los hemisferiostelencefálicos, e incluye el hipocampo y laamígdala. La cisura rinal es el único surcoque se aprecia en los animales lisencefá-licos, por ejemplo la rata, cuyo telencéfalono presenta giros ni surcos.

En la visión ventral del telencéfalo pueden

identificarse varias estructuras que formanparte de los sistemas olfatorio y visual.Entre las que pertenecen al sistema olfa-torio se encuentran el bulbo olfatorio, eltracto olfatorio lateral y medial, el tubér-culo olfatorio y el lóbulo piriforme. El lóbulopiriforme constituye la corteza olfatoriaprimaria y en ella se pueden distinguir eluncus o gancho, en posición rostro-medial,y la corteza entorrinal. En la visión ventraltambién se observan las fibras que cons-tituyen la vía óptica. Los axones queproceden de la retina forman el nervioóptico, se cruzan en la línea media

7

Figura 1.4. Pares craneales. Representación esquemática de la parte ventral del cerebro de oveja en la que semuestran los doce pares craneales (gris oscuro).

formando el quiasma óptico y se intro-ducen en el hemisferio contralateral. A partir del quiasma, el nervio óptico pasaa denominarse cintilla o tracto óptico.Siguiendo el curso de la cintilla ópticadesde el quiasma se aprecia que estasfibras se introducen por debajo del uncus.Posteriormente estas fibras rodean elnúcleo pulvinar y llegan a los cuerpos geni-culados laterales del tálamo.

El quiasma óptico está ubicado en la fron-tera entre el telencéfalo (rostral) y el dien-céfalo (caudal al quiasma). En la líneamedia e inmediatamente caudal al quiasmaóptico se puede observar una zona elevadaconocida como tuber cinereum que seextiende hasta el infundíbulo (que apareceseccionado), estructura que constituye eltallo de la hipófisis o pituitaria. La porciónmás caudal del diencéfalo basal está cons-

tituida por los cuerpos mamilares, unaseminencias redondeadas en el límite conel mesencéfalo.

El tronco del encéfalo presenta un colorblanquecino típico, debido a la grancantidad de fibras de proyección (mielini-zadas) ascendentes y descendentes quecontiene. Las estructuras troncoencefá-licas que se aprecian en la visión ventralcorresponden al mesencéfalo y al rombo-encéfalo (Cuadro 1.4). Entre las estructurasmesencefálicas destacan los pedúnculoscerebrales, gruesos haces de fibrasdescendentes separados en la línea mediapor una pequeña depresión, la fosa inter-peduncular. El romboencéfalo, situadocaudalmente al mesencéfalo, está consti-tuido por el puente o protuberancia, elcerebelo y el bulbo raquídeo. La protube-rancia recibe este nombre debido a la

PAR CRANEAL FUNCIÓN

I. Olfatorio Sensorial. Olfato.II. Óptico Sensorial. Visión y reflejos asociados.III. Oculomotor Motora. Control de los movimientos oculares.

Constricción pupilar y acomodación.IV. Troclear Motora. Control de los movimientos oculares.V. Trigémino Motora. Control de la musculatura implicada en la deglución.

Sensorial. Sensaciones generales de la mitad anterior de la cabeza,incluyendo cara, nariz, boca, cuero cabelludo y duramadre.

VI. Abducens Motora. Control de los movimientos oculares.VII. Facial Motora. Control de la musculatura implicada en los movimientos

faciales. Control del músculo estapedio (músculo tensor de los huesos del oído medio). Sensorial. Gusto (dos tercios anteriores de la lengua).

VIII. Vestibulococlear Sensorial. Aparato vestibular. Audición y equilibrio.IX. Glosofaríngeo Motora. Deglución y control laríngeo. Control del movimiento

de las vísceras torácicas y abdominales. Sensorial. Gusto (tercio posterior de la lengua).

X. Vago Motora. Control de la musculatura implicada en el habla y la deglución. Sensorial. Sensibilidad general, implicación en la quimiorrecepción y en la barorrecepción.

XI. Accesorio Motora. Control de los movimientos de los hombros y cabeza.XII. Hipogloso Motora. Control de los movimientos de la lengua.


Tabla 1.1. Pares craneales.


prominencia que forman en su superficieventral el conjunto de fibras transversales.En el bulbo raquídeo se pueden apreciarlos cuerpos trapezoideos, la oliva, las pirá-mides bulbares, y ya en el límite con lamédula espinal, la decusación de las pirá-mides. Un último ejercicio antes de realizarlas disecciones es examinar la distribuciónde los doce pares o nervios craneales(Tabla 1.1; Fig.1.4). Los pares o nervioscraneales están formados por fibrasaferentes que transmiten informaciónambiental y corporal al encéfalo y/o fibraseferentes que controlan la actividad demúsculos, vísceras y glándulas. A excep-ción de los dos primeros pares craneales,el resto de los nervios entran en el sistemanervioso central a nivel del tronco encefá-lico. El nervio olfatorio (I) accede directa-mente al bulbo olfatorio en la base deltelencéfalo y el nervio óptico (II) entra enel sistema nervioso a nivel diencefálico.

DISECCIONES

A continuación, se describe cómo realizaruna serie de disecciones que permitenobservar directamente el interior delcerebro. La disección permite asimilar deuna forma fácil y rápida la localización de

las principales estructuras cerebrales ysus relaciones topológicas.

Disección sagital media

Para exponer y poder estudiar de visu lasestructuras que se encuentran en la líneamedia del cerebro es preciso realizar uncorte con el cuchillo de disección a lo largode la cisura longitudinal que separa loshemisferios telencefálicos, hasta dividir elcerebro en una mitad izquierda y una mitadderecha. Para ello, se debe apoyar elcerebro por su superficie dorsal de modoque la superficie ventral quede hacia arriba,e iniciarse la operación por la parte rostraldesde el diencéfalo al tronco cerebral y elcerebelo. Durante todo el proceso se debeseguir la línea media y realizar un movi-miento oscilatorio lento hacia atrás y haciaadelante, procurando no empujar elcuchillo hacia abajo.

Una vez dividido el cerebro en dos mitadessimétricas, se puede utilizar una de ellaspara estudiar la visión sagital medial y pararealizar, posteriormente, la disección delventrículo lateral. El hemisferio restantedebe mantenerse almacenado en unasolución débil de fijador al 1%.

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Cuadro 1.4. Grandes divisiones del sistema nervioso centralEn la terminología neuroanatómica es habitual utilizar con fines descriptivos las subdivisiones delencéfalo según el desarrollo embrionario. En los estadios tempranos del desarrollo, la porción ros-tral del tubo neural sufre una profunda diferenciación para formar el encéfalo, distinguiéndose tresvesículas, que constituyen la etapa inicial en el desarrollo de las tres grandes subdivisiones ence-fálicas: el prosencéfalo o cerebro anterior, el mesencéfalo o cerebro medio y el romboencéfalo ocerebro posterior. En el desarrollo posterior, el prosencéfalo se divide en telencéfalo y diencéfaloy el romboencéfalo da lugar al metencéfalo y mielencéfalo. En el telencéfalo se distinguen la cor-teza cerebral y los núcleos subcorticales (ganglios basales), que se encuentran en el interior de lasustancia blanca cortical, y los ventrículos laterales. El diencéfalo consiste en un conjunto deestructuras que forman las paredes laterales y el piso del tercer ventrículo. Entre dichas estructu-ras se encuentran el tálamo, el epitálamo, el subtálamo y el hipotálamo. El mesencéfalo, la por-ción menos diferenciada, comprende la lámina cuadrigémina (colículos superior e inferior), el teg-mento, los pedúnculos cerebrales y el acueducto cerebral o de Silvio. En el romboencéfalo y rode-ando al cuarto ventrículo, el metencéfalo se transforma en el puente y el cerebelo, mientras que elmielencéfalo forma el bulbo raquídeo. En el cerebro adulto, la gran diferenciación de los hemis-ferios cerebrales oculta al diencéfalo y al tronco del encéfalo, nombre que se da conjuntamente almesencéfalo, protuberancia y bulbo raquídeo.


La visión sagital medial ofrece una excelenteperspectiva para comprender las relacionestopológicas entre las principales subdivisio-nes del encéfalo: telencéfalo, diencéfalo,mesencéfalo, metencéfalo y mielencéfalo(Cuadro 1.4; Fig. 1.5) y los ventrículos cere-brales. La identificación de estas subdivisio-nes del sistema nervioso central es más sen-cilla si se delimitan previamente las distintascavidades que forman el sistema ventricular:los ventrículos laterales, el tercer ventrículo,el cuarto ventrículo, y el acueducto de Silvio(Fig. 1.6). Para poder visualizar los ventrícu-los laterales es preciso retirar el septumpellucidum, una fina lámina de tejido mem-branoso que se extiende entre el cuerpocalloso y el fórnix. Los dos ventrículos late-rales se localizan en el telencéfalo y comuni-can por medio de los agujeros de Monro oforamen interventricular con el tercer ventrí-culo, situado en el diencéfalo. El acueductode Silvio (mesencéfalo) conecta el tercerventrículo con el cuarto ventrículo (rombo-encéfalo). Éste se extiende dorsalmente porel puente o protuberancia y el bulbo raquí-deo. El techo del cuarto ventrículo presentaun aspecto característico en forma de tienda

de campaña que queda recubierto por elcerebelo. Finalmente, el cuarto ventrículocomunica con el canal medular, que seextiende a lo largo de la médula espinal.Todas las cavidades del sistema ventricularcerebral están llenas de líquido cefalorraquí-deo segregado por los plexos coroideos,unas vellosidades vasculares que tapizan losventrículos.

Una vez identificadas las principales subdi-visiones del cerebro así como las distintascavidades ventriculares, el siguiente ejer-cicio tiene como finalidad estudiar las prin-cipales estructuras telencefálicas, dience-fálicas, mesencefálicas y romboencefálicasvisibles desde una posición sagital medial.

Telencéfalo

Entre las estructuras telencéfalicas visiblesen un corte sagital medial destacan lacircunvolución del cíngulo, los bulbos olfa-torios, el cuerpo calloso, el fórnix y lacomisura anterior. La circunvolución delcíngulo es la región cortical que se iniciarostralmente por debajo de la rodilla del

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Figura 1.5. Principales subdivisiones del sistema nervioso central.

Macroanatomía del sistema nervioso: disección del cerebro de la oveja 11

cuerpo calloso y se extiende dorsalmentea éste hasta alcanzar el esplenio. En laFigura 1.6 se observa el recorrido quesigue la circunvolución cingulada y su rela-ción con el cuerpo calloso. El cuerpocalloso está formado por fibras queconectan regiones corticales homólogasde ambos hemisferios telencefálicos. Enesta disección medial pueden distinguirseperfectamente las tres regiones del cuerpocalloso, un segmento rostral denominadorodilla o genus, una parte media o cuerpoy una parte caudal más engrosada, deno-minada rodete o esplenio. El cuerpocalloso constituye el piso de la cisura inter-hemisférica y el techo del ventrículo lateral.Por debajo del cuerpo calloso se puedeapreciar un llamativo haz de fibras conforma arqueada, el fórnix, que constituyela principal conexión de la formación hipo-campal con estructuras subcorticales.Asimismo, la comisura anterior, formadapor axones que comunican regiones

homólogas en la base del telencéfalo,puede identificarse en esta visión medialcomo un punto de color blanco localizadorostralmente al fórnix ventral (postcomi-sural).

Diencéfalo

En la visión sagital medial se identificantres de las cuatro subdivisiones del dien-céfalo: el epitálamo, el tálamo y el hipotá-lamo. En la porción caudal y dorsal deldiencéfalo, inmediatamente rostral al colí-culo superior, se localiza el epitálamo, queincluye la habénula, la comisura habe-nular, la glándula pineal y la comisuraposterior. Por debajo del epitálamo seencuentra el tálamo, el cual constituye lapared lateral dorsal del tercer ventrículo eintegra la información procedente de lasestructuras subcorticales y de la cortezacerebral. La masa intertalámica es un áreade fusión del tálamo dorsal que atraviesa

Figura 1.6. Sección sagital medial del cerebro de la oveja.


la línea media. Por último, en la parte infe-rior del diencéfalo se localiza el hipotálamoque constituye el suelo del tercer ventrí-culo. En el hipotálamo se pueden distin-guir los cuerpos mamilares, el tracto óptico(seccionado a nivel del quiasma), la hipó-fisis o glándula pituitaria y el infundíbuloo tallo hipofisiario.

Mesencéfalo

En el mesencéfalo se reconocen una partedorsal denominada tectum o láminacuadrigémina, en la que se distinguen loscolículos superiores e inferiores, y unaporción ventral conocida como tegmentumo calota mesencefálica. En este ejerciciode disección es también posible localizaren la región basal del mesencéfalo lospedúnculos cerebrales, sistema de fibrasdescendentes del telencéfalo, y el acue-ducto cerebral de Silvio que recorre todoel mesencéfalo y comunica el tercer y elcuarto ventrículo.

Metencéfalo y mielencéfalo

En cuanto a las subdivisiones del romboen-céfalo (metencéfalo y mielencéfalo), en lavisión sagital media se pueden localizar fácil-mente el cuarto ventrículo, el puente o pro-tuberancia, el bulbo raquídeo y el cerebelo.Obsérvense detenidamente los profundosplegamientos o folias del cerebelo y la dis-posición que adoptan en él la sustancia grisy la sustancia blanca. El cuarto ventrículo sedispone dorsalmente a la protuberancia y elbulbo raquídeo. La disección sagital medialpermite observar la continuidad entre elcuarto ventrículo y el canal de la médulaespinal o epéndimo.

Disección de tractos y vías

A continuación, se propone realizar un ejer-cicio de disección que permita la identifi-cación y observación de los principalestractos y vías de comunicación del encé-

falo, formados por fibras que interconectandeterminadas estructuras cerebrales(Cuadro 1.5). La mayoría de las fibras delencéfalo quedan cubiertas por sustanciagris que es necesario eliminar para poderapreciar la sustancia blanca. Esta opera-ción se llevará a cabo sobre el hemisferioutilizado anteriormente y debe realizarsecon movimientos pequeños y suaves delbisturí para separar la sustancia gris de lasustancia blanca, sin retirar más tejido delnecesario.

Fibras intracorticales de asociación cor-tas, arqueadas o fibras en U

Si se retira cuidadosamente un pequeñobloque de superficie cortical que incluyasustancia gris y sustancia blanca de doscircunvoluciones vecinas pueden apre-ciarse las fibras intracorticales de asocia-ción cortas, que comunican estas circun-voluciones. Macerando suavemente lasustancia blanca con un objeto romo, porejemplo el mango del bisturí, se puedecomprobar que la dirección de estas fibrases transversal al eje mayor de las cisuras.

Fibras intracorticales de asociación largas

Las fibras intracorticales de asociaciónlargas agrupan un elevado número defibras. Uno de los grupos de fibras quepuede ser observado con facilidad en unavisión sagital media es el cíngulo, un fascí-culo de gran longitud cuyas fibras unen las regiones mediales de los lóbulos frontal y parietal con el hipocampo y laregión temporal adyacente. Estas fibrascomienzan en la rodilla del cuerpo calloso,se extienden de manera paralela a lasuperficie dorsal del mismo y giran dorsal-mente siguiendo la circunvolución hastaque alcanzan el nivel del esplenio, en cuyopunto se curvan hacia abajo para alcanzarel hipocampo y el uncus. Para poner demanifiesto estas fibras, se debe resecarcuidadosamente la sustancia gris de lacircunvolución cingulada.

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Fibras comisurales

Las fibras comisurales cruzan la líneamedia y unen regiones similares del ladoizquierdo y derecho del encéfalo. Elcuerpo calloso es el mayor haz de fibrascomisurales. Siguiendo la dirección de lasfibras que constituyen el cuerpo callosose puede comprobar que su recorrido esperpendicular al cíngulo y, por tanto,transversal a la línea media. Dentro delconjunto de fibras comisurales, en posi-ción sagital medial también se puedenobservar las comisuras anterior y poste-rior. La comisura anterior pertenece altelencéfalo y se localiza en una posición

dorsal y rostral al hipotálamo y la comi-sura posterior, en el epitálamo (diencé-falo), se sitúa ventralmente a la habénula.La comisura del fórnix es el haz de fibrasque comunica entre sí ambos hipo-campos.

Fibras de proyección

Las fibras de proyección cursan longitu-dinalmente a lo largo del eje neural,conectando estructuras situadas endistintos niveles del sistema nerviosocentral. En el telencéfalo, son las fibrasaferentes y eferentes que conectan lasregiones corticales con la médula espinal.

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Cuadro 1.5. Tipos de fibras en el sistema nervioso centralLa sustancia blanca del sistema nervioso central está constituida por tres clases de fibras: fibrasde proyección, fibras de asociación y fibras comisurales. Las fibras de proyección cursan a lolargo del eje neural, interconectando estructuras situadas en distintos niveles del sistema nervio-so central. Constituyen las principales aferencias y eferencias de la neocorteza. Dentro de estegrupo de fibras se incluyen la corona radiada, la cápsula interna, los pedúnculos cerebrales y laspirámides bulbares. La corona radiada es una masa de sustancia blanca dispuesta de manera radialhacia cada una de las circunvoluciones y que conecta la corteza cerebral con estructuras subcor-ticales. Las fibras corticales eferentes que forman parte de la corona radiada se dirigen hacia lacápsula interna y posteriormente se concentran originando los pedúnculos cerebrales del mesen-céfalo. Finalmente, estas fibras eferentes telencefálicas viajan por la parte ventral del puente paraalcanzar el bulbo raquídeo donde, en la superficie basal, forman dos cordones longitudinalesdenominados pirámides bulbares. Las fibras intracorticales de asociación interconectan distintasregiones corticales del mismo hemisferio. Pueden clasificarse en fibras de asociación cortas y lar-gas. Las fibras de asociación cortas, arqueadas o fibras en U, unen circunvoluciones adyacentesde la corteza cerebral. Por el contrario, las fibras de asociación largas se localizan en porcionesmás profundas de la sustancia blanca y ponen en contacto regiones pertenecientes a diferenteslóbulos cerebrales de un mismo hemisferio. Un ejemplo de este tipo de fibras es el cíngulo. Lasfibras comisurales interconectan regiones corticales homólogas de ambos hemisferios. Los gru-pos de fibras comisurales más importantes son el cuerpo calloso, la comisura anterior, la comi-sura posterior y la comisura del fórnix o del hipocampo. La comisura más importante de la cor-teza cerebral es el cuerpo calloso. Se trata de una enorme masa de fibras mielínicas, que formauna gruesa lámina aplastada y convexa. Por la comisura anterior cruzan fibras del tracto y la cor-teza olfatorias, la corteza temporal y la amígdala. La comisura posterior está formada por fibrasde distintos núcleos pretectales y vestibulares de ambos hemisferios, aunque no son bien conoci-dos todos los sistemas de fibras que la constituyen. La comisura hipocampal o comisura del fór-nix está formada por haces de fibras que conectan la porción izquierda y derecha del hipocampo.Otros tractos fácilmente identificables son el fórnix, el tracto mamilotalámico y el fascículo habe-nulointerpeduncular. El fórnix o trígono cerebral constituye el principal sistema eferente de la for-mación hipocampal y está compuesto por los axones de las células piramidales hipocampales paraformar una delgada banda de fibras llamadas fimbria. El fascículo mamilotalámico o de Vicqd´Azyr constituye la principal eferencia de los cuerpos mamilares cuyas fibras ascienden hacia elnúcleo anterior del tálamo. El tracto habénulointerpeduncular (o fascículo retroflexus de Meynert)está constituido por un conjunto de fibras que viajan desde la habénula al núcleo interpeduncular.


Para identificar los haces de fibras queforman la corona radiada y la cápsulainterna es necesario realizar la diseccióninterna o las secciones seriadas que seestudiarán posteriormente. Sin embargo,las fibras de proyección que alcanzan eltronco del encéfalo pueden examinarse enuna visión basal del cerebro. En estesentido, los pedúnculos cerebrales puedenobservarse en la protuberancia ventral yagrupan las eferencias corticales quediscurren por la cápsula interna. Si se sigueel recorrido que realizan estas fibras haciael bulbo raquídeo se puede identificar uncordón característico denominado pirá-mide bulbar (Fig. 1.3).

Fórnix (trígono cerebral)

El fórnix o trígono cerebral se origina enel hipocampo. Está formado fundamental-mente por fibras eferentes que se reúnenen la fimbria y se curvan hacia arriba hastaalcanzar una posición ventral al cuerpocalloso. Posteriormente, estas fibras seextienden rostralmente hasta alcanzar lacomisura anterior, donde el fórnix postco-misural se curva hacia abajo y atrás yestablece contacto con los cuerpos mami-lares. Para ver esta unión, diseque cuida-dosamente la sustancia gris que seencuentra entre la comisura anterior y loscuerpos mamilares. Si tiene éxito podráapreciar la porción de este tracto denomi-nada fórnix ventral.

Tracto mamilotalámico o de Vicq d´Azyr

Para poner de manifiesto este tracto, esnecesario rebanar cuidadosamente lasustancia blanca que se localiza entre eltálamo y los cuerpos mamilares.

Tracto habenulointerpeduncular o fascículoretroflexus

Este tracto se puede ver disecando eltejido que se encuentra entre la habénulay la formación reticular mesencefálica.

Disección del asta posterior delventrículo lateral

A continuación se detallan una secuenciade pasos para la disección del asta poste-rior del ventrículo lateral, que proporcionauna imagen tridimensional de este ventrí-culo y de las estructuras cerebrales que lorodean. Para realizar esta disección sóloes necesario un hemisferio cerebral por loque se podrá utilizar aquel reservado en elejercicio de la disección sagital media. Enel ventrículo lateral, con su característicaforma en "C", se reconocen un asta ante-rior, un asta posterior y un asta inferior.

El primer paso en el proceso de diseccióndel ventrículo lateral consiste en realizarsecciones horizontales de tejido cortical enun plano paralelo al cuerpo calloso (Fig.1.7A). Esta operación permite observar ladisposición de la sustancia blanca y lasustancia gris en las circunvoluciones ycómo a medida que los cortes son másprofundos va apareciendo, en la cortezacerebral, una mayor proporción desustancia blanca, correspondiente a lacorona radiada y a fibras de asociación.Las secciones horizontales se debenrealizar hasta que se alcanza el nivel delcuerpo calloso (Fig. 1.7B). En este nivel,puede observarse que las fibras comisu-rales que forman el cuerpo calloso seagrupan en la línea media formando unagruesa lámina de sustancia blanca.

El siguiente paso en la disección del ventrí-culo lateral es practicar una ventana en elcuerpo calloso, con un bisturí colocadoverticalmente. Con este fin, se deberealizar un corte transverso al cuerpocalloso, desde la rodilla al esplenio, apro-ximadamente a 4 mm de la línea media.La misma operación debe ser repetidapero unos 5 mm más lateralmente. A conti-nuación, hay que retirar la porción de tejidoque ha sido cortada y que constituye eltecho del ventrículo lateral (Fig. 1.7C). A

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través de la ventana resultante se puedenobservar las astas anterior y posterior delventrículo lateral, y en el suelo del ventrí-culo, el núcleo caudado (en posiciónrostral), la fimbria y el hipocampo.Asimismo, a través de la ventana realizadase puede comprobar que el plexo coroideo

se encuentra invaginado en el ventrículo,cubriendo parcialmente el hipocampo, elfórnix y la fimbria.

El hipocampo y el núcleo caudado son dosestructuras en forma de "C". La figura 1.8puede ayudar a entender la relación espa-

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Figura 1.7. Disección del asta posterior del ventrículo lateral. Abreviaturas: c, núcleo caudado; cb, cerebelo; cc,cuerpo calloso; ce, cápsula externa; ci, cápsula interna; cs, colículo superior; fi, fimbria; gp, globo pálido; hi, hipo-campo; t, tálamo-pulvinar.


cial entre el caudado y el hipocampo. El hipocampo bordea la pared del ventrí-culo lateral y se extiende desde el territoriode la comisura anterior al asta posterior del ventrículo lateral, viajando a lo largo de la convexidad del cuerpo calloso.Ventralmente, el hipocampo penetra en ellóbulo temporal, donde se curva en direc-ción rostral para terminar en el lóbulo piri-forme, caudal al uncus. Para estudiar lasdistintas partes del hipocampo es nece-sario extirpar la corteza y la sustanciablanca que rodean el asta posterior delventrículo lateral, todo esto sin retirar eltejido que rodea el asta anterior. Para ello,se deben realizar con el bisturí seccionesfinas en el lóbulo occipital siguiendo lacurvatura del hipocampo hasta el lóbulopiriforme (Fig. 1.7D). Tras haber realizadoestas operaciones se ve la superficie delhipocampo y se puede apreciar una capasuperficial de fibras, denominada alveus,que recubre el hipocampo y que conectamedialmente con el fórnix. En el lóbulopiriforme y en el extremo anterior del hipo-campo y del asta inferior del ventrículo selocalizan la cola del caudado y la amíg-dala.

Una vez expuesta la porción terminal delhipocampo, éste se puede extraercortando el fórnix aproximadamente uncentímetro por detrás de la comisura ante-rior (Fig. 1.7E). En la superficie ventral delhipocampo se puede observar, entre lafimbria y el propio hipocampo, el girodentado. Al retirar el hipocampo quedavisible el tálamo y se pueden apreciar lasprominencias que forman el pulvinar y elnúcleo geniculado lateral. La superficielateral del tálamo está cubierta por lacápsula interna y se encuentra separadadel caudado por un surco. Si se elimina lafina lámina del tejido que recubre estesurco se puede identificar la estríaterminal por donde viajan los axones quevan desde la amígdala al hipotálamo.Si se realiza una sección horizontal en laporción de la corteza que recubre el astaanterior del ventrículo lateral aparecerán

los distintos núcleos que constituyen losganglios de la base (Fig. 1.7F). De laterala medial se localizan la cápsula externa,el globo pálido, la cápsula interna y elcaudado.

La disección de los ventrículos laterales enun cerebro completo permite apreciar lasrelaciones anatómicas entre estos ventrí-culos y otras estructuras telencefálicas(Figura 1.8).

Disecciones internas

En el presente apartado se proponendistintos ejercicios de disección quepermiten identificar y localizar las estruc-turas cerebrales que quedan ocultas porlos hemisferios telencefálicos. Con estepropósito y partiendo de un cerebro intactose describen una serie de pasos, quellevarán finalmente a la visualización deltronco cerebral, el tálamo, el hipocampo yel cerebelo. En cada uno de esos pasosse prestará una especial atención a lasestructuras que van quedando visibles yse estudiará la posición relativa quemantienen con respecto a otras estruc-turas.

La primera de estas actividades consisteen retirar distintas porciones de tejidocortical de manera que se consiga unresultado similar a la visión mostrada en laFigura 1.9A. Así, tomando esta imagencomo referencia deben retirarse del hemis-ferio derecho los lóbulos parietal y occi-pital al completo, y aproximadamente 2/3partes de los lóbulos frontal y temporal yla mitad derecha del cerebelo. El resultadoobtenido tras esta disección permite iden-tificar las siguientes estructuras: el ventrí-culo lateral, el cuerpo calloso, el caudado,el tálamo, la glándula pineal, el cuartoventrículo, la lámina cuadrigémina (colí-culos superior e inferior), la fimbria, el girodentado, el caudado y la cápsula interna.Además, se puede observar cómo el cere-

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belo forma el techo del cuarto ventrículo.

Un ejercicio interesante consiste encomparar la relación existente entre lasustancia blanca y la sustancia gris de lacorteza cerebral y la corteza cerebelosa.Para ello, será de gran ayuda realizar unasección de aproximadamente 1 cm degrosor en el extremo de ambas cortezas.

La siguiente actividad de disección internatiene como objetivo dejar al descubierto laporción izquierda del hipocampo y delcaudado. Para ello, tomando como refe-rencia la Figura 1.9B, se debe extirpar concuidado la superficie cortical del hemis-ferio derecho que comprende las regionesdel lóbulo temporal y frontal. Asimismo, sedebe retirar cuidadosamente la superficiecortical del hemisferio izquierdo, prestandoespecial atención al asta de Ammón delhipocampo. Con esta disección es posible

identificar las distintas partes quecomponen el cuerpo calloso (rodilla,cuerpo y esplenio), el fórnix y el hipo-campo.

Finalmente, para obtener una preparaciónque permita estudiar detenidamente lasestructuras correspondientes al troncocerebral y al tálamo, se debe extirpar elcerebelo seccionando los pedúnculoscerebelosos, se podrá ver la superficiedorsal del tronco cerebral y la fosaromboidea, que forma el suelo del cuartoventrículo (Fig. 1.10A). Los cortes paraextraer el cerebelo se deben realizar alnivel más dorsal posible para no dañarninguna estructura troncoencefálica. Porotro lado, y con el objetivo de dejar aldescubierto el tálamo, se debe retirar elnúcleo caudado y la mitad izquierda delhipocampo.

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Figura 1.8. Visión dorsal de una preparación del cerebro de la oveja mostrando los ventrículos laterales. Se ha reti-rado todo el tejido cortical dorsal al cuerpo calloso. En el hemisferio derecho se aprecian el asta anterior y el astaposterior del ventrículo lateral. En el hemisferio izquierdo se ha retirado parte de la corteza del lóbulo temporal paraexponer el asta inferior del ventrículo lateral.


Figura 1.9. Disecciones internas. A. Visión del cerebro de la oveja en la que se han retirado los lóbulos parietal yoccipital, la mayor parte del lóbulo temporal y frontal y el cerebelo del hemisferio derecho. B. Visión del cerebro dela oveja en el que se ha eliminado prácticamente toda la corteza cerebral y la mitad izquierda del hipocampo.


El tronco cerebral

El tronco del encéfalo está compuesto decaudal a rostral por el bulbo raquídeo, laprotuberancia y el mesencéfalo. En laFigura 1.10 se muestran el mesencéfalo yel romboencéfalo, en una visión dorsal (A)y ventral (B). En la visión dorsal seobservan, en la parte caudal del bulboraquídeo, los núcleos grácil y cuneiforme,donde hacen sinapsis los axones aferentesque llegan desde la médula a través de losfascículos del mismo nombre, tambiéndenominados cordones dorsales. En latransición entre la médula y el bulboraquídeo, el canal central de la médulaespinal se transforma en cuarto ventrículo.El suelo del cuarto ventrículo consiste enuna depresión o fosa romboidea quepresenta bilateralmente, en la parte máscercana al puente, un receso lateral pordonde el líquido cefalorraquídeo del cuartoventrículo pasa al espacio subaracnoideoque rodea el encéfalo y la médula espinal.El espacio subaracnoideo comunica con elventrículo por dos orificios situados en losrecesos laterales (agujeros de Luschka) ypor un orificio que se abre en el vérticeinterior del techo del ventrículo (orificio deMagendie). El punto más caudal del cuartoventrículo se denomina óbex. En la visióndorsal de la protuberancia se observan, enlos bordes del cuarto ventrículo, los pedún-culos cerebelosos, formados por las fibrasaferentes y eferentes del cerebelo. En ellímite entre el romboencéfalo y el mesen-céfalo, el cuarto ventrículo se transformaen acueducto cerebral. El acueducto cere-bral, que se extiende a lo largo de todo elmesencéfalo, queda oculto en la visióndorsal por los colículos superior e inferior.

El estudio de la cara ventral del tronco delencéfalo permite apreciar la localización detodos los pares craneales a excepción delnervio olfatorio y el óptico (Fig. 1.4). En lacara ventral del bulbo raquídeo se distin-guen dos haces de fibras longitudinalesdenominadas pirámides bulbares. A través

de estos haces descienden un conjunto defibras que proceden de la corteza cerebralipsilateral y se dirigen a la médula espinal,las fibras corticoespinales. En la parte máscaudal del bulbo raquídeo se puede iden-tificar la decusación de las pirámides, lugardonde las fibras piramidales cruzan desdeel lado izquierdo al derecho y viceversa.En la región más rostral del bulbo raquídeopuede examinarse, lateralmente a las pirá-mides, una eminencia ovalada que recibeel nombre de oliva inferior y el núcleococlear, cuyas fibras cruzan hacia el ladoopuesto por el cuerpo trapezoideo. La deli-mitación entre el bulbo y la protuberanciaen la cara ventral es clara ya que el iniciodel puente coincide con la aparición deuna convexidad saliente constituida por elconjunto de las fibras transversas que late-ralmente forman el pedúnculo cerebelosomedio. En la cara ventrolateral del puentese puede identificar el nervio trigémino. Lavisión basal del mesencéfalo muestra unahendidura en la línea media o fosa inter-peduncular, que está rodeada lateralmentepor dos grandes fascículos, los pies de lospedúnculos cerebrales, que conectanrostralmente con la cápsula interna.

El tálamo

En la parte más rostral y contigua almesencéfalo se localiza el diencéfalo (Fig.1.10). El diencéfalo consta de epitálamo,tálamo, subtálamo e hipotálamo. En la caradorsal del diencéfalo se identifican variasestructuras pertenecientes al epitálamo: laglándula pineal, la habénula, la estríamedular y la estría terminal (que discurrepor la cara dorsomedial del tálamo).También es posible identificar la subdivi-sión mayor del diencéfalo, el tálamo. Setrata de una estructura de forma ovoideque constituye la pared del tercer ventrí-culo. En el límite lateral del tálamo seencuentran la cápsula interna y el núcleocaudado. Obsérvese cómo en la regiónmás rostral del tálamo se localiza la comi-sura anterior (Fig. 1.10A). En el tálamo se

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Figura 1.10. Disecciones internas. Visión dorsal (A) y ventral (B) de una preparación del cerebro de la oveja quemuestra el tronco cerebral y el diencéfalo.


pueden distinguir los siguientes núcleos: eltálamo anterior, el tálamo ventral, elpulvinar, una amplia región en la parte másposterior del tálamo, y los núcleos geni-culados lateral y medial, que se hallan enuna posición ventral respecto al pulvinar.Para poder identificar de una forma másclara el tálamo ventral se debe practicarun corte coronal aproximadamente unos 2mm rostralmente a la glándula pineal.

El hipocampo

En la disección anterior se ha estudiado lalocalización de diferentes estructuras quepermanecen ocultas por los hemisferios.Una de estas estructuras es el hipocampo,que se sitúa por debajo de la cortezatemporal. En la siguiente actividad dedisección se propone extraer el hipocampopara estudiar su morfología y las partesque lo constituyen. Para la disección delhipocampo debe emplearse un cerebrointacto y se procederá de forma similar alproceso seguido en la disección interna,con la diferencia de que en esta ocasiónse respetará el asta de Ammón en amboshemisferios. Una vez que se ha retiradotoda la corteza cerebral que rodea al hipo-campo se puede extraer el mismo (Fig.1.11).

La formación hipocampal consta del hipo-campo propio, el giro dentado y el giroparahipocampal (Cuadro 1.6). El girodentado consiste en una estrecha franja decorteza situada entre la porción superiorde la circunvolución parahipocámpica,denominada subiculum, y la fimbria. Todala superficie ventricular de la formación delhipocampo está cubierta por una capa de sustancia blanca, llamada alveus,compuesta por axones procedentes delhipocampo. Estas fibras convergen en lasuperficie medial del hipocampo paraformar la fimbria que finalmente constituiráel trígono cerebral o fórnix.

El cerebelo

En la cara dorsal del tronco del encéfaloy recubriendo el cuarto ventrículo seencuentra el cerebelo. Para obtener uncerebelo aislado del resto del encéfalo sedeben disecar los pedúnculos cerebelososque mantienen unido el cerebelo al troncoencefálico. Es posible seguir estos gruesoshaces de fibras y comprobar que el pedún-culo cerebeloso inferior conecta con eltracto espinocerebeloso de la médula, elpedúnculo cerebeloso medio con la protu-berancia y el superior con el mesencéfalo.

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Figura 1.11. Disección del hipocampo. Visión dorsal (izquierda) y ventral (derecha) del hipocampo de la oveja.


Cuadro 1.6. Organización del hipocampoLa organización en capas de la formación hipocampal muestra una transición gradual, de seiscapas en la circunvolución parahipocámpica a presentar tres en el giro dentado y el hipocampo.El subiculum es la zona de transición entre la isocorteza (circunvolución parahipocámpica) y laarquicorteza (hipocampo). En la figura aparece un dibujo a cámara clara de una sección del asta de Ammón del hipocamporealizado por Ramón y Cajal y una fotomicrografía del hipocampo al nivel del asta de Ammón,teñida con la técnica de Nissl, que muestra la distribución en capas y los tipos celulares. El girodentado está formado por tres capas dispuestas en forma de U ó V, denominadas molecular, gra-nular y polimórfica. Estas capas son análogas a las que presentan el hipocampo y el subiculum,con la diferencia de que en estas estructuras la capa de las células granulares del giro dentado essustituida por la capa de las células piramidales. El hipocampo propiamente dicho tiene cuatro divisiones citoarquitectónicas, las regiones CA1,CA2, CA3 y CA4. Las iniciales CA hacen referencia a Cornus Ammonis o asta de Ammón. Estoscampos difieren en la organización neuronal y los patrones de conectividad. Las fibras aferentesalcanzan el asta de Ammón principalmente a través del haz perforante y sólo en pequeña propor-ción a través del alveus. Estas fibras terminan en las dendritas de las células piramidales y unaparte de ellas llegan a las células granulares de la circunvolución dentada. Los axones de las célu-las granulares se denominan fibras musgosas y establecen sinapsis con las dendritas de las célu-las piramidales. Por último, las eferencias del hipocampo están formadas por los axones de lascélulas piramidales, que abandonan la corteza por la fimbria. De los axones de las células pira-midales parten colaterales recurrentes, llamados colaterales de Schaffer, que recorren los árbolesdendríticos de numerosas células piramidales.


El cerebelo consta de dos hemisferiossituados lateralmente unidos en la líneamedia por el vermis (Fig. 1.12). La super-ficie del cerebelo se encuentra plegada en

numerosas folias orientadas transversal-mente. Algunos de estos pliegues son degran profundidad y llegan a formar fisurasque delimitan el cerebelo en lóbulos. Así

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Figura 1.12. Disección del cerebelo. Visión rostral (A) y caudal (B) del cerebelo de la oveja.


la fisura primaria separa el lóbulo anteriordel posterior. En un corte sagital de la líneamedia (Fig. 1.13) es posible identificar losdiferentes lobulillos que forman el lóbuloanterior (língula, central y culmen) y ellóbulo posterior (simple, tuber vermis, úvulay pirámide). Asimismo, en esta visiónmedial se puede observar que la bifurca-ción de la sustancia blanca hacia cada unade las folias forma una ramificación carac-terística en forma de árbol, denominadaarbor vitae. En los hemisferios cerebelososes posible identificar los siguientes lóbulos:ansiforme, paramediano y paraflóculo(Fig. 1.12). En la cara inferior del cerebelose encuentra el lóbulo floculonodular, queconsta del nódulo en la línea media y elflóculo, que se encuentra a ambos lados.

Inmersos en la sustancia blanca aparecenlos núcleos profundos: el núcleo fastigial,el núcleo interpósito y el núcleo dentado.Estos núcleos reciben los axones de lascélulas de Purkinje de regiones funcional-mente diferentes y constituyen las princi-pales eferencias del cerebelo. Los núcleosprofundos del cerebelo podrán ser apre-ciados en los cortes seriados que se estu-diarán a continuación.

ESTUDIO MEDIANTE CORTES SERIADOS

En este apartado se afrontará el estudiomacroscópico de la neuroanatomía delcerebro de la oveja mediante la descrip-ción de las estructuras cerebrales queaparecen en secciones obtenidas endistintos planos de corte. El estudiomediante secciones seriadas permitetransferir el conocimiento de la morfologíaexterna de las principales estructuras delsistema nervioso central, adquirido en losapartados anteriores, a un sistema basadoen los planos coronal, horizontal y sagital.Una vez que se consiga localizar lasestructuras en este sistema, podrá utilizaresta información para integrar los dife-rentes planos y reconstruir tridimensional-mente la organización interna del cerebrocon una visión más precisa de las rela-ciones espaciales entre las distintasestructuras.

Para la obtención de secciones con ungrosor definido pueden usarse guías dedeslizamiento (Fig. 1.14). Este procedi-miento consiste en pegar a una superficielisa dos listones de madera paralelos entrelos que se sitúa el cerebro. Para realizarsecciones horizontales, basta con apoyarel cerebro por su superficie ventral ydeslizar el cuchillo por las guías hastaobtener una sección completa. Para lassecciones sagitales se realiza una disec-ción sagital medial y a continuación, seapoya el cerebro sobre la superficie planaobtenida. Para las secciones coronales esnecesario realizar un primer corte en elplano coronal. A continuación se apoya elcerebro sobre la superficie plana obteniday se desliza el cuchillo sobre las guías paraobtener una serie completa de secciones.Para realizar las secciones debe emplearseun cuchillo lo suficientemente largo paraque pueda deslizarse con comodidad porestas guías. De esta manera, se asegurala obtención de unos cortes de calidad.Las secciones obtenidas pueden ser

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Figura 1.13. Visión sagital medial del cerebelo de laoveja en la que se muestra la localización de los dife-rentes lobulillos.


Figura 1.14. Procedimiento de obtención de secciones seriadas mediante el empleo de guías paralelas.

Cuadro 1.7. La tinción de MulliganPara el estudio macroanatómico del sistema nervioso se utilizan habitualmente secciones que sólohan sufrido el proceso de fijación. Sin embargo, también es posible realizar este estudio utilizan-do secciones sometidas a un proceso de tinción que diferencie de forma clara las zonas de sus-tancia blanca. Para ello se pueden teñir las secciones mediante la técnica de Mulligan o Azul dePrusia. El secreto de esta técnica radica en la utilización de fenol previamente al proceso de tin-ción. El fenol recubre y protege la mielina. Por este motivo, al realizar la tinción la sustancia grisaparece con un color azul y la sustancia blanca permanece con su color blanco original.

Protocolo de tinción

1. Preparar la solución de Mulligan.40 grs. ácido carbólico (fenol cristalizado)5 grs. sulfato cúprico (CuSO4)

también teñidas mediante un procedi-miento que incremente el contraste entrela sustancia gris y la sustancia blanca,como por ejemplo, la técnica de tinción deMulligan (Cuadro 1.7).

A continuación se presenta un atlas foto-gráfico de secciones coronales, sagitalesy horizontales de un cerebro de oveja.Todas estas secciones han sido obtenidasusando guías de deslizamiento de 0.5 cmde grosor.

Se recomienda realizar los cortes en elmismo nivel y plano que los utilizados parala elaboración de este atlas fotográficopara facilitar la identificación de las mismasestructuras. Es importante que a medidaque se vayan obteniendo los cortes, éstosse coloquen en orden para poder llevar acabo un estudio seriado de las distintasestructuras.


1,25 cc. ácido clorhídrico concentrado (HCl)1000 cc. agua destilada

2. Calentar la solución a 60ºC en una campana extractora. Los gases producidos por el calen-tamiento de la solución pueden irritar las mucosas. Cubrir la solución caliente para evitar laevaporación. Puede almacenarse durante varias semanas. Con la cantidad resultante se pue-den teñir aproximadamente 60 secciones.

3. Sumergir las secciones en una bandeja con agua destilada durante 10 minutos.

4. Verter la solución de Mulligan en una bandeja y colocar con cuidado las secciones en el inte-rior durante 4 minutos. Usar siempre una espátula para colocar o mover las secciones. Nointroducir las manos en el fenol caliente. Evite quitar la película protectora que se forma enla superficie del tejido.

5. Transferir las secciones a una bandeja de agua fría durante 1 minuto o menos.

6. Sumergir las secciones en una solución de cloruro férrico al 1% durante dos minutos. Estasolución tiene que ser preparada inmediatamente antes de su uso y contiene:

10 grs. cloruro férrico (FeCl3)1000 cc. agua destilada

7. Enjuagar las secciones en agua durante 3 a 5 minutos.

8. Transferir las secciones a una solución con ferrocianuro potásico al 1% hasta que el tejidoadquiera un color azul oscuro. El color se intensificará y se hará más oscuro durante el pos-terior lavado en agua. Esta solución puede ser almacenada y contiene:

10 grs. ferrocianuro potásico (K4Fe(CN)6)1000 cc. agua destilada

9. Lavar las secciones en agua corriente durante 5 minutos.

10.Por último, colocar las secciones en alcohol 70° para su conservación.


ATLAS FOTOGRÁFICO

Secciones Coronales


Secciones Coronales


Secciones Coronales


Secciones Coronales


Secciones Coronales


Secciones Coronales


Secciones Sagitales


Secciones Sagitales


Secciones Horizontales




Lecturas recomendadas

Carpenter, M.B. (1991). Neuroanatomía. Fundamentos. Williams & Wilkins. Londres.Crossman, A. R. y Neary, D. (2002). Neuroanatomía. Texto y Atlas en color.

Masson. Barcelona.

Kahle, W., Leonhardt, H. y Platzer, W. (1988). Atlas de Anatomía. Tomo 3:Sistema Nervioso y Órganos de los Sentidos. Omega. Barcelona.

Kandel, E.R., Schwartz, J.H. y Jessel, T.M. (2001). Principios de Neurociencia.Mc Graw-Hill. Madrid. pp.317-336.

Martin, J.H. (1998). Neuroanatomía. Prentice Hall. Madrid.Nieuwenhuys, R., Voogd, J. y Van Huijzen, C. (1985). Sinopsis y Atlas del Sistema

Nervioso Central Humano. AC. Madrid.Northcutt, R.G., Williams, K.L. y Barber, R.P. (1966). Atlas of the Sheep brain.

Stipes Publ. Co. Campaign.

Snell, M.D. (1992). Neuroanatomy. A Review with Questions and Explanations. Little,Brown and Company. Boston.

Wanderwolf, C. y Cooley, R.K. (1990). The Sheep Brain: A Photographic Series.A.J. Kirbz. Co. Londres.

El capítulo 1 del CD-ROM presenta fotografías en color de alta resolución y nivel de detalle,organizadas para el estudio interactivo de la macroanatomía del cerebro de la oveja. En foto-grafías de visiones externas, dorsal, ventral y lateral del cerebro, se señalan las estructurasmás relevantes de la superficie cerebral. Para el estudio macroanatómico de las estructurasno superficiales se muestra una serie de disecciones internas, así como de la superficiesagital media en las que se destacan los hitos anatómicos más relevantes y sus relacionesespaciales. Una guía fotográfica describe los pasos a seguir para la disección de las estruc-turas adyacentes al ventrículo lateral. Además, se presenta un atlas fotográfico completo delcerebro de la oveja en secciones coronales, sagitales y horizontales, donde cada secciónse muestra en su color natural y teñida con la técnica de Mulligan. La posibilidad de visua-lizar estas secciones con o sin rótulos identificativos potencia el aprendizaje y permite laautoevaluación.

2Uso del microscopio

óptico

Desde que apareció el primer microscopioa mediados del siglo XVII este instru-mento ha desempeñado un importantepapel en el desarrollo del conocimiento entodas las ramas de las ciencias de la vida.Actualmente, en el campo de la neuro-ciencia, el microscopio tiene un valor talque se puede afirmar que es práctica-mente imposible realizar ningún tipo deinvestigación o estudio sin hacer uso delmismo. En general, con el término micros-copio se hace referencia a todo instru-mento capaz de producir imágenesampliadas de objetos pequeños. Bajo estetérmino se engloban instrumentos de dife-rentes tipos, por ejemplo, el microscopioóptico convencional, el microscopio decontraste de fase, el microscopio invertidoo el microscopio electrónico. El presentecapítulo se centrará en el estudio delfuncionamiento y uso del microscopioóptico convencional. Los microscopios

ópticos usados normalmente son del tipocompuesto, es decir, están constituidospor una combinación de lentes conver-gentes agrupadas en el objetivo y en elocular. El objetivo está constituido por elconjunto de lentes que se sitúan cerca dela muestra, mientras que el conjunto delentes más cercanas al ojo del observadorconstituye el ocular. El principio básico defuncionamiento del microscopio óptico essencillo: el objetivo proyecta una imagenampliada del objeto observado en direc-ción al ocular, que actúa a modo de lupa,ampliando la imagen que produce el obje-tivo. Sin embargo, para obtener el máximorendimiento de este instrumento espreciso conocer algunos principiosbásicos de óptica y respetar algunasnormas de uso. El objetivo de este capí-tulo es introducir al lector en el apasio-nante mundo de la microscopía.

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Figura 2.1. Componentes del microscopio óptico.

Uso del microscopio óptico

COMPONENTESDEL MICROSCOPIO

A continuación se describen los princi-pales elementos que forman parte de unmicroscopio (Fig. 2.1). Los componentesdel microscopio óptico pueden agruparseen dos categorías: elementos mecánicos yelementos ópticos. Aunque ambas clasesde elementos son importantes para elfuncionamiento y rendimiento del micros-copio, son los componentes ópticos losque realmente definen su calidad.

Elementos mecánicos

Base

La base constituye el pie sobre el que seapoya el microscopio y confiere estabi-lidad al mismo. Lleva incorporado el dispo-sitivo de encendido así como la fuente deiluminación.

Columna

La columna tiene su origen en la base delmicroscopio y es perpendicular a ella ensu inicio, pero posteriormente se curva ydiscurre paralelamente a la base. Sirve desoporte para el resto de las piezas delmicroscopio, por ejemplo la platina y eltubo.

Platina

La platina consiste en una plataformarígida, orientada perpendicularmente al ejeóptico del microscopio. La platina presentauna abertura, situada en el trayecto quesiguen los haces luminosos de la fuentede iluminación, sobre la que se coloca lapreparación. Asimismo, la platina de losmicroscopios modernos dispone de unsistema de pinzas o garras para sujetar elportaobjetos. Normalmente este sistemade sujeción es móvil y permite desplazar

el portaobjetos con precisión en dos ejesdel plano horizontal perpendiculares entresí, por medio de los dos tornillos del porta-objetos situados en el costado de laplatina. Estos tornillos no sólo permitenexplorar distintas zonas de la preparación,sino que además, en combinación con lasescalas graduadas (veáse Mediciones)permiten realizar mediciones o identificarde forma precisa lugares de interés en laspreparaciones.

Tornillos macrométrico y micrométrico

Los tornillos macrométrico y micrométricoaccionan un mecanismo de cremallera quepermite subir y bajar la platina (acercarlao alejarla del objetivo) con el fin de enfocarla imagen que se forma en el ocular. Eltornillo macrométrico acciona un engra-naje de paso largo que permite efectuardesplazamientos de gran amplitud y largorecorrido. El tornillo micrométrico seemplea para realizar el ajuste fino delenfoque.

Tubo

El tubo consiste en una cámara oscura quecontiene el ocular y los objetivos. A dife-rencia de lo que ocurría en los microsco-pios antiguos, en los microscopiosmodernos el tubo tiene una longitud fija.

Revólver portaobjetivos

El revólver portaobjetivos es un elementogiratorio situado en la parte inferior deltubo, en el que se encuentran acopladoslos diferentes objetivos del microscopio.La rotación del revólver permite la sustitu-ción de un objetivo por otro sin necesidadde retirar los ojos de los oculares cuandose desea observar la preparación a mayoraumento. Esta operación requiere unpequeño rectificado del enfoque de lapreparación mediante el empleo de lostornillos macro y micrométrico.

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Elementos ópticos

Objetivos

El objetivo consiste en un sistema de lentesconvergentes dispuestas en el interior deun tubo. El objetivo se sitúa directamentesobre el objeto o muestra, entre el conden-sador y los oculares. La función del obje-tivo es producir una imagen magnificadade la preparación objeto de estudio. Dichaimagen magnificada se denomina imagenintermedia o aérea. Puede visualizarse laimagen aérea retirando el ocular y colo-cando una pantalla (por ejemplo un trozode papel) en el mismo plano. Las lentesconstituyentes de los objetivos estáncompuestas de diferentes vidrios dise-ñados para reducir las aberraciones de la

imagen. La buena factura del objetivoconstituye un elemento crucial de la ópticade un microscopio, ya que cualquierdefecto en este punto se acentúa cuandola imagen es aumentada por el ocular.

Los objetivos pueden clasificarse en acro-máticos y apocromáticos en función de las aberraciones cromáticas que seancapaces de eliminar (véase el Cuadro 2.2).Los objetivos más económicos y, por ello,los más empleados en los microscopiospara iniciación a la microscopía, son losacromáticos. Estos objetivos eliminan laaberración cromática axial en dos longi-tudes de onda (azul y rojo). Los objetivosapocromáticos, más complejos, reducen laaberración cromática en tres longitudes deonda (azul, rojo y verde). Por otro lado, esposible que el objetivo esté dotado de un

Cuadro 2.1. Orígenes de la microscopíaEl término microscopio deriva de la combinación de los términos griegos mikro y scopeo que sig-nifican "pequeño" y "mirar". Prácticamente desde la edad media se sabe que los espejos conve-xos y las esferas de cristal llenas de agua tienen la propiedad de aumentar el tamaño de las imá-genes. Sin embargo, la primera ilustración conocida de un microscopio data de 1625. En el sigloXVII se comenzó a hacer un uso sistemático de los microscopios. De este modo, el sentido de lavista iba más allá de sus posibilidades naturales, y por lo tanto se abrían nuevas puertas para losnaturalistas. Existían dos tipos de microscopios: el sencillo y el compuesto. El microscopio com-puesto consistía en una combinación de lentes y fue inventado por el holandés Zacharias Jensen. El microscopio sencillo estaba constituido por una sola lente y fue inventado por un comercianteholandés llamado Anton van Leeuwenhoek. Para construir este tipo de microscopios,Leeuwenhoek usaba lentes simples, las cuales, debido a su reducido tamaño, podían obtenerse depequeños cristales perfectos. Puliendo cuidadosamente dichos cristales llegó a conseguir lentes

que aumentaban hasta doscientas setenta veces un objetocon una nitidez considerable. Sin embargo, estos microsco-pios tenían el inconveniente de poseer un tamaño excesiva-mente reducido fruto de la pequeñez de las lentes utilizadas.Por otro lado, las lentes usadas producían un halo de coloralrededor del objeto observado (aberración cromática) debi-do a que las lentes descomponían la luz blanca en las longi-tudes de onda de los distintos colores que la constituyen.Estos inconvenientes condujeron al mayor uso y a la evolu-ción del microscopio compuesto. En 1820, el inglés JosephJackson Lister diseñó un microscopio capaz de corregir elhalo de colores que rodeaba al objeto observado. Este tipode microscopio, denominado acromático, constituyó un granavance y la serie de mejoras que sobre él se realizaron die-ron como resultado la aparición a finales del siglo XIX delmicroscopio óptico moderno.


Microscopio simple utilizado porLeeuwenhoek

Uso del microscopio óptico 43

conjunto de lentes para corregir la curva-tura de campo, otro tipo común de aberra-ción. Dichos objetivos se denominan obje-tivos de campo plano y son muy usadoshoy en día. Cabe destacar que existe unarelación directa entre los tipos de aberra-ciones que es capaz de corregir un deter-minado objetivo, el número de lentes quelo componen y el costo del mismo. De estemodo, los objetivos constituidos por elmayor número de lentes y los máscostosos son los planoapocromáticos.Este tipo de objetivos se caracteriza porcorregir tanto las aberraciones cromáticasen las longitudes de onda correspon-dientes al rojo, verde y azul, como la curva-tura del campo.

Además, los objetivos pueden clasificarseen secos y de inmersión, en función deque el medio existente entre la lente y lapreparación sea aire o aceite. Al primergrupo pertenecen los objetivos de bajoaumento, mientras que en el segundogrupo se encuadran los objetivos de granaumento (60x y 100x).

Otra característica importante de los obje-tivos modernos es que son parafocales.Esto significa que al cambiar de un obje-tivo a otro de mayor aumento, sólo esnecesario realizar un pequeño ajuste conel tornillo micrométrico para conseguir unaimagen enfocada. Además, el uso de este

tipo de objetivos aporta una ventajaadicional puesto que al cambiar de unobjetivo a otro, la preparación no sólo semantiene prácticamente enfocada, sinoque también permanece centrada.

En el cilindro exterior de los objetivos seencuentran impresas las característicastécnicas de los mismos (Fig. 2.2).Normalmente, aparece el nombre del fabri-cante, las aberraciones que el objetivo escapaz de corregir y, finalmente, figuraninscritas dos cifras separadas por unabarra. La primera cifra indica los aumentosdel objetivo y la segunda su aperturanumérica. En ocasiones, también seindican la longitud del tubo y el grosor delcubreobjetos recomendado. Para la rápidaidentificación visual de los objetivos se lessuele asignar un código de colores, en elque cada color define un aumento y unaapertura numérica.

Oculares

El ocular está compuesto por el conjunto delentes más cercano al ojo del observador. Sufunción consiste en aumentar la imagenaérea creada por el objetivo. La magnifica-ción de la imagen intermedia procedente delobjetivo forma una imagen virtual. Los rayosde luz de esta imagen virtual son los quefinalmente inciden sobre la retina (Fig. 2.3).En términos generales, el ocular funciona

Figura 2.2. Características técnicas de los objetivos más comunes.


como una lupa y normalmente proporcionauna amplificación adicional de 10x. Para queel rendimiento del microscopio sea máximo,las características técnicas de los ocularesdeben ser acordes con las de los objetivosempleados. Normalmente, los oculares dis-ponen de un sistema de corrección ópticacon una escala de dioptría para compensarlas diferencias de visión de cada uno de losojos.

Fuente de iluminación

La fuente de iluminación es un elementode vital importancia en el microscopio,especialmente cuando se utilizan grandesaumentos. Se encuentra en el pie delmicroscopio y proporciona una luz fija yconstante a la preparación. El microscopiosuele disponer de un mecanismo para elcontrol de la intensidad lumínica y de undiafragma de campo que permite la aper-tura y cierre del cono de luz que seproyecta sobre la preparación (Fig. 2.4).

Condensador y diafragma iris

Una correcta iluminación de la preparaciónaumenta las posibilidades funcionales delmicroscopio. La luz que entra en el sistemadebe enfocarse sobre la preparación paraque la imagen se traslade de formaadecuada al objetivo y llegue con la mayorcalidad posible al ojo del observador através del ocular. Para ello los microsco-pios están dotados de un juego de lentes,denominado condensador, situado entre lafuente de luz y los objetivos, cuya funciónes concentrar los rayos luminosos sobre lapreparación (Fig. 2.4). Haciendo uso delcondensador es posible conseguir unailuminación que se ajuste a la aperturanumérica característica de cada objetivo.Para obtener una resolución óptima, laslentes que constituyen el condensadordeben reconducir los haces de luz deforma que la iluminación del campo devisión del objetivo sea perfecta. Estareconducción se puede hacer modificandodos parámetros. En primer lugar, es posibledefinir el plano del foco de la luz. Para ellose debe modificar la altura de las lentesdel condensador, aproximándolo o distan-ciándolo de la preparación en el ejevertical. En términos generales, cuantomayor sea el aumento del objetivo, máspróximo deberá estar el condensador a lapreparación. Un error muy común en lamanipulación del condensador es intentarsubir y bajar el mismo para controlar laintensidad lumínica. Esta maniobra es

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Figura 2.3. Formación de una imagen virtual aumen-tada de una muestra microscópica a partir del sistemade lentes de un microscopio.


incorrecta puesto que el microscopio sueletener un mando para controlar la inten-sidad de luz que incide sobre la muestra.Cuando se emplean objetivos de bajoaumento, por ejemplo los de aumento 3x,es una tarea difícil conseguir iluminar todoel campo de visión del objetivo. Con estepropósito, los condensadores modernossuelen estar provistos de una lente móvilsituada en el extremo superior del mismo,que puede ser retirada cuando se empleanlos objetivos de bajo aumento. En segundolugar, la lente condensadora está equipadacon un diafragma cuyo ajuste permitecontrolar el diámetro del cono de luz queincide sobre la preparación. La mayoría delos condensadores tienen grabada unaescala mediante la cual es posible conocerla apertura numérica efectiva del haz deluz. Esta escala es muy útil, ya que permiteadecuar dicha apertura a la del objetivoque se esté usando en cada momento. Enmuestras con poco contraste resulta acon-sejable disminuir el cono del haz de luzque incide sobre la preparación. En estoscasos, el reducir la apertura del diafragma

del condensador alrededor del 75% de laapertura numérica del objetivo impide quela imagen aparezca borrosa.

Filtros selectivos

El contraste de la imagen de una prepara-ción microscópica puede también mejorarsemediante el empleo de filtros selectivos ocoloreados para filtrar la luz de la fuente deiluminación. Estos filtros se caracterizan porpermitir el paso de radiaciones luminosas deuna determinada longitud de onda, en detri-mento de otras. Por ejemplo, el uso de filtrosazules puede corregir una iluminación dema-siado amarillenta. Este tipo de técnicas paramejorar el contraste resulta muy útil en foto-micrografía.

CARACTERÍSTICAS ÓPTICAS DEL MICROSCOPIO

Aumento total del microscopio

La magnificación o aumento total de unmicroscopio es el resultado de multiplicarla magnificación del objetivo por la delocular. Este valor es equivalente al resul-tado del cociente entre el tamaño de laimagen aumentada y la real, o al de la rela-ción entre los ángulos visuales de laimagen vista con el microscopio y el de laimagen vista directamente con el ojo. Enmicroscopía óptica el rango más habitualde aumento del objetivo comprende desde3x a 100x y el rango de aumento de losoculares de 5x a 15x, por lo que elaumento total abarca de 15 a 1500 vecesel tamaño de la imagen real.

Aumento total = aumento del objetivo x aumento del ocular

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Figura 2.4. Dibujo esquemático de la trayectoriaseguida por los rayos lumínicos. A: plano del diafrag-ma de campo, B: plano del diafragma del condensa-dor.


Poder de resolución y apertura numérica

El término resolución hace referencia a ladistancia mínima que debe separar a dospuntos para que éstos se vean indepen-dientemente. Por tanto, el poder resolutivode un microscopio es su capacidad paraseparar dos puntos muy próximos.El poder de separación o resolución de unmicroscopio depende de la longitud deonda de la luz utilizada y de la propiedadóptica de las lentes del objetivo denomi-nada apertura numérica. La aperturanumérica de la lente determina el ángulode incidencia de la luz. Como normalmentela longitud de onda de la luz se mantieneconstante, se puede afirmar que la resolu-ción depende principalmente de la aper-tura numérica del objetivo. Existe unacorrelación directa entre la apertura numé-rica y el aumento del objetivo en cuestión.El rango de apertura numérica puede variardesde 0,3 en objetivos de bajo aumentohasta 1,4 en los objetivos de 100x. Cuantamás apertura numérica tenga el objetivomás luz difractada recogerá, mayor reso-lución tendrá la imagen y más detallespodrán distinguirse en ésta. Normalmenteen los objetivos se indica su aperturanumérica, siendo más costosos ycomplejos los sistemas de lentes de losobjetivos de mayor apertura.

Existen otros modos de incrementar elpoder de resolución de un microscopio. Eneste sentido, y como ya se ha comentadoanteriormente, es muy importante realizarun ajuste adecuado de la iluminación quellega al objetivo. Para conseguir estepropósito se puede aumentar la aperturanumérica del condensador.

El concepto de aumento útil alude a larelación entre el aumento de los objetivosde un microscopio, el poder de resolucióny la apertura numérica. Debido a laspropias características físicas de la luz

visible, existe un límite en el empleo de losaumentos por encima del cual se reduceel poder de resolución, no pudiendo serobservados los detalles más sutiles de losobjetos. Por tanto, debe buscarse unafórmula de compromiso entre los aumentosa emplear y el poder de resolución quedeseamos obtener. El rango de la magni-ficación útil en microscopía óptica se sitúaentre 500 y 1000 veces la apertura numé-rica del objetivo.

Poder de definición

El poder de definición es la cualidad delos objetivos por la que se presentan máso menos contrastados los contornos deuna imagen. Esta propiedad es inversa-mente proporcional al poder de resolución,por lo que a una mayor apertura numéricacorresponde un poder de definición másbajo. Se produce, entonces, una pérdidade contraste con el incremento de la aper-tura numérica. Un bajo poder de defini-ción, derivado del empleo de un objetivode elevada apertura numérica, puedemejorarse con tinciones que incrementanel contraste de las muestras objeto deanálisis.

Profundidad de foco o profundidad de campo

Al hablar de resolución en microscopíaóptica se suele hacer mucho énfasis en laresolución del eje perpendicular al ejeóptico del objetivo. Sin embargo, unaspecto importante en la resolución delmicroscopio es el poder resolutivo axial delobjetivo, lo que habitualmente se deno-mina profundidad de campo. Al igual queen fotografía, el concepto de profundidadde campo en microscopía hace referenciaa la distancia que existe entre el plano máscercano y el más lejano al objetivo, que se

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Uso del microscopio óptico 47

Cuadro 2.2. Aberraciones ópticas en microscopía

El concepto de aberración óptica hace referencia a las anomalías en la imagen del objeto obser-vado al microscopio, derivadas de los defectos ópticos de las lentes. Una aberración en un dis-positivo óptico consistente en una sola lente resulta difícil de eliminar. Sin embargo, la combi-nación de diferentes tipos de lentes y cristales permite reducir este fenómeno al contrarrestarselos defectos de una superficie con los defectos iguales y opuestos de otras. Se distinguen dostipos principales de aberraciones: aberraciones geométricas y aberraciones cromáticas. Las pri-meras están relacionadas con la naturaleza esférica de las lentes utilizadas y la segunda derivade la variación de los índices de refracción del amplio rango de frecuencias que constituyen laluz visible. La aberración esférica se produce cuando las ondas de luz que pasan por la perife-ria de la lente no se encuentran en el mismo foco que las ondas que pasan por el centro de lamisma. Este fenómeno se debe a la diferencia en la desviación sufrida por los rayos que pasanpor el centro de la lente y los rayos que pasan cerca de la periferia. Los rayos que pasan cercade la periferia son refractados en un mayor grado, resultando en la producción de diferentes pun-tos focales a lo largo del eje óptico. La aberración esférica afecta seriamente a la resolución,puesto que provoca una dispersión de la imagen. Para corregir esta aberración se puede reducirla luz incidente en el borde de la lente haciendo uso del diafragma. Los objetivos modernos dealta calidad reducen este defecto usando lentes de diferentes curvaturas y controlando de formaexhaustiva el camino seguido por el haz de rayos de luz. Dentro de las aberraciones geométri-cas también se encuentran las siguientes: coma, astigmatismo y curvatura de campo. La aberra-ción de tipo coma se produce cuando las diferentes zonas concéntricas de una lente producendistintos aumentos. Una lente con esta aberración produciría una imagen en forma de cometa decualquier objeto puntiforme desplazado del eje óptico. Normalmente esta aberración es corregi-da a la vez que se corrige la aberración esférica. El astigmatismo se produce cuando la imagende un objeto puntiforme situado fuera del eje óptico aparece como dos imágenes lineales sepa-radas y perpendiculares entre sí. La curvatura de campo es una consecuencia de la curvatura queposeen la mayoría de las lentes. El resultado es la producción de una imagen curvada de un obje-to plano. Cuando la parte central está enfocada no lo está la periferia y viceversa. Usualmenteno es un obstáculo demasiado importante puesto que el observador puede reenfocar continua-mente la muestra con el tornillo micrométrico. Sin embargo, constituye un serio problema a lahora de realizar fotomicrografías, puesto que una parte de la misma se encontrará fuera de plano.Tradicionalmente ha sido la aberración más difícil de eliminar con los objetivos acromáticos,pero se ha mejorado con la introducción de los objetivos de campo plano o planacromáticos.

La aberración cromática se produce como resultado de la descomposición de la luz blanca endiferentes longitudes de onda. Cuando la luz blanca pasa a través de una lente convexa, las lon-gitudes de onda que la componen son refractadas de acuerdo con su frecuencia. La luz azul esla refractada en mayor grado, seguida de la verde y de la roja. La incapacidad de la lente parareunir todas las longitudes de onda en el mismo foco resulta en una pequeña variación en eltamaño de la imagen y en el punto focal diferente para cada una de las longitudes de onda pre-dominantes. Como consecuencia de este fenómeno aparece un halo de colores alrededor de laimagen observada. Esta aberración puede ser corregida utilizando parejas de lentes en las quecada una de las lentes constituyentes posee índices de refracción y propiedades dispersivas dife-rentes. Estos conjuntos de lentes son conocidos como lentes acromáticas. Con las lentes acro-máticas puede conseguirse que dos de los tres colores estén situados en el mismo plano focal.Para conseguir la coincidencia de la luz de las tres longitudes de onda en el mismo plano focalhay que usar lentes apocromáticas. Estas lentes son muy costosas y sólo las tienen los objetivosde muy alta calidad.


encuentran simultáneamente enfocados.Los objetivos de menor aumento tienenuna mayor profundidad de campo. Laprofundidad de campo también es inver-samente proporcional a la apertura numé-rica. Por este motivo, para conseguir unabuena observación en profundidad hayque renunciar a un buen poder de resolu-ción en el eje horizontal.

Contraste

El contraste es la diferencia de brillo entredistintos detalles de la muestra observadao entre el objeto observado y el medio. Enel estudio del sistema nervioso mediantemicroscopía óptica es común encontrarseante situaciones de bajo contraste. Sinembargo, como veremos en el capítulosiguiente, la aplicación de diferentestécnicas de tinción incrementa enorme-mente el contraste en la preparación.

REGLAS PARA EL MANEJO Y CONSERVACIÓN DEL MICROSCOPIO

Una vez estudiados los componentes delmicroscopio y las principales caracterís-ticas ópticas del mismo repasaremos lasinstrucciones básicas para el correctomanejo y conservación de este instru-mento.

El microscopio debe situarse en una super-ficie completamente horizontal, exenta devibraciones y movimientos. Los ocularesdeben quedar a la altura de los ojos delobservador. Cuando se hace uso de unmicroscopio hay que tener en cuenta quese está utilizando un instrumento de preci-sión, y que como tal debe ser manipuladocon extremo cuidado. En el caso de que

sea necesario transportarlo, el microscopiodebe asirse por la base o por la columnay nunca por el tubo o platina, ya quepodrían dañarse los engranajes de lostornillos de enfoque u otros elementosmecánicos del mismo. El polvo es un granenemigo de la óptica. En caso de que laslentes de los objetivos, oculares o conden-sadores se ensucien, deben limpiarsesuavemente con papel de lente o con unpincel limpio. También la exposición a dife-rentes agentes químicos puede dañar laslentes y otros componentes del micros-copio. En los periodos en los que no seesté usando, el microscopio debe serprotegido del polvo mediante el empleo deuna funda o estuche.

Respecto a los objetivos, éstos debenestar colocados en el revólver en ordenprogresivo de aumento y nunca debetocarse con la mano la lente que sobre-sale de ellos. Asímismo, es necesario evitarque las preparaciones utilizadas choquencon los objetivos, puesto que se podríadañar la preparación o el propio objetivo.Para ello, siempre que se suba o baje laplatina haciendo uso del tornillo macro-métrico se debe mirar la preparación direc-tamente (no a través de los oculares). Enningún caso deben forzarse los elementosmecánicos del microscopio. Los mandosde desplazamiento de la platina, de lostornillos de enfoque y del condensadortienen un recorrido limitado por lo que sise fuerzan pueden dañarse los engranajesque accionan.

La primera operación que se debe realizarcuando se va a usar un microscopio esadaptar la distancia entre los oculares a ladistancia interpupilar del usuario. Con ellose consigue una total fusión de lasimágenes de ambos oculares y se reducenlos efectos de la fatiga tras una observa-ción prolongada. La postura correctadurante la observación microscópicaconsiste en permanecer sentado en unapostura cómoda con los ojos ante los

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oculares, mientras se acciona con unamano el tornillo micrométrico para realizarcontinuos enfoques y con la otra sedesplaza la preparación mediante los torni-llos de desplazamiento del portaobjetos.No se debe olvidar que la muestra aobservar tiene tres dimensiones y, portanto, la función de reenfocar continua-mente con el tornillo micrométrico no esotra que la de enfocar sucesivamente losdistintos planos de las estructuras de lamuestra.

Procedimiento de enfoque

A continuación, se detallan una serie depasos para conseguir un enfoque correctoy seguro, evitando posibles accidentes quepudieran deteriorar la preparación o inclusoel microscopio. Se debe comenzar elproceso de enfoque colocando la platinaen su posición más baja. Para ello debegirarse el tornillo macrométrico en sentidohorario hasta el final de su recorrido. Acontinuación, puede colocarse la muestraen la platina, sujetándola con las pinzasdel portaobjetos. Es preciso asegurarse deque el portaobjetos está en la posicióncorrecta, es decir, el portaobjetos debeestar situado en posición inferior, con elcubreobjetos en la parte superior (véaseCuadro 2.3). La muestra a observar debeencontrarse en el centro de la abertura dela platina. Si la preparación no estuviesecentrada, se debe hacer uso de los torni-llos de desplazamiento del portaobjetos enel plano horizontal para situar la prepara-ción en la posición adecuada. Una vez quela preparación esté centrada se debe girarel revólver portaobjetos para seleccionar elobjetivo de menor aumento. Mirando lapreparación directamente, se girará eltornillo macrométrico en sentido antiho-rario con el fin de acercar el objetivo a lapreparación, sin llegar a tocarla. A partirde este momento, se debe mirar a travésde los oculares mientras se hace

descender la platina lentamente, accio-nando el tornillo macrométrico en sentidohorario, hasta que la imagen aparezca máso menos enfocada. Tras haber realizado unenfoque grueso puede realizarse unenfoque fino accionando el tornillo micro-métrico hasta que puedan apreciarse connitidez los detalles de la imagen. El ajustecontinuo del tornillo micrométrico durantela observación de la preparación nospermitirá observar detalles situados endistintos planos de profundidad. Una vezconseguido un buen enfoque de una zonaconcreta de la preparación, se puedenexplorar otras regiones de la mismahaciendo uso de los tornillos de desplaza-miento horizontal. Para realizar una explo-ración sistemática y ordenada se puedeseguir el recorrido que se muestra en laFigura 2.5.

En el caso de que se desee observar lapreparación con un objetivo de mayoraumento, sólo es necesario situar la zonade interés en el centro del campo visual y,sin mover la platina, girar el revólver hastacolocar el objetivo deseado en posición (lamayoría de los microscopios disponen deunos topes en el revólver que producen unleve chasquido cuando el objetivo ocupala posición correcta entre el ocular y elobjeto). Como normalmente los objetivosson parafocales, al observar la preparacióncon un objetivo de mayor aumento sóloserá necesario realizar un ajuste fino delenfoque girando ligeramente el tornillo

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Figura 2.5. Recorrido a seguir para la exploración sis-temática de las distintas muestras de un portaobjetos.


micrométrico. Hay que recordar que elobjetivo 100x (banda blanca) es un obje-tivo de inmersión, y por lo tanto, no sedebe hacer uso de éste sin emplear aceitede inmersión (véase el apartado siguiente).Si se intenta enfocar con este objetivo sinseguir el procedimiento adecuado, existeuna alta probabilidad de que se dañen lapreparación y el objetivo.

Una vez terminada la observación de lasmuestras y antes de retirar la preparaciónes preciso cambiar sucesivamente losobjetivos, hasta colocar el de menoraumento. A continuación debe hacersedescender la platina hasta el final de surecorrido, tras lo cual se puede retirar elportaobjetos.

Enfoque con objetivos de inmersión

La mayoría de los objetivos permitentrabajar con aire como medio de separa-ción entre la lente y el cubreobjetos (obje-tivos secos). Sin embargo, los objetivos deinmersión precisan un medio de separa-ción cuyo índice de refracción se asemejemás al de la lente (por ejemplo aceite decedro), que el del aire. La reducción de ladiferencia entre el índice de refracción delmedio y el de la lente conlleva un aumentode la apertura numérica del objetivo.A continuación se detallan los pasos quehan de seguirse en el empleo de los obje-tivos de inmersión:

1. Localización del área objeto de estudio.Para enfocar la muestra con un objetivode inmersión debe partirse de una situa-ción en la que la preparación se encuentreperfectamente situada y enfocada con elobjetivo que precede al de inmersión en elrevólver. La zona de la muestra que inte-resa observar debe situarse cuidadosa-mente en el centro del campo visual. Deotra forma será sumamente difícil localizarlas estructuras a estudiar ya que el campo

visual y la distancia frontal (distancia quesepara la lente de la preparación) son muyreducidos. Asimismo, deben regularsecuidadosamente el grado de iluminación,la altura del condensador y la apertura deldiafragma iris, parámetros que son deter-minantes cuando se usan objetivos de granaumento.

2. Aplicación del aceite.Antes de aplicar el aceite de inmersióndebe girarse el revólver hasta colocarlo enuna situación intermedia entre el objetivode inmersión y el siguiente de menoraumento. De esta forma se consigue dejarespacio suficiente para aplicar el aceite enla zona a observar. Con el revólver en estaposición puede aplicarse una gota deaceite de inmersión directamente sobre elcubreojetos, en el lugar de la muestra quese quiere observar. En cuanto a la eleccióndel tipo de aceite a emplear es importanteseguir las recomendaciones del fabricantedel objetivo.

3. Colocación del objetivo 100x.Una vez aplicada la gota de aceite sobrela preparación puede girarse suavementeel revólver hasta colocar el objetivo deinmersión. Éste no debe tocar la prepara-ción y sí la gota de aceite. La gota debehaber conservado la convexidad y noextenderse por la preparación.

4. Enfoque de la preparación.Para conseguir enfocar la preparacióndebe girarse cuidadosamente el tornillomicrométrico. Recuerde que la distanciaque separa al objetivo del portaobjetos esmínima, por lo que un leve ajuste debe sersuficiente si la preparación estaba bienenfocada. En el caso de que sea necesariorealizar un rastreo de la preparación debenaccionarse con suma delicadeza los torni-llos de desplazamiento del portaobjetos enla platina, ya que el campo de visión quese obtiene con los objetivos de grandesaumentos es muy reducido, por lo que unmovimiento brusco de la platina produciríala pérdida de la localización deseada.

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5. Retirada de la preparación.Una vez que ha finalizado la observacióndebe colocarse de nuevo el revólver en laposición intermedia entre el objetivo deinmersión y el que le precede. A conti-nuación puede bajarse la platina, retirar elportaobjetos y colocar el objetivo de menoraumento, con lo que el microscopio quedapreparado para recibir una nueva prepara-ción. Es necesario recordar que para nodañar la preparación o el propio objetivo,nunca debe retirarse la preparación cuandoesté montado el objetivo de inmersión. Elobjetivo de inmersión debe limpiarse conun papel de óptica inmediatamentedespués de usarlo. Es importante no dejarque el aceite se seque sobre el objetivo.En ningún caso deben emplearse disol-ventes para limpiar el objetivo.

Ajuste de la iluminación

Para aprovechar al máximo las caracterís-

ticas funcionales del microscopio es impor-tante regular correctamente la iluminación.En una primera toma de contacto con elmicroscopio es aconsejable comprobarque los haces de luz procedentes de lafuente de iluminación llegan al objetivo.Para este propósito puede colocarse unpapel en la platina, entre la preparación yel objetivo, y comprobar si se proyectasobre él un punto de luz. Algunos micros-copios poseen un diafragma de campoque permite cerrar el cono de luz. Si secierra el diafragma se observará que dismi-nuye el diámetro del punto luminoso.

Una vez comprobado el buen funciona-miento de la fuente de iluminación, convienerealizar los ajustes de iluminación de Köhler.August Köhler diseñó en 1874 un protocolomediante el cual se consiguen unas condi-ciones óptimas de iluminación, obtenién-dose un campo visual uniformemente ilumi-nado y una imagen brillante y sin reflejos. Acontinuación se describen los pasos a seguiren el protocolo de Köhler (Fig. 2.6). En pri-

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Cuadro 2.3. Causas más frecuentes de problemas en el enfoque

En algunas ocasiones pueden encontrarse problemas con el enfoque de una preparación. Estosproblemas, que suelen aparecer cuando se emplean objetivos de gran aumento, se deben con fre-cuencia a alguna de los siguientes causas:

La preparación está al revés. Se ha colocado el cubreobjetos hacia abajo, hacia la platina. Aunquepuede que a pocos aumentos no se detecte, resultará imposible enfocar con objetivos con unaumento superior al de 10x, dado que a partir de estos aumentos la distancia focal de los objeti-vos es tan corta que hace imposible enfocar la muestra a través del grosor del portaobjetos.Siempre que se coloque una preparación en la platina se debe comprobar la posición del cubre-objetos pasando suavemente el dedo por su borde. De esta forma se evitará este común acciden-te que puede dar lugar a la rotura de la preparación, de la lente frontal del objetivo o incluso pro-ducir daños en los elementos mecánicos del enfoque.

El cubreobjetos no tiene el grosor adecuado. Este problema es muy similar al anterior. Para losobjetivos de mayor aumento es importante que el grosor del cubreobjetos sea el especificado enel exterior del cilindro. El valor estándar del grosor del cubreobjetos para casi todos los objetivoses de 0.17mm. Este problema puede darse también cuando se han colocado inadvertidamente doscubreobjetos superpuestos en la preparación o cuando la muestra es demasiado gruesa.

El revólver portaobjetivos no ha encajado correctamente en su nueva posición. Una vez enfoca-da la preparación a pocos aumentos puede resultar imposible observarla a mayor aumento. Puedeser debido a que el revólver portaobjetivos no ha encajado correctamente en su nueva posición alcambiar a un objetivo de mayor aumento. Para evitar este problema debe comprobarse que se pro-duzca un chasquido o sonido característico al cambiar de un objetivo a otro.


mer lugar se debe colocar una preparaciónsobre la platina. Acto seguido, es precisoabrir al máximo el diafragma de campo de lafuente de iluminación y el del condensadory colocar este último en el punto más alto desu recorrido. Una vez realizados estos ajus-tes debe seleccionarse el objetivo de menoraumento, regular la intensidad de la luz en un nivel en el que se pueda observar yenfocar la preparación con comodidad (Fig. 2.6A). Una vez que la preparación se encuentre totalmente enfocada es nece-sario reducir al máximo la apertura del diafragma de campo y bajar el condensadorhasta que se aprecien los contornos del cír-culo de luz proyectado sobre la preparacióncon los contornos del diafragma bien defini-dos (Fig. 2.6B). En el caso de que el círculode luz no se encuentre centrado debehacerse uso de los tornillos de centrado delcondensador hasta conseguir un buenajuste (Fig. 2.6C). Una vez centrado el cír-culo en la imagen, puede abrirse el dia-fragma de campo hasta que los bordes deldiafragma coincidan con los bordes de laimagen (Fig. 2.6D). Realizados estos pasossólo queda conseguir un buen contraste dela imagen (Fig. 2.6E). En la mayoría de loscasos esto se consigue modificando la aper-tura del diafragma hasta alcanzar unas dosterceras partes del diámetro de la aperturadel objetivo. Puesto que normalmente losmicroscopios llevan incorporados objetivosparafocales, para cambiar a objetivos demayores aumentos sólo es necesario reali-zar pequeños ajustes en la apertura del dia-fragma del condensador y en el ajustemicrométrico del enfoque.

Mediciones

Algunos microscopios cuentan con dispo-sitivos que permiten realizar mediciones ylocalizar estructuras en las muestrasobservadas. Los dos sistemas más usadosson las escalas graduadas o micrómetrosy las retículas de los oculares.

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Figura 2.6. Protocolo de iluminación de Köhler.


Los micrómetros consisten en la combi-nación de dos escalas situadas en laplatina, perpendiculares entre sí. Cada unade estas escalas consta a su vez de unaescala principal (calibrada en milímetros) yuna pequeña escala de 9 mm de longituddenominada nonious o escala de Vernier(Fig. 2.7). La escala de Vernier está divi-dida en 10 partes iguales, cada una de lascuales corresponde a 9/10 mm. La lecturade esta escala se realiza anotando el valorde la escala principal entre los que se sitúael valor cero de la escala nonious. La posi-ción del cero de la escala nonious indicaráel valor de la medida en milímetros. Acontinuación se examinan las líneas deambas escalas: las que se encuentranalineadas determinan el valor de lasdécimas de milímetro. En la parte superiorderecha de la Figura 2.7 puede compro-barse que el valor cero del nonious seencuentra entre 102 y 103 mm y que a suvez se encuentran alineados el valor 104de la escala principal con el 2 del nonius,señalado con la flecha. Por tanto, lacantidad a anotar sería 102,2 mm. Deforma análoga, en la parte inferior derechade la figura se puede observar que el valorajustado (señalado con la flecha) es 103,5mm. Si se desea conocer la distancia queexiste entre los puntos a y b señalados enla parte izquierda de la figura, es suficientecon calcular la diferencia entre las dosmediciones obtenidas.

Mediante el empleo de estas escalas es

posible determinar también la localizaciónde un punto de interés en una prepara-ción, simplemente anotando las coorde-nadas en las escalas correspondientes.Para ello habría que anotar los valores decada una de las escalas de la platina unavez que el punto a registrar estuvierasituado en el centro del ocular.

Existe un método alternativo para realizarmediciones de las muestras microscó-picas. Los oculares de algunos microsco-pios cuentan con una retícula o micró-metro que consiste en una placa de cristalque tiene grabada una escala. Esta placase inserta en el ocular y aparece en elmismo plano de la imagen microscópica.Esta característica hace posible que la retí-cula se visualice superpuesta a la imagenaumentada. Las subdivisiones de estasretículas del ocular se encuentran espa-ciadas según un valor fijo, por ejemplo1/10 mm. Por tanto, es posible medir eltamaño de una preparación calculando elnúmero de subdivisiones de la retícula queocupa la muestra a observar. El valor obte-nido debe dividirse por el aumento delobjetivo para conocer el tamaño real delobjeto medido.

CAPTURA DE IMÁGENES:FOTOMICROGRAFÍA Y DIBUJO A CÁMARACLARA

Una posibilidad muy interesante queofrecen los modernos microscopios es lade obtener fotografías de las prepara-ciones. Aunque los equipos de fotomicro-grafía son muy diversos, todos ellosconsisten básicamente en una cámarafotográfica que se acopla a un tubo trio-cular o fototubo que dispone de un prismacapaz de dividir el haz de luz y dirigirlohacia el fototubo y hacia los oculares (Fig.2.8A).

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Figura 2.7. Mediciones mediante la escala deVernier.


Para la realización de fotomicrografíasdeben tomarse una serie de precauciones,como asegurarse de que no existan vibra-ciones en el equipo microscópico, limpiarla preparación, conseguir una iluminaciónhomogénea y centrar y enfocar cuidado-samente la imagen.

Aunque la fotomicrografía permite repro-ducir con mayor exactitud las prepara-ciones, el dibujo ofrece otras ventajas, porejemplo, la posibilidad de representarestructuras tridimensionales medianteenfoques sucesivos. La cámara clara otubo de dibujo consiste en un dispositivoóptico que se coloca entre la columna yel tubo del microscopio (Fig. 2.8B). Pormedio de una lente y un prisma, estedispositivo transmite la mitad del haz lumi-noso emergente del microscopio haciaarriba y refleja también, por medio de unespejo ajustable, la imagen del lápiz y elpapel en el que se está realizando el dibujo.El espejo refleja la imagen de manera queel observador puede ver la imagen micros-

cópica, la punta del lápiz y el dibujo simul-táneamente, de manera que se puede"dibujar directamente sobre la imagen". Acontinuación se describen brevemente lospasos a seguir para realizar un dibujo concámara clara.

En primer lugar es necesario colocar unpapel y un lápiz justo debajo del espejodel tubo e iluminarlo de manera suficientecon un foco de luz externo. El pasosiguiente consiste en bloquear temporal-mente la imagen, ajustando al mínimo lailuminación del microscopio. A continua-ción es necesario regular la nitidez de laimagen del papel y del lápiz ajustando losmandos dispuestos para este fin en el tubode dibujo. Una vez regulada la nitidez, sedebe ajustar la iluminación del microscopiopara que se vean al mismo tiempo y consuficiente claridad la imagen microscópicay el papel de dibujo. Para conseguir uncontraste adecuado entre la preparación adibujar y el papel de dibujo es necesariobalancear la intensidad de la iluminación

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Figura 2.8. A. Microscopio equipado con cámara fotográfica. B. Microscopio equipado con tubo de dibujo.


del microscopio y la luz que ilumina elpapel. Normalmente los tubos de dibujotienen un factor de aumento 10x, aunquepueden contar con un sistema que permitegraduar de forma continua esta escala

hasta el factor de 1.9x. La magnificaciónfinal del dibujo es la resultante de multi-plicar este factor por el aumento del obje-tivo.

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Aguilar, J. (1965). Teoría y práctica del microscopio. Saber. ValenciaBradbury, S. y Bracegirdle, B. (1998). Introduction to light microscopy. Bios Scientific

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Rawlins, J. (1992). Light microscopy. Bio Scientific Publishers. Oxford.Smith, R.F. (1994). Microscopy and photomicrography: A working manual. CRC Press.

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El capítulo 2 del CD-ROM presenta información gráfica detallada para el aprendizaje del usocorrecto del microscopio óptico. Se muestran los principales elementos del microscopio ópti-co y una breve descripción de sus características. Además, se presentan tres guías foto-gráficas. La primera, muestra el procedimiento para conseguir enfocar correctamente unapreparación histológica. La segunda guía describe el protocolo de ajuste de iluminación deKöhler con el que se consigue la óptima observación de la preparación objeto de estudio.La última guía muestra cómo utilizar la cámara clara para realizar un dibujo de la prepara-ción histológica.

El estudio del sistema nervioso mediantetécnicas de microscopía óptica exige elempleo de determinados procedimientospara la manipulación y procesamiento deltejido. En primer lugar, es de vital impor-tancia seccionar el tejido nervioso encortes muy finos para que el haz de luzdel microscopio pueda atravesar lamuestra. Además, debido a que el tejidonervioso no presenta coloración ni pigmen-tación alguna, es indispensable empleartécnicas de tinción que aumenten elcontraste y permitan apreciar las estruc-turas celulares y tisulares objeto de estudio.

Aunque existe una gran variedad de proce-dimientos de tinción, todos ellos compartenlas siguientes fases: a) endurecimiento yconservación de la pieza mediante elempleo de soluciones fijadoras; b) corte dela misma en secciones seriadas; y c)tinción propiamente dicha. Las prepara-

ciones ya teñidas se cubren, finalmente,con sustancias conservantes que prolon-garán su vida útil. Tras ello, la preparaciónqueda lista para la observación.

El presente capítulo proporciona una intro-ducción a las técnicas neurohistológicasbásicas. Se explican los pasos a seguir enla preparación del tejido nervioso para suobservación con el microscopio, desde lafijación (endurecimiento) hasta la tinción yconservación. Se describen detallada-mente tres técnicas neurohistológicas deuso muy común, que permiten obtenerinformación esencial sobre la organizacióngeneral del sistema nervioso, su citoarqui-tectura y sus tipos celulares:

- La tinción de Nissl

- La tinción de Klüver-Barrera

- La tinción de Golgi

3Técnicas

neurohistológicas

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FIJACIÓN DEL TEJIDONERVIOSO

La fijación es la primera fase en el proce-samiento del tejido para la obtención depreparaciones neurohistológicas. Tras lamuerte se produce un rápido deterioro delos tejidos debido a procesos de autolisiscelular y a la proliferación de microorga-nismos necrófagos. El cerebro no escapaa estas transformaciones degenerativas.Por este motivo, es necesario tratarlo consustancias fijadoras que paralicen oreduzcan al máximo esas alteraciones. Lassustancias fijadoras pueden ser dediversos tipos, aunque las más empleadasson el formaldehído, el alcohol, la acetona,el dicromato potásico, el ácido ósmico yel dicloruro de sodio, solos o combinadosentre sí. La mayoría de ellos provocan unaacción coagulante en las proteínas celu-lares, que detiene la actividad enzimáticade autolisis celular, permite la conserva-ción de las estructuras, y, además, endu-rece el tejido. Sin embargo, los fijadorespueden provocar la aparición de cambiosestructurales no deseables en el tejido. Laacción de estos reactivos puede ser tanintensa que, en ocasiones, se contraen lostejidos provocando deformaciones y otrosartefactos. Para contrarrestar esta posibi-

lidad se suele rebajar la concentración delas sustancias fijadoras en solucionestamponadas que emulan las condicionesfisiológicas del organismo. También suelenutilizarse combinaciones de reactivos fija-dores con el fin de potenciar las ventajasy compensar los inconvenientes quepudieran presentar cada uno de ellos porseparado.

Para la fijación del tejido nervioso sepueden utilizar dos procedimientos dife-rentes, la inmersión y la perfusión trans-cardíaca. El primer método consiste en lainmersión directa de la pieza de tejido enun baño de solución fijadora. En este caso,la sustancia fijadora difunde gradualmentedesde la superficie de la pieza hacia elinterior. Esta operación es muy sencilla, sinembargo, presenta ciertos inconvenientessobre todo cuando se intenta fijar piezasde gran tamaño. Puede ocurrir, porejemplo, que la pieza de tejido presenteuna fijación desigual al resultar la periferiamás endurecida que el interior. Asimismo,las zonas más internas del bloque de tejidopueden alcanzar niveles considerables dedegradación antes de que el fijadorpenetre. Otro inconveniente es que al teñirse colorearán también las células sanguí-neas presentes en los capilares de la


Figura 3.1. Perfusión cardíaca. A. Representación esquemática de un animal preparado para la perfusión transcar-díaca. Obsérvese la incisión para el drenaje, en el ventrículo derecho. B. Bomba de perfusión para inyectar en el sis-tema vascular del animal las soluciones para el lavado y fijación de los tejidos. Las flechas señalan la cánula con lassoluciones.

Técnicas neurohistológicas 59

Cuadro 3.1. Fijadores estructurales neurohistológicosEl propósito de la fijación es preservar la estructura de los tejidos sin alteraciones. La fijación deberealizarse tan pronto como sea posible para evitar la autolisis celular y otros procesos degenerativos.Existe una gran variedad de fijadores y la elección del más adecuado en cada caso depende del tipode tejido y del procesado que éste vaya a sufrir. Los fijadores pueden ser clasificados en cinco gran-des grupos: aldehídos, alcoholes, agentes oxidantes, y derivados del ácido pícrico y derivados delmercurio. Aunque se puede afirmar que no existe un fijador perfecto, el más usado en neurohistolo-gía por sus buenos resultados es probablemente el formaldehído. Este fijador puede ser utilizado parafijar tejidos que van a ser incluidos en parafina o cortados por congelación. También se emplean confrecuencia fijadores de los demás grupos, aunque el uso de derivados del mercurio es poco común.

En el grupo de fijadores aldehídicos se incluyen el formaldehído o formalina y el glutaraldehído. Elmecanismo de acción de estos fijadores implica la creación de enlaces cruzados en las proteínas. Sinembargo, estos enlaces no desorganizan gravemente la estructura de las proteínas, por lo que las pre-paraciones así fijadas pueden ser utilizadas incluso para estudios inmunocitoquímicos. La soluciónestándar más usada es la de formalina neutra tamponada al 10%. La formalina tiene un poder de pene-tración alto, sin embargo, su acción es relativamente lenta. El glutaraldehído, al contrario que la for-malina, tiene una acción fijadora muy rápida, sin embargo, penetra muy lentamente en el tejido. Porlo tanto, un inconveniente del uso de este fijador es que la muestra puede presentar un grado de fija-ción diferente para distintas zonas (las regiones más superficiales pueden resultar más fijadas que lasregiones profundas). Además, produce deformación en las estructuras proteínicas, lo que supone unadesventaja en estudios inmunocitoquímicos. El glutaraldehído suele ser utilizado en soluciones tam-ponadas que varían desde el 0.25% al 4% de concentración. Dentro del grupo de los alcoholes des-tacan el etanol y el metanol. Estos fijadores deben emplearse con un cuidado extremo puesto que pue-den desnaturalizar las proteínas y provocar que el tejido se torne quebradizo y excesivamente duro.La ventaja del uso de estos alcoholes radica en su bajo precio en comparación con otros fijadores.Entre los agentes oxidantes se incluyen el permanganato potásico, el dicromato potásico y el tetró-xido de osmio. El mecanismo de acción de estos agentes consiste en la creación de enlaces cruzadosentre las proteínas, pero su acción causa cierta desnaturalización en las mismas. La mayoría de losfijadores pertenecientes a este grupo se usan para tinciones muy específicas. Por ejemplo, el dicro-mato potásico y el tetróxido de osmio se emplean habitualmente en la tinción de Golgi. La soluciónde Bouin es el fijador más conocido de los pertenecientes al grupo de derivados del ácido pícrico.El mecanismo de acción de esta solución fijadora es desconocido. Existen diversos factores que pueden influir en el grado de efectividad del agente fijador. Entre estosfactores destacan el pH, el factor de penetración, el volumen de fijador, la temperatura, la con-centración y el tiempo de fijación. La fijación es óptima cuando se realiza cerca del pH neutro, esdecir, cuando el rango de pH oscila entre 6 y 8. Es de vital importancia que la solución fijadora estétamponada para evitar un pH excesivamente ácido, que induciría una autolisis celular. Los tamponesmás usados son el fosfato, el bicarbonato y el cacodilato. Normalmente la formalina se tampona contampón fosfato salino a pH 7.4. La penetración depende del grado de difusión, parámetro caracterís-tico de cada fijador. El formaldehído y los alcoholes son los fijadores más penetrantes. Una forma decombatir el bajo grado de penetración de ciertos fijadores es seccionar el tejido en pequeños bloques,de aproximadamente 2-3 mm de grosor. El volumen de solución fijadora es un parámetro importan-te cuando la fijación se realiza por inmersión. En general, es suficiente una ratio 10:1 de fijador-teji-do. Otra práctica aconsejable es renovar la solución fijadora periódicamente. Como en todas las reac-ciones químicas, un incremento de la temperatura producirá un aumento de la velocidad de fijación.Sin embargo, una temperatura excesivamente elevada puede producir una pérdida de la estructuracaracterística del tejido. Es importante controlar la concentración de la sustancia fijadora, que debeser lo más baja posible, puesto que soluciones con una alta concentración de fijador pueden provocarun artefacto similar al de una temperatura excesivamente alta.A continuación se describen los protocolos para preparar los fijadores más usados en neurohistolo-gía.


muestra de tejido lo que dificultará laobservación de las estructuras de interés.

Un procedimiento alternativo y que superalos inconvenientes de la fijación por inmer-sión es la perfusión transcardíaca.Mediante este método la sustancia fijadorase introduce directamente en el sistemavascular del animal, obteniéndose mues-tras fijadas y limpias de cualquier resto decélulas sanguíneas. Antes de iniciar la perfusión se administra al animal unasobredosis de anestésico. Posteriormente,se introduce una cánula en la aorta a travésdel ventrículo, por la cual se introduciránconsecutivamente dos soluciones en elsistema circulatorio con la ayuda de unabomba de perfusión (Fig. 3.1). Unapequeña incisión en el ventrículo derechopermite el drenaje de la sangre. En primerlugar, se introducirá una solución salinatamponada (tampón fosfato salino 0.2 M,pH= 7.4), para eliminar la sangre delsistema vascular y, a continuación, seintroduce la solución fijadora. Una vez fina-lizada la perfusión y extraído el cerebro delcráneo, es conveniente someterlo a unperiodo de post-fijación por inmersión,cuya duración dependerá en gran medidadel tipo de fijador usado. La perfusióntranscardíaca es la técnica de fijación máseficaz porque proporciona un tejido limpiode células sanguíneas (Fig. 3.2). La utiliza-ción de las vías del sistema circulatoriopara la difusión del reactivo permite una

fijación homogénea e in situ de todo eltejido nervioso, que reduce el riesgo dedeformaciones y facilita la extracción delcerebro.

PROCEDIMIENTOS DE CORTE DEL TEJIDONERVIOSO

La segunda etapa en la preparación deltejido nervioso es el corte en seccionesfinas de pocas micras de grosor. Estaoperación tiene dos importantes ventajas.Por un lado facilita la difusión de los colo-rantes y otros reactivos que se usarándurante el procesado. Por otro lado,debido a que el haz de luz del microscopioatraviesa fácilmente las secciones finas,los elementos no teñidos del tejidonervioso aparecen casi transparentes.

Generalmente, el grado de dureza obte-nido tras la fijación es insuficiente parapoder cortar el tejido nervioso ensecciones finas y homogéneas. Los proce-dimientos más utilizados para que el tejidoadquiera la consistencia adecuada son lacongelación de la pieza, la encastración yla inclusión de la misma en sustancias demayor dureza, por ejemplo, celoidina oparafina (ver Cuadro 3.2).

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Formaldehído neutro tamponado al 10% Fosfato de sodio monobásico……………… 4 g.Fosfato de sodio dibásico………………… 6.5 g.Formaldehído al 37%…………………… 100 ml.Agua destilada………………………….. 900 ml.

Solución de BouinAcido pícrico saturado…………………. 600 ml.Formaldehído…………………………... 200 ml.Ácido acético glacial……………………… 4 ml.

Alcohol 95ºAlcohol absoluto…………………………. 950 ml.Agua destilada…………………………… 50 ml.

Técnicas neurohistológicas

Cuando la pieza de tejido ha adquirido laconsistencia y dureza adecuadas, seprocede a su corte mediante el empleo deun microtomo. Aunque existen distintostipos de microtomos (rotatorio de tipoMinot, de deslizamiento, de congelación,vibratomo, ultramicrotomo, etc.), todosellos comparten el mismo principio defuncionamiento mecánico. Una vez que sefija la muestra, una cuchilla pasa por eltejido realizando un corte del grosor selec-cionado. Esta operación, que se puederepetir tantas veces como sea necesario,permite obtener secciones aisladas oseries completas de secciones del tejidoobjeto de estudio. A continuación, sedescribe el proceso de corte del tejidonervioso mediante dos de los microtomos

más habituales en los laboratorios dehistología: el microtomo de parafina y elmicrotomo de congelación.

Corte con microtomo de parafina

El corte con microtomo de parafina requiere la inclusión previa de la pieza detejido nervioso en parafina (Cuadro 3.2).Mediante el proceso de inclusión seconsigue la impregnación del tejido enparafina a nivel celular, obteniéndose unbloque homogéneo en cuyo interior seencuentra la pieza de tejido nervioso. Si elproceso se realiza correctamente, elbloque de parafina no presenta disconti-

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Figura 3.2. La fijación mediante perfusión transcardíaca permite obtener un tejido limpio de células sanguíneas. Lasfotomicrografías muestran una sección de tejido fijado mediante inmersión directa (A) y otra sección de la mismaregión cerebral fijada mediante perfusión transcardíaca (B). A la derecha de cada imagen se presenta un detalle amayor aumento de la zona encuadrada en la fotografía de la izquierda. Obsérvese que en la muestra del tejido noperfundido aparecen teñidas numerosas células sanguíneas (flechas).


nuidad física con el tejido incluido en él yambos elementos ofrecen una resistenciasimilar al avance de la cuchilla. De estemodo, se pueden obtener secciones muyfinas, de hasta 4 µm de grosor. Además,gracias a la homogeneidad y calidad delas secciones es posible cortar el bloquecompleto, con una mínima pérdida de

secciones. Este hecho permite reconstruirla muestra de forma fiable cuando, poste-riormente, se montan las secciones enorden seriado. A pesar de estas ventajas,el uso del microtomo de parafina tambiénpresenta algunos inconvenientes. Enprimer lugar, aún cuando la inclusión de la pieza haya resultado

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Figura 3.3. Microtomo de parafina. A. Principales componentes del microtomo de parafina. B-C. Imágenes ilus-trativas del procedimiento a seguir para la recogida de una sección (B) y para su posterior transferencia al porta-bobjetos (C).

Técnicas neurohistológicas

satisfactoria, no es aconsejable cortarsecciones de grosor superior a 30 µm. Sise desean secciones más gruesas esconveniente usar el microtomo de conge-lación. En segundo lugar, es difícil conse-

guir una inclusión perfecta cuando setrabaja con grandes bloques de tejido.Además, dado que la parafina es unasustancia hidrófoba, para que pueda pene-trar en el tejido, éste debe ser deshidra-

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Cuadro 3.2. Procesado y corte del tejido mediante el microtomo de parafinaPara seccionar el tejido nervioso mediante el microtomo de parafina es necesario procesarlo ade-cuadamente. Puesto que la parafina no es miscible con el agua, para realizar la inclusión de unapieza de tejido en parafina resulta imprescindible eliminar previamente todo el agua que contie-ne. Para conseguir este objetivo, la pieza de tejido debe ser deshidratada mediante su introducciónen una serie de alcoholes de graduación creciente. Sin embargo, la parafina tampoco es misciblecon el alcohol, por lo que ha de emplearse un líquido intermediario que lo sea tanto con el alco-hol como con la parafina (xilol, butilo, toluol, benceno, cloroformo, etc). Para asegurar la efica-cia del procedimiento de deshidratación, es conveniente introducir la pieza en dos baños conse-cutivos de líquido intermediario. Finalizada la deshidratación, se transfiere la pieza directamentea un recipiente con parafina, que se mantiene líquida en el interior de una estufa. La inclusión serealiza mediante dos baños consecutivos en parafina líquida, el primero de 1 hora, y el segundode 12 horas. Todo este proceso se realiza en el interior de una estufa a una temperatura 1 ó 2 gra-dos por encima del punto de fusión de la parafina (el punto exacto de fusión depende del tipo deparafina utilizado y aparece indicado en el envase). Este proceso concluye con la elaboración deun bloque de parafina. Para ello se rellena un molde de papel o de otro material con parafina líqui-da y a continuación, actuando con rapidez antes de que la parafina se solidifique, se introduce yse orienta la pieza de tejido. Una vez formado el bloque de parafina se deja endurecer a tempera-tura ambiente. En el momento del corte, se talla el bloque en forma de trapecio y se fija en la pinzadel microtomo. Una vez obtenidas las secciones y montadas en portaobjetos, éstos pueden seralmacenados, durante el tiempo necesario.Antes de la tinción las secciones deben ser desparafinadas y rehidratadas mediante un procesoinverso al realizado para la inclusión en parafina. En primer lugar, las secciones son bañadas enxilol con objeto de eliminar la parafina del tejido. A continuación, se pasan por una batería dealcoholes de graduación decreciente y finalmente se bañan en agua destilada.

Manipulación del tejido previa al corte. Deshidratación e inclusión en parafina.• Introducir la pieza de tejido durante 20 minutos en cada uno de los siguientes baños:

Alcohol 70º.Alcohol 80º.Alcohol 96º (dos baños)Alcohol 100º (dos baños).

• Introducir la pieza de tejido durante 5 minutos en dos baños de xilol. • Introducir la pieza de tejido en dos baños de parafina líquida: primer baño de 1 hora

y segundo baño de 12 horas.• Confección del bloque.

Manipulación del tejido posterior al corte. Desparafinado y rehidratación.• Baño de xilol............................................... 5-10 minutos.• Baño de xilol................................................ 5 minutos.• Baño de alcohol 100º................................... 2 minutos aproximadamente.• Baño de alcohol 96º..................................... 2 minutos aproximadamente.• Baño de alcohol 70º .................................... 2 minutos aproximadamente. • Baño en agua destilada, al menos ............... 10 minutos.

tado previamente. Finalmente, una vezobtenidas las secciones, éstas deben serdesparafinadas y rehidratadas antes de latinción. Estas condiciones hacen que elcorte mediante el microtomo de parafinasea más laborioso y requiera más tiempoque el corte mediante el microtomo decongelación.

Entre los diferentes elementos quecomponen un microtomo de parafina cabedestacar la pinza de sujeción del bloque,el mando de selección del grosor del corte,el tornillo micrométrico de avance delbloque, y la cuchilla (Fig. 3.3A). El funcio-namiento de este microtomo es sencillo:cada vez que se gira la manivela deavance, la pinza que sujeta el bloque deparafina avanza y al caer sobre la cuchillase obtiene una sección del grosor selec-cionado.

Previamente al proceso de corte en sí, espreciso afianzar el bloque de tejido con laspinzas de sujeción y ajustar el ángulo deincidencia de la cuchilla (Fig. 3.4). Lacalidad de las secciones depende en granmedida del ángulo de incidencia de lacuchila. Un ángulo de incidencia adecuadoes aquel que ejerce mínima compresiónsobre sobre el tejido y permite obtener

secciones sin rasgaduras ni fracciona-mientos. Generalmente, a menor ángulo deincidencia de la cuchilla menor compresiónsufren las secciones y, por tanto, mayorserá la calidad de las mismas. Sinembargo, cuanto mayor sea la dureza dela pieza a seccionar mayor deberá ser elángulo de incidencia de la cuchilla. Paraelegir el ángulo adecuado se debe empezarcon un ángulo de liberación de cerogrados. Si las secciones resultantes noson de suficiente calidad, se debeaumentar el ángulo de incidencia en pasosdiscretos de dos grados hasta conseguirel resultado deseado. Una vez elegido, elángulo de incidencia debe permanecerconstante durante toda la sesión para quetodas las secciones resulten en el mismoplano y evitar la pérdida de cortes. Lassecciones obtenidas al hacer girar la mani-vela de avance quedan depositadas sobrela cuchilla. De aquí deben ser retiradas conun pincel fino y suave (Fig. 3.3B) para sertransferidas a un baño de agua con gela-tina a 37ºC (Fig. 3.3C). La gelatina facilitala adherencia de los cortes a la superficiedel portaobjetos. Al estar en contacto conel agua caliente, las secciones se dilatanligeramente y en ese momento deben serrecogidas desde abajo hacia arriba con elpincel y deslizadas sobre el portaobjetos(que se habrá introducido ligeramente enel agua para facilitar la recogida). Al montarlas secciones sobre el portaobjetos sedebe procurar que queden lo más exten-didas posible. Una vez montadas todas lassecciones, los portaobjetos se introducenen una estufa a 37ºC durante 12 horas.Este paso permite que las secciones sesequen y se adhieran al portaobjetos. Unavez retirados los portaobjetos de la estufa,y antes de realizar la tinción propiamentedicha, las secciones deben ser sometidasa un proceso de desparafinado e hidrata-ción. En el Cuadro 3.2 se hace unadescripción pormenorizada de esteproceso.


Figura 3.4. Representación esquemática del ángulode incidencia de la cuchilla sobre el bloque de parafi-na.


Corte con microtomo de congelación

El corte mediante este tipo de microtomorequiere la congelación del tejido para queadquiera la consistencia necesaria y puedaser seccionado en láminas finas medianteuna cuchilla (Fig. 3.5). El proceso decongelación puede deteriorar el tejidonervioso ya que la formación de cristalesde hielo produce desgarramientos micros-cópicos en el tejido y tras la descongela-ción éste presentará un aspecto espongi-forme. Para evitar este deterioro, la piezade tejido debe ser previamente sometidaa un baño en una solución de sacarosa al30% p/v. Esta solución actuará comoagente crioprotector y evitará la formaciónde cristales de hielo. La pieza de tejidodebe permanecer en el baño de sacarosael tiempo necesario para que se sumerjahasta el fondo del recipiente.

Al igual que sucede con el microtomo deparafina, el corte de tejido nerviosomediante el microtomo de congelaciónpresenta ventajas e inconvenientes. Engeneral, se puede afirmar que este tipo deaparato es muy útil para obtener seccionesrelativamente gruesas (20-200 µm). Dehecho, haciendo uso del microtomo decongelación es prácticamente imposibleobtener secciones de calidad aceptablecon un grosor menor de 10 µm. Por otrolado, los requerimientos de ciertas técnicasde tinción impiden someter el tejidonervioso al procesado que conlleva el cortecon el microtomo de parafina, siendoimprescindible el empleo del microtomo decongelación. Por ejemplo, si se desearealizar una tinción inmunohistoquímica eltejido debe cortarse necesariamentemediante el microtomo de congelación. A continuación, se describen los elementosmás importantes del microtomo de conge-lación y algunos consejos prácticos sobresu uso. Entre los componentes del micro-tomo se incluyen el sistema de congela-

ción, el tornillo de selección del grosor de corte, el tornillo micrométrico, los torni-llos de la platina que permiten orientar la pieza en el plano deseado, y por últimola cuchilla y su eje de deslizamiento. Elsistema de congelación consiste en unabombona de anhídrido carbónico (CO2),un tubo de conducción del gas con llavede paso y una platina de congelación(Figura 3.5A).

Al inicio de la sesión, se coloca la pieza acortar sobre la platina del microtomo,orientándola en el plano adecuado. Parafijar la pieza de tejido en la platina esconveniente depositar sobre su superficieuna delgada capa de agua, colocar sobreella la pieza de tejido y seguidamente abrircuidadosamente la llave de paso del gaspara congelarla. La congelación de la piezaes una operación clave ya que determinarála calidad de los cortes obtenidos. El gradoóptimo de congelación depende dediversos factores, por ejemplo, el tipo detejido, el grado previo de fijación y elprocedimiento de fijación. Como reglageneral se puede decir que el tejido debequedar en un estado tal que al cortarlo seadvierta el paso de la cuchilla, sin nece-sidad de realizar una fuerza excesiva. Conobjeto de que no varíe el grosor y otrascaracterísticas de las secciones obtenidas,el grado de congelación de la pieza debemantenerse lo más constante posible a lolargo de todo el proceso de corte. Enningún momento debe permitirse que lapieza se descongele, ya que ésta sedesprendería de la platina con la consi-guiente pérdida de secciones.

Una vez congelado el tejido, se selecciona elgrosor de las secciones mediante el tornillomicrométrico de la platina y se ajusta elángulo de incidencia de la cuchilla sobre lapieza. La calidad de las secciones dependeen gran medida de este ajuste. El ángulo deincidencia debe permanecer constantedurante todo el proceso de corte. Una vezrealizadas todas estas operaciones, la cuchi-

lla puede deslizarse sobre la pieza de tejidoobteniéndose así las secciones. En losmicrotomos de congelación, a diferencia delo que ocurre en los de parafina, es la cuchi-lla la que avanza sobre el tejido. En el micro-

tomo que se muestra en la Figura 3.5 lacuchilla y su soporte se desplazan manual-mente sobre un sistema de guías (micro-tomo de deslizamiento). Tras cada paso dela cuchilla se obtiene una sección que queda


Figura 3.5. Microtomo de congelación. A. Principales elementos del microtomo de congelación. B-C. Detalles delprocedimiento de recogida de un corte desde la superficie de la cuchilla (B) y de su posterior transferencia al por-taobjetos (C).

depositada sobre la misma. Cada una deestas secciones debe ser recogida cuidado-samente con un pincel suave y húmedo (Fig. 3.5B) y depositada en un pocillo llenode tampón fosfato salino, con objeto demantenerlas en un medio isotónico. Una vezobtenidas las secciones deseadas, se reco-gen de los pocillos con un pincel y se "mon-tan" en los portaobjetos respetando el ordenen el que fueron obtenidas para facilitar la completa reconstrucción de la muestra(Fig. 3.5C). Los portaobjetos deben estargelatinizados para impedir que los cortes sedesprendan en posteriores fases del pro-ceso de tinción. Una vez que las seccionesse han montado en los portaobjetos y antesde proceder a teñirlas, éstas deben dejarsesecar durante al menos 5 ó 6 horas.

LA TINCIÓN DE NISSL

La tinción de Nissl es una de las técnicasclásicas más utilizadas actualmente. Elobjetivo básico de todas las técnicas detinción es aumentar el contraste relativo dedeterminadas estructuras. Para ello, seemplean colorantes con elevada afinidadpor una determinada sustancia celular o seprovocan reacciones histoquímicas selec-tivas que marcan determinados compo-nentes del tejido. En la tinción de Nissl seemplean colorantes derivados de anilina,por ejemplo, violeta de cresilo, rojo neutroo azul de toluidina que, debido a sucarácter básico, poseen una elevadaafinidad por los ácidos nucleicos de lasneuronas. Dado que el soma de lasneuronas posee grandes concentracionesde ácidos nucleicos en el núcleo, elnucleolo y los ribosomas (en particular losadheridos al retículo endoplasmáticorugoso o sustancia de Nissl), la técnica deNissl produce una tinción muy clara y defi-nida de los somas neuronales. Medianteesta técnica se tiñen los somas de todaslas neuronas de la muestra de tejido, demodo que se obtienen preparaciones que

ofrecen una panorámica general y exhaus-tiva de la distribución de las neuronas yde su organización citoarquitectónica.

Procedimiento

Después de cortar el tejido nervioso ensecciones finas mediante alguno de losprocedimientos descritos en el apartadoanterior y una vez montadas en los porta-objetos, puede procederse a la tinción delas muestras. Para ello, se colocan losportaobjetos en una cestilla (Fig. 3.6A) yésta se introduce en una cubeta con unasolución de colorante en la que se


Figura 3.6. Detalles del procedimiento de tinción. A.Colocación de los portaobjetos en la cestilla. B.Introducción de la cestilla con los portaobjetos en lascubetas de la batería de tinción. C. Colocación delcubreobjetos sobre la muestra teñida.

mantiene durante el tiempo suficiente paraque las secciones resulten teñidas (Fig.3.6B). El tiempo que las secciones deberánpermanecer sumergidas en el colorantepuede variar entre segundos o minutos,dependiendo de factores como el grosordel corte, el procedimiento de corte, elestado del tejido, etc. Por ello, la expe-riencia previa es fundamental para deter-minar en cada caso si el tejido ha adqui-rido una coloración adecuada o si, encambio, debe permanecer más tiempo enla cubeta del colorante. Es preciso teneren cuenta que el lavado en agua y elproceso de deshidratación aclararán enalguna medida la coloración final de laspreparaciones.

Tras el baño es necesario lavar los porta-objetos en agua destilada para eliminar elexceso de colorante. Posteriormente, seprocede a la deshidratación de lassecciones, sumergiendo los portaobjetossucesivamente en una serie de baños dealcoholes de graduación creciente, paraterminar con dos baños consecutivos de xilol. La deshidratación del tejido incrementa la transparencia de la prepara-ción y contribuye a su conservación.Finalmente, se procederá a cubrir lassecciones con un cubreobjetos. Para ellose depositarán sobre los cortes unas gotasde alguna de las resinas líquidas disponi-bles en el mercado (bálsamo de Panamá,Permount, DPX, etc.), se cubrirán con elcubreobjetos y se dejarán secar, al menos,durante 24 horas (Fig. 3.6C). Tras esteproceso la preparación estará lista para suobservación en el microscopio y se conser-vará en buen estado indefinidamente.

Observación al microscopio

La observación de una preparación deNissl al microscopio, con un objetivo depocos aumentos, muestra un mar depuntos de diferentes tamaños distribuidos

heterogéneamente sobre un fondo claro.Cada uno de esos puntos es el soma deuna neurona. El patrón de distribución delos somas neuronales permite reconocer laorganización citoarquitectónica de laestructura observada, por ejemplo, ennúcleos o en capas. De este modo, latinción de Nissl constituye una técnicaexcelente para identificar patrones espa-ciales de distribución de células nerviosas(Fig. 3.7A). Un análisis con un objetivo demayor aumento permite observar célulasindividuales teñidas. Esta técnica tiñe exclusivamente el soma de las neuronasasí como la región más proxima de lasarborizaciones dendríticas (Fig. 3.7B-C).Aunque la tinción de Nissl no proporcionauna imagen completa de la neurona consus prolongaciones, tiñe los somas detodas las neuronas presentes en la prepa-ración. Vista la preparación aún a mayoraumento, es posible observar algunos delos orgánulos presentes en el soma celular(Fig. 3.7D). Sobre un fondo homogéneo,lo primero que destaca dentro del núcleo,por la intensidad de su coloración, es elnucleolo. Además, fuera del núcleo seobservan masas discontinuas coloreadas,o grumos, que se corresponden con losnumerosos ribosomas adheridos al retículoendoplasmático rugoso. Aunque todas lascélulas del organismo poseen ribosomas,las neuronas destacan claramente entreotros tipos celulares por la extensión ydensidad de la sustancia de Nissl, relacio-nada con la síntesis de proteínas demembrana y de mensajeros químicos. Latinción diferencial de los somas neuronalesque proporciona la tinción de Nissl se debea esta circunstancia. La técnica de Nisslpermite también la observación de losnúcleos de las células gliales, pero no asíde sus somas celulares. Ello se debe a queéstas presentan una baja concentración deribosomas en el retículo endoplasmáticoen comparación con las neuronas. Asípues, los núcleos de las células glialesaparecen como pequeños puntos oscurosalrededor de las neuronas (Fig. 3.7C-D).



Figura 3.7. Fotomicrografías a diferentes aumentos de tejido nervioso teñido según el protocolo de Nissl. Las fle-chas señalan células gliales.

LA TINCIÓN DE KLÜVER-BARRERA

La tinción de Klüver-Barrera es una técnicaque permite observar simultáneamente loscuerpos neuronales y los axones mielini-zados. La estrategia para conseguir esteresultado se basa en el uso combinado dedos colorantes diferentes: azul luxol y rojoneutro. El primero tiene una elevadaafinidad por la mielina, sustancia lipídicaque recubre a la mayoría de los axones deproyección en el sistema nervioso de losmamíferos. El segundo, como se describeen el apartado anterior, es un colorantebásico de anilina que tiene la capacidadde teñir diferencialmente los somas neuro-nales.

Procedimiento

La técnica de Klüver-Barrera es una técnicacombinada que se realiza en dos etapas.En una primera etapa, se tiñe la mielina delos axones con el colorante azul de luxol.A continuación, se contratiñen los somasneuronales mediante la tinción de Nissl,empleando el colorante rojo neutro. Latinción con azul de luxol se realizamediante un baño prolongado (6-18 horas)a temperatura constante de 56-60ºC en elinterior de una estufa. Una vez que hanresultado teñidas las fibras nerviosas, esnecesario aplicar un baño de carbonato delitio, sustancia que facilitará el proceso dediferenciación, contribuyendo al incre-mento de contraste entre la mielina teñiday el resto de tejido que permanece sin

teñir. Una vez finalizada la diferenciaciónde las fibras nerviosas se procede acontrateñir la preparación mediante latécnica de Nissl. Al realizar la tinción deNissl, es conveniente usar como colorante

el rojo neutro, de esta forma los somascelulares quedarán teñidos de un intensocolor rojo y contrastarán de forma notablecon el color azul de las fibras nerviosas.


Figura 3.8. A. Fotomicrografía de una sección de médula espinal de rata teñida mediante la técni-ca de Klüver-Barrera. B. Detalle a mayor aumento de la zona marcada en A.



La tinción de Klüver-Barrera ofrece unaimagen combinada en la que es posibleapreciar, en una misma preparación, lasfibras teñidas de azul y los somas teñidosde rojo (Fig. 3.8). Esta técnica es intere-sante puesto que proporciona una visiónintegrada de la distribución y relación entrela sustancia gris y la sustancia blanca delsistema nervioso. Así, es posible identificarcon facilidad tanto agrupaciones decuerpos celulares en núcleos o capascomo tractos y zonas ricas en fibrasnerviosas mielinizadas.

LA TINCIÓN DE GOLGI

A diferencia de las técnicas anteriores, elmétodo de tinción de Golgi por impregna-ción con nitrato de plata proporciona unaimagen completa de las células del sistemanervioso. Esta técnica tiñe selectivamente unbajo número de células de la preparación,pero éstas aparecen teñidas con todas susprolongaciones (Fig. 3.9). El fundamento dela técnica de Golgi radica en la formación deun precipitado argéntico que vuelve a lacélula opaca. Esta tinción se ha reveladocomo una técnica muy útil para la caracteri-zación morfológica de los diferentes tiposcelulares del sistema nervioso (veáse elCuadro 3.3), así como para la descripción desu organización y el esbozo de los circuitosque establecen. Hoy en día esta técnica esutilizada en laboratorios de todo el mundo,constituyendo una herramienta complemen-taria en un buen número de estudios neuro-anatómicos. Sin embargo, puesto que laselectividad y calidad de la impregnación es,en gran medida impredecible, para obtenerbuenos resultados se requiere constancia ypráctica. No obstante, la variabilidad de losresultados de esta técnica, que en principiopodría considerarse como un inconveniente,

constituye también su mejor ventaja y es larazón de la fascinación que produce en loshistólogos, ya que permite poner de mani-fiesto elementos muy diversos del tejido ner-vioso con medios muy simples.

Procedimiento

Aunque existen muchas variantes del pro-cedimiento de Golgi, todas ellas constan deuna serie de pasos comunes. En primerlugar, el proceso de tinción se lleva a cabogeneralmente antes de seccionar el tejido, loque supone una diferencia con respecto alas técnicas estudiadas anteriormente. Entodas las variantes se realiza una fijaciónprevia del tejido nervioso y un tratamientoposterior con nitrato de plata. Normalmenteel proceso de fijación es doble. La primerafase del proceso consiste en la fijaciónestructural del tejido mediante alguna de lastécnicas básicas de fijación descritas en losapartados anteriores. Generalmente, la fija-ción estructural se realiza mediante la perfu-sión transcardíaca de dos soluciones. En pri-mer lugar se realiza el lavado vascular contampón fosfato salino y posteriormente se introduce la solución fijadora indicada enel protocolo de Golgi seleccionado. Lasegunda fase del proceso de fijación sedenomina mordentado, induración, croma-ción o fase preimpregnadora, y se realizamediante la inmersión de un pequeño blo-que de tejido nervioso en una solución dedicromato potásico. Para ello, una vez reali-zada la fijación estructural se extrae el cerebro del animal y se trocea cuidadosa-mente en bloques de aproximadamente10x5x3 mm. Trocear el tejido en bloques depequeño tamaño facilita la impregnaciónrelativamente homogénea de toda la pieza,y aumenta la probabilidad de obtener pre-paraciones de calidad con neuronas teñidasen su totalidad. Por el contrario, si seemplean bloques de mayor tamaño se correel riesgo de que el interior de la pieza no seimpregne suficientemente. Es importante


Cuadro 3.3. La tinción de Golgi y el estudio de la morfología neuronal La tinción de Golgi es una técnica especialmente adecuada para estudiar la morfología delas células del sistema nervioso, en particular, las neuronas. Existen diversas formas de cla-sificar las células nerviosas. Una de las más usuales es la clasificación en función del núme-ro de procesos que parten del soma. Según este criterio se pueden distinguir tres tipos deneuronas: unipolares, bipolares y multipolares. El soma de las neuronas unipolares presen-ta una sola prolongación constituida por el axón, el cual puede ramificarse secundariamen-te. Estas neuronas son características de los ganglios periféricos de los vertebrados y del sis-tema nervioso de los invertebrados. Las neuronas bipolares se caracterizan porque del somaparten dos procesos bien diferenciados: un tronco dendrítico y un axón. Al igual que ocurrecon el axón de las neuronas unipolares, el tronco dendrítico y el axón de las neuronas bipo-lares pueden presentar ramificaciones secundarias. Este tipo de neuronas es muy caracterís-tico de los sistemas sensoriales. Dentro de las neuronas bipolares se puede distinguir un sub-tipo celular en el que el axón y el tronco dendrítico se unen en el punto de salida y aparecencomo un solo proceso hasta que se separan en la proximidad del soma (por ejemplo, las neu-ronas de los ganglios de la raíz dorsal). Este tipo de neuronas son denominadas pseudouni-polares y también son características de los sistemas sensoriales. Por último, las neuronasmás características del sistema nervioso central son las neuronas multipolares, neuronas decuyo soma parten numerosas prolongaciones, una de las cuales es el axón. Este tipo de neu-ronas, con gran número de dendritas, normalmente actúan como células integradoras de dis-tintos tipos de información.Una clasificación morfológica alternativa a la descrita anteriormente emplea como criteriola forma del soma neuronal y la estructura del árbol dendrítico y del axón. De este modo, enla corteza cerebral y en la corteza del cerebelo es posible distinguir células piramidales,estrelladas, fusiformes, células en cesto, etc. (véanse capítulos 5 y 6).

evitar hacer cortes cerca de las zonas objetode estudio, ya que la plata precipitará conmayor facilidad en las superficies del bloque,confiriendo a estas zonas un aspecto sobre-teñido y dificultando la observación de célu-las aisladas. Una vez cortados, los bloquesde tejido se sumergen en la solución croma-dora entre 3-7 días y se mantienen en oscu-ridad en frascos de cristal color topacio.Como recomendación, los frascos de cristalen los que se ha llevado a cabo la induraciónno deben lavarse tras su uso, pues suelenobtenerse mejores resultados cuando sonreutilizados repetidamente.

Cuando el tejido ha sido fijado se procedea su impregnación con nitrato de plata.Los tiempos de mordentado e impregna-ción son críticos para el desarrollo óptimo

del proceso de tinción, y varían depen-diendo de un gran número de factores,incluyendo la especie animal de la queprocede el tejido, la edad del sujeto, laregión del sistema nervioso a estudiar o lacalidad del agua que se emplea para lassoluciones. Por lo tanto, deben realizarsediferentes pruebas para determinar lostiempos de mordentado e impregnaciónque proporcionen resultados óptimos encada caso.

Una vez que la pieza de tejido ha quedadoimpregnada, se procede a su preparaciónpara la fase de corte. Para ello, se incluyela pieza en celoidina o bien se encastra enparafina. Este último proceso es másrápido y menos costoso. El procedimientode encastración en parafina difiere del de

Figura 3.9. Fotomicrografía a bajo aumento de una sección de corteza cerebral de gato teñida mediante la técnicade Golgi.



inclusión ya que en el primero la parafinano penetra en el interior del tejido. Pararealizar la encastración, la pieza de tejidose sumerge directamente en parafinalíquida, sin someterla previamente a ningúnproceso de deshidratación. De este modo,se consigue un bloque de parafina en cuyointerior se encuentra el tejido nervioso.Puesto que el tejido no ha sido deshidra-tado, la parafina no penetra en él y simple-mente lo recubre. El hecho de encastrar oincluir la pieza de tejido es de gran ayudaa la hora de realizar los cortes, ya que eltejido se vuelve quebradizo tras el trata-miento con dicromato potásico y nitrato deplata. Una vez realizada la encastración seprocede a cortar la pieza de tejido en

secciones gruesas (100-150 µm), conobjeto de que cada sección incluyaneuronas completas con sus prolonga-ciones. Una vez obtenidas las secciones,éstas deben ser sometidas a un procesode deshidratación utilizando una batería de alcoholes de graduación creciente para finalizar con dos baños de xilol.Finalmente, las secciones se recogen conun pincel, se montan en portaobjetos devidrio, se cubren completamente conresina Damar, Permount o Bálsamo deCanadá, y se dejan secar en lugar frescoy preservado del polvo. Para estas prepa-raciones no es imprescindible el uso decubreobjetos.

74

Cuadro 3.4. La tinción de Golgi y la doctrina neuronalEl procedimiento de tinción de Golgi es una de las técnicas que más ha contribuido al desa-rrollo de la neurociencia moderna. En 1873, el joven médico italiano Camilo Golgi mencio-nó por primera vez en un trabajo sobre la corteza cerebral, el desarrollo de una técnica (lareazione nera) que permitía la impregnación argéntica de células nerviosas. Lo excepcionalde esta técnica radicaba en el hecho de que por primera vez las células nerviosas se mostra-ban teñidas en su totalidad, es decir, aparecían teñidos el soma, las dendritas y el axón.Además, sólo aparecía teñido un bajo porcentaje de células, lo que favorecía su observación.El método consistía en una fijación del tejido nervioso con dicromato potásico y una impreg-nación posterior con nitrato de plata. El resultado final era un ennegrecimiento de somas yfibras debido a la formación de cristales de plata.El desarrollo de esta técnica resultó de gran importancia puesto que permitió el estudio deta-llado de la morfología de las células del sistema nervioso, así como del modo en que se rela-cionaban entre sí unas células con otras. En aquellos momentos no existían datos conclu-yentes sobre las células del sistema nervioso, por lo que este tema constituía un campo abo-nado para la especulación. Más aun, la teoría celular, formulada por Schleiden y Schwannen 1838, que propone que los tejidos biológicos están compuestos por elementos celularesindependientes, no se había extendido aún al sistema nervioso. Hasta la primera mitad delsiglo XIX, la mayor parte de los científicos se adscribían a la llamada teoría reticularista,según la cual el sistema nervioso estaba formado por una red continua o sincitio.A pesar de la importancia del descubrimiento y de la extensión de su obra, Camilo Golgi nologró esclarecer nunca la forma en que se relacionaban físicamente entre sí las células ner-viosas. Sin embargo, Santiago Ramón y Cajal, mediante el empleo de esta misma técnica,realizó un estudio meticuloso de diferentes especies y proporcionó abrumadoras evidenciassobre su organización. El sistema nervioso al igual que los demás tejidos biológicos, estáformado por unidades celulares discretas. Sobre la base de estas observaciones, SantiagoRamón y Cajal, enunció la teoría neuronal, que establece que el sistema nervioso está for-mado por células discretas, las neuronas, las cuales constituyen las unidades estructurales yfuncionales del sistema nervioso, presentan polarización funcional y se comunican entre símediante sinapsis.

Variantes del procedimientogeneral

A partir del procedimiento general descritoen el apartado anterior se han desarrolladonumerosas variaciones del método detinción argéntica de Golgi. Las variantesmás utilizadas se describen a continua-ción.

Golgi-aldehído

Bajo este nombre se agrupan diversasvariantes del procedimiento general, quetienen en común el empleo de sustanciasaldehídicas en el proceso de cromación.Uno de los procedimientos más usados esel Golgi-Colonier, en el que para la croma-ción se emplea una solución de glutaral-dehído al 25% y dicromato potásico al 3%(ver protocolos al final del capítulo). Al

igual que en el procedimiento general, enla variación Golgi-Colonier la fase decromación debe ir precedida de unproceso de fijación estructural. En el casodel Golgi-Colonier se emplea glutaralde-hído diluido al 2% en una solución 0.05M de tampón fosfato a pH 7.4 como fijadorestructural durante la perfusión transcar-díaca.

Tras el proceso de cromación el tejido estápreparado para la impregnación argéntica.Antes de introducir el bloque en la solu-ción impregnadora, es conveniente realizarvarios lavados en agua corriente o en unasolución de nitrato de plata al 0.5%.Posteriormente, se introduce el bloque detejido en una solución de nitrato de plataal 0.75% en agua destilada, durante 2-3días. Esta solución debe ser nueva, esdecir, la solución de nitrato de plata nopuede ser reutilizada. Un aspecto impor-


Figura 3.10. Fotomicrografías de diferentes tipos celulares teñidos mediante la técnica de Golgi. A. Célula bipolar. B. Célula multipolar. C. Astrocitos. Obsérvese cómo esta técnica tiñe a la célula en toda su exten-sión, poniendo de manifiesto sus diferentes componentes (soma, dendritas y axón).

tante a tener en cuenta es la relación entreel tamaño de la pieza de tejido y elvolumen de la solución de nitrato de platautilizada. Esta relación deberá ser al menosde 50 ml de solución argéntica por cadabloque de tejido de las dimensiones ante-riormente recomendadas (10x5x3 mm).También es de suma importancia mantenerlos frascos a temperatura ambiente yprotegidos de la luz. Finalizado el periodode impregnación se procede al corte deltejido en secciones y a la deshidratacióny montaje de las mismas.

Procedimiento rápido de Golgi

Esta denominación se utiliza para designaruna variación de la técnica de Golgi en laque se utiliza como solución cromadorauna mezcla de dicromato potásico y tetró-xido de osmio. El nombre de esta varia-ción se debe a que el empleo del tetró-xido de osmio acelera el proceso demordentado e impregnación. Este proce-dimiento proporciona una excelenteimpregnación de los axones a la vez quemantiene la transparencia y claridad de lapreparación.

El tetróxido de osmio es una sustanciamuy tóxica por lo que es necesarioextremar el cuidado cuando se manipula,de acuerdo con la normativa y recomen-daciones de empleo para este tipo desustancias. Otro inconveniente a tener encuenta es el elevado precio del tetróxidode osmio en comparación con el de losproductos empleados en otras variacionesde la técnica de Golgi.

Las primeras fases del procedimientorápido de Golgi son las mismas yadescritas para otras variantes de la técnicade Golgi. En primer lugar, se realiza la fija-ción estructural mediante perfusión intra-cardíaca de una solución de glutaralde-hído al 1% y paraformaldehído al 1% entampón fosfato al 0.1 M. Tras la fijaciónestructural, se extrae el cerebro y se troceaen bloques del tamaño adecuado.

Para la cromación se introducen losbloques en la solución indurante de osmioy dicromato potásico. En la preparación deesta solución se diluye el dicromato potá-sico en agua destilada. La calidad delagua destilada es un factor importante eneste protocolo. Una vez diluido el dicro-mato, se añade el tetróxido de osmio. Estepaso requiere extremar la precaución, porlo que todo el proceso debe realizarse enel interior de una campana extractora degases y protegiendo las manos conguantes. En primer lugar, se raspa el cuellode la ampolla de tetróxido de osmio conuna lima, sin llegar a quebrarla. A conti-nuación, se introduce la ampolla en unfrasco de color topacio, se cierra hermé-ticamente y se agita vigorosamente deforma que la ampolla se rompa en su inte-rior. Tras quedar el tetróxido de osmiodepositado en el interior del frasco decolor topacio, se vierte sobre él la solu-ción de dicromato potásico, con lo quequeda preparada la solución indurante. Lasolución resultante puede conservarsedurante un periodo aproximado de unasemana. Una vez preparada la solución de osmio y dicromato, se agita y se distri-buye en frascos de color topacio máspequeños, de 50 a 100 ml. A continua-ción, se introduce un bloque de tejido encada uno de los frascos y se mantienenen esta solución por un periodo de tiempoque puede oscilar entre varias horas yvarios días. Es preciso hacer notar que,con este procedimiento a mayor tiempo deinmersión del tejido, menor será el númerode neuronas impregnadas, y por tanto, seapreciarán en toda su extensión. Una vezfijados en el mordiente y después de unlavado en una solución de nitrato de plata,los bloques deben ser transferidos final-mente a una solución de nitrato de plata,en la que deberán permanecer por unperiodo que puede oscilar desde variashoras hasta varios días. Tras la fase deimpregnación argéntica, se procede alcorte del bloque en secciones y a la deshi-dratación y montaje de las mismas segúnel protocolo general de la técnica de Golgi.



Cuadro 3.5. El legado de CajalSantiago Ramón y Cajal nació el 1 de Mayo de1852 en Petilla, Aragón. Aunque su nacimien-to tuvo lugar hace más de ciento cincuentaaños y la mayor parte de su obra tiene más deun siglo de antigüedad, los estudios de Cajalsiguen influenciando e inspirando el trabajo delos neurocientíficos actuales. La grandeza dela obra de Ramón y Cajal no radica sólo en laelaboración y defensa de su teoría, la doctrinade la neurona, considerada el pilar básico de laneurociencia, sino también en el extenso ymeticuloso estudio de la citoarquitectura delsistema nervioso de los principales grupos devertebrados. Para ello empleó fundamental-mente la técnica de Golgi. Cabe destacar tam-bién la excelente calidad de sus dibujos. Trasla publicación de su obra magistral Textura delSistema Nervioso del Hombre y de losVertebrados (1899, Madrid), las ideas de Cajalse difundieron rápidamente y alcanzaron reco-nocimiento mundial. Santiago Ramón y Cajalobtuvo el Premio Moscú en 1900, la medallade oro de Hemholtz en 1905 y compartió conCamillo Golgi el Premio Nobel de Medicina yFisiología en 1906. La importancia del trabajode este neurocientífico es tal, que actualmentesigue siendo uno de los autores más citados enla bibliografía científica, por encima inclusode Albert Einstein y Charles Darwin.

Procedimiento de Golgi-hidrato de cloral

Esta variación de la técnica de Golgi secaracteriza por el empleo de hidrato decloral en el proceso de cromación en susti-tución del tetróxido de osmio. El empleode hidrato de cloral reduce los costes y latoxicidad de las sustancias empleadas.

Procedimiento de triple impregnación de Golgi

Cuando, tras una primera tinción, elnúmero de células teñidas resulte insufi-ciente o no se hayan impregnado lascélulas objeto de interés, puede recurrirsea una segunda impregnación. Para ello el

bloque objeto de estudio debe pasar poruna segunda fase de induración y poste-riormente por una segunda fase de impreg-nación. Si los resultados obtenidos no sonlos esperados se puede recurrir incluso auna tercera aplicación.


La visión al microscopio de una prepara-ción teñida mediante cualquiera de lasvariantes de la técnica de Golgi propor-ciona una imagen en la que, sobre unfondo color ámbar, destacan un númeroindeterminado de neuronas y célulasgliales teñidas de negro o marrón muy


PROTOCOLOS

Protocolo de tinción de NisslA continuación se describe el protocolo de tinción de Nissl. Aunque aquí se cita comocolorante el violeta de cresilo, pueden emplearse también otros colorantes básicos deanilina disponibles en el mercado.1. Coloración

Violeta de cresilo al 0,5%....................................................... 10-15 min.2. Lavado y deshidratación

Agua destilada… … … … … … … … … … … … … … … … … … … … .15 seg.Alcohol 70º… … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … ...1 min.Alcohol 96º + Ácido acético glacial (5-10 gotas)… … … … … .. 15 seg.Alcohol Absoluto… … … … … … … … … … … … … … … … … … … .15 seg.Alcohol Absoluto… … … … … … … … … … … … … … … … … … .....15 seg.Xilol… … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … 1 min.Xilol… … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … … 10 min.

3. Montaje/Cubrir los portaobjetos

Aplicar DPX y poner un cubreobjetos. Dejar secar durante al menos 24 horas.En el protocolo se indican los tiempos recomendados para cada paso de la tinción yde la deshidratación, pero pueden introducirse variaciones en los mismos si se consi-dera necesario. Por ejemplo, si tras lavar los portaobjetos en agua destilada (primerbaño tras el del colorante) los cortes tienen una apariencia demasiado oscura, estospueden aclararse hasta el nivel deseado manteniéndolos más de un minuto en alcoholde 70º.

oscuro. Aparecen teñidos no sólo lossomas celulares sino también los procesosdendríticos y axónicos, incluso sus termi-naciones más finas (Fig. 3.9). A diferenciade lo que ocurre con otras técnicas histo-lógicas, la impregnación argéntica de Golgisólo tiñe aproximadamente el 10% del totalde células nerviosas de la porción de tejido objeto de estudio. Esta circunstanciasupone una ventaja crucial, ya que permite la observación de células aisladascompletas, al no resultar ocultas por lasnumerosas células vecinas (Fig. 3.10). Sieste porcentaje fuera superior, la prepara-ción aparecería como una maraña desomas y procesos celulares en la que sería

imposible analizar la morfología deneuronas individuales. El ajuste delenfoque con el tornillo micrométricopermite el seguimiento de una sola célulanerviosa en sus diferentes planos deprofundidad. La integración espacial deestos planos proporciona una visión tridi-mensional de la célula completa. Debidoal carácter azaroso de la impregnaciónargéntica, el estudio detallado de unaestructura concreta requiere la elaboraciónde numerosas preparaciones, las cuales,en su conjunto, proporcionarán informa-ción suficiente para la reconstrucciónestructural de la región objeto de estudio.


Protocolo de tinción de Klüver-Barrera

1. Sumergir los portaobjetos en alcohol de 70º durante 10-15 min.2. Tinción de la mielina. Introducir los portaobjetos en la siguiente solución en el interior

de una estufa a 56-60ºC:Luxol Fast Blue ................... 1 g.Alcohol 95º .......................... 100 ml.Ácido acético al 10% .......... 5 ml.El tiempo de tinción fluctúa entre las 6 y las 18 horas.

3. Lavar los portaobjetos con alcohol de 96º para eliminar el exceso de colorante.4. Lavar los portaobjetos con agua destilada.5. Sumergir los portaobjetos durante 30 minutos en una solución de carbonato de litio

al 0.5%. Controlar el proceso de diferenciación bajo el microscopio hasta conseguirla coloración deseada.

6. Lavar con agua destilada.7. Contratinción. Tratar los cortes con el procedimiento de Nissl, usando el rojo neutro

al 5% como colorante.8. Cubrir las secciones con DPX.

Protocolo de tinción de Golgi-Colonier

1. Realizar la perfusión transcardíaca con glutaraldehído al 2% en tampón fosfato 0.2M,pH 7.4.

2. Obtener bloques de tejido de aproximadamente 10x5x3 mm.

3. Introducir los bloques de tejido en frascos de vidrio de color topacio (para preservar-los de la luz) en una solución con 5 ml de glutaraldehído al 25% y 40 ml de dicromatopotásico al 3%. Mantenerlos a temperatura ambiente durante 3-7 días.

4. Lavar los bloques en una solución de nitrato de plata al 0.75%.

5. Sumergir los bloques de tejido en una solución de nitrato de plata al 0.75% en fras-cos de vidrio topacio a temperatura ambiente durante 2-3 días (100 ml de soluciónpor bloque).

6. Incluir el bloque en celoidina o encastrarlo en parafina.

7. Cortar los bloques en secciones gruesas de 100 a 250 µm de grosor.

8. Deshidratar las secciones:

9. Montar las secciones en portaobjetos de vidrio y cubrir con resina sintética. No usar cubreobjeto.

Alcohol de 70º............5 min.Alcohol de 80º............5 min.Alcohol de 96º...........10 min.Alcohol de 96º...........10 min.Alcohol de 100º.........10 min.Alcohol de 100º.........10 min.

Xilol........................5 min.Xilol........................5 min.


Protocolo de tinción de Golgi-hidrato de cloral

1. Realizar la perfusión transcardíaca con una solución de formol al 10% en una solu-ción tamponada.

2. Extraer el cerebro y trocearlo en bloques de tejido de 10x5x3 mm.

3. Introducir los bloques durante 1-3 días en frascos de vidrio topacio en una soluciónrecién preparada de:

Hidrato de cloral................... 5 gr.Dicromato potásico.............. 1.5 gr.Formaldehído al 40%........... 5 ml.Agua destilada......................50 ml.

Esta solución debe ser renovada diariamente.

4. Lavar los bloques en una solución de nitrato de plata al 0.75%.

5. Introducir los bloques de tejido individualmente en una solución de nitrato de plataal 0.75% en frascos de vidrio topacio a temperatura ambiente durante 1-3 días.Preparar 100 ml de solución por bloque y frasco.

Protocolo de tinción de Golgi-rápido

1. Preparar en una campana extractora de gases y con la ayuda de guantes la solu-ción indurante:

Dicromato potásico..........................12 gr.Tetróxido de osmio............................1 gr.Agua destilada..............................500 ml.

2. Realizar la perfusión transcardíaca con una solución tamponada de glutaraldehídoal 1% y paraformaldehído al 1%.

3. Trocear el cerebro en bloques de tejido de aproximadamente 10x5x3 mm.

4. Introducir los bloques de tejidos en frascos de vidrio topacio con la solución indu-rante durante un periodo que abarque de varias horas a varios días.

5. Lavar los bloques de tejido en una solución de nitrato de plata a 0.75%.

6. Introducir individualmente los bloques de tejido en frascos de vidrio topacio con 100ml de una solución de nitrato de plata al 0.75% y mantenerlos a temperaturaambiente durante un periodo de tiempo que oscile entre varias horas y varios días.

7. Incluir el bloque en celoidina o encastrarlo en parafina.

8. Cortar los bloques en secciones gruesas de 100 a 250 mm de grosor.


10. Montar las secciones en portaobjetos de vidrio y cubrir con resina sintética. No usarcubreobjetos.

Alcohol de 70º............5 min.Alcohol de 80º............5 min.Alcohol de 96º........... 10 min.Alcohol de 96º........... 10 min.

Alcohol de 100º........10 min.Alcohol de 100º........10 min.Xilol...........................5 min.Xilol.......................... 5 min.



Alonso, J.R. (1994). Los métodos de Golgi. Ediciones Universidad de Salamanca.Salamanca.

Levis, P.R y Knight, D.P. (1977). Stained methods for sectioned material. North-Holland. Amsterdam.

Marín-Padilla, M. (1987). The Golgi method. En Adelman, G. (Ed.) Encyclopedia ofneuroscience. M.A.: Birkhauser. Cambridge.

Ramón y Cajal, S. (1992). Textura del sistema nervioso del hombre y los vertebrados.Instituto de Neurociencia. Alicante.

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6. Incluir los bloques en celoidina o encastrarlos en parafina.

7. Cortar los bloques en secciones gruesas de 100 a 250 mm de grosor.


9. Montar las secciones en portaobjetos de vidrio y cubrir con resina sintética. No usarcubreobjetos.

Alcohol de 70º............5 min.Alcohol de 80º........... 5 min.Alcohol de 96º........... 10 min.Alcohol de 96º........... 10 min.

Alcohol de 100º.........10 min.Alcohol de 100º.........10 min.Xilol............................5 min.Xilol............................5 min.

El capítulo 3 del CD-ROM describe las técnicas neurohistológicas básicas. Se presentanguías fotográficas que muestran cómo seccionar una muestra de tejido con microtomos decongelación y de parafina. Además, se detallan los protocolos de tinción de las técnicas deNissl, de Klüver-Barrera y de Golgi. Finalmente, se presenta una serie de fotomicrografías,a diferentes aumentos, de preparaciones de tejido nervioso teñido con las distintas técnicas.

La rata, probablemente la especie demamífero más utilizada en investigacionesneurobiológicas, es un excelente modeloanimal para el estudio de la organizacióny funcionamiento cerebral y de las basesneurales de la conducta. Debido a susventajas, en la actualidad se dispone deuna gran cantidad de información neuroa-natómica, neurofisiológica y conductualacerca de esta especie. Por lo tanto, entoda introducción a las neurociencias esimportante adquirir unos conocimientosbásicos sobre la anatomía del cerebro dela rata. Su cerebro posee todas las carac-terísticas anatómicas, bioquímicas y fisio-lógicas típicas de los mamíferos, sinembargo, su tamaño es relativamente redu-

cido lo que hace necesario el empleo delmicroscopio óptico. El presente capítuloaborda el estudio guiado de la neuroana-tomía del cerebro de la rata mediante eluso de secciones coronales, sagitales yhorizontales teñidas según el protocolo deNissl. Se realiza una descripción generalde las principales características morfoló-gicas del cerebreo de la rata, con unabreve referencia a la metodologíaempleada para la obtención de las prepa-raciones. La descripción de la organizaciónanatómica del cerebro de rata se acom-paña de fotomicrografías de seccionescoronales, horizontales y sagitales y de unlistado completo de estructuras y su loca-lización precisa en las láminas.

4Anatomía del cerebro

de la rata. Estudio mediante

cortes seriados

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OBTENCIÓN DE LAS SECCIONES

Las preparaciones histológicas se obtu-vieron de ratas Wistar de aproximada-mente 290 gramos de peso. Los procedi-mientos de perfusión, fijación y tinciónutilizados son los descritos en el capítuloanterior. Antes de iniciar el proceso de laperfusión, los animales fueron profunda-mente anestesiados con pentobarbitalsódico (35 mg/kg). Una vez anestesiados,se realizó la perfusión transcardíaca,primero con tampón fosfato salino paraeliminar la sangre del sistema vascular y,a continuación, con una solución deformaldehído al 10% en tampón fosfatosalino para fijar el tejido. Una vez extra-ídos, los cerebros fueron post-fijados ypreparados para el corte en los diferentesplanos con un microtomo de congelacióna 40 µm de grosor. Posteriormente lassecciones fueron teñidas mediante latécnica de Nissl utilizando como coloranteel acetato de cresilo. El empleo de estemétodo de tinción permitirá observar laagrupación de las neuronas en núcleos, lalocalización de la sustancia blanca y lacitoarquitectura de distintas regiones cere-brales.

La selección del plano de referencia en elque se realizarán las secciones es un pasofundamental en la preparación de cortesseriados del tejido nervioso. Para lassecciones sagitales presentadas en estecapítulo, se usó la línea sagital medialcomo plano de referencia. Seccionando elcerebro a lo largo de la línea media conun bisturí o una cuchilla bien afilada seobtuvieron dos hemisferios cerebralessimétricos con una superficie plana, lacorrespondiente al plano de corte. Paraobtener las secciones sagitales paralelas ala línea media bastó con apoyar la super-ficie plana de la pieza de tejido sobre laplatina del microtomo y orientarla de formaadecuada. Si bien establecer un plano de

referencia para las secciones sagitales esrelativamente sencillo, en el caso de lassecciones horizontales y coronales estaoperación se complica. El plano de refe-rencia elegido ha sido el proporcionadopor la superficie dorsal de los hemisferioscerebrales. Así, las secciones horizontalesse realizaron apoyando el cerebro por lasuperficie dorsal del telencéfalo y orien-tando la platina del microtomo para que elplano de corte fuera paralelo a la super-ficie de los hemisferios cerebrales. Para lassecciones coronales se apoyó el cerebropor su cara ventral sobre una superficieplana, y se realizó un corte con un bisturío cuchilla muy afilada desde la superficiedorsal a la ventral, en un plano ortogonala la superficie cerebral y a la línea media.Así, el cerebro quedó dividido en dospiezas, una rostral y otra caudal, cada unacon una superficie plana. Para realizarsecciones paralelas al plano utilizado eneste primer corte basta con apoyar cadapieza por la superficie plana en la platinadel microtomo. Es necesario resaltar laimportancia de obtener secciones en elmismo plano de corte que el utilizado paralas secciones de este capítulo. Este hechopermitirá identificar las mismas estructurascerebrales que se presentan en las prepa-raciones modelo y realizar un estudioguiado de la anatomía del cerebro de larata.

ESTUDIO GUIADO DE LAANATOMÍA DEL CEREBRO DE LA RATA

A continuación, se presenta una guía parael estudio de la anatomía del cerebro dela rata mediante el empleo de cortesseriados. En primer lugar, se estudiará laanatomía externa del cerebro en una visióndorsal y ventral, así como las principalesestructuras identificables en una visiónsagital medial. Finalmente, el estudio de la

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Anatomía del cerebro de la rata. Estudio mediante cortes seriados 85

Figura 4.1. Visiones externas del cerebro de la rata. A. Visión dorsal. B. Visión ventral.


disposición de las principales estructuras,núcleos y tractos en los cortes seriadosproporcionarán una información completade la organización anatómica del cerebrode la rata.

Visiones externas

En la visión dorsal del cerebro de la ratadestaca el gran tamaño relativo del telen-céfalo, que cubre la mayor parte de lasestructuras cerebrales (Fig. 4.1A). En lasuperficie de la corteza cerebral de la ratase observa una llamativa diferencia con elcerebro del cordero: la ausencia de circun-voluciones y surcos (Capítulo 1). Por estarazón, la rata se incluye dentro del grupode animales lisencefálicos (cerebro liso). Laúnica cisura importante que presenta eltelencéfalo de la rata es la cisura rinal, queestá situada en posición ventrolateral.Además de los hemisferios telencefálicos,en la visión dorsal del encéfalo de la ratase pueden identificar los bulbos olfatorios,

el cerebelo, el bulbo raquídeo o médulaoblongada y la médula espinal. Asimismo,puede apreciarse una pequeña porción delepitálamo, la epífisis o glándula pineal,situada entre los hemisferios telencéfalicosy el cerebelo.

En la visión ventral del cerebro de la rata(Fig. 4.1B) es posible identificar, de rostrala caudal, las siguientes estructuras: losbulbos olfatorios, el nervio óptico, elquiasma óptico, la cisura rinal, el hipotá-lamo, los pedúnculos cerebrales, el nerviotrigémino, el nervio abducens, la protube-rancia, el paraflóculo (cerebelo), las pirá-mides bulbares, la decusación de las pirá-mides y la médula espinal. La cisura rinalrecorre casi todo el hemisferio desde elpolo más rostral hasta las regiones máscaudales y marca el límite entre la cortezalímbica y la corteza sensorio-motora.

La visión sagital medial (Fig. 4.2) propor-ciona una excelente perspectiva para reco-nocer las relaciones espaciales entre lasprincipales divisiones del sistema nervioso

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Figura 4.2. Visión sagital medial del cerebro de la rata.

Anatomía del cerebro de la rata. Estudio mediante cortes seriados

central: telencéfalo, diencéfalo, mesencé-falo, metencéfalo y mielencéfalo. Además,en esta visión pueden identificarse las prin-cipales estructuras ubicadas en la líneamedia. En el telencéfalo se distinguenclaramente las regiones mediales de lacorteza cerebral, el tubérculo olfatorio, elcuerpo calloso, la región septal, el fórnix yla comisura anterior. Más caudalmente sepueden observar las estructuras diencéfa-licas: el tálamo y el hipotálamo. Las estruc-turas troncoencefálicas que se distinguenen la visión sagital medial son el mesen-céfalo (cerebro medio), el colículo superior,el colículo inferior, el tegmento mesence-fálico y el acueducto cerebral. En la visiónmedial del romboencéfalo también seobservan las principales subdivisiones delmetencéfalo (protuberancia y cerebelo),que se continúan caudalmente con elmielencéfalo (bulbo raquídeo o médulaoblongada).

Estudio mediante cortes coronales, sagitales y horizontales

Este apartado abordará el estudio guiadode las principales estructuras, núcleos ysistemas cerebrales que se pueden apre-ciar en el cerebro de la rata. Para ello sehará uso del atlas fotográfico presentadoal final del capítulo. Este atlas consta de23 secciones coronales, 4 secciones sagi-tales y 6 secciones horizontales. En cadauna de las secciones se han delimitado demanera aproximada las principales estruc-turas que pueden observarse en cada nivelde corte. En muchas ocasiones, las estruc-turas señaladas están rodeadas por unacápsula de sustancia blanca o delimitadaspor cambios en el patrón citoarquitectó-nico, circunstancia que facilita su identifi-cación. Sin embargo, en otros casos, lasfronteras no están marcadas por rasgosanatómicos claramente apreciables. Hayque tener en cuenta que algunas estruc-turas del sistema nervioso central no son

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NOMENCLATURALamentablemente no existe un sistema denomenclatura neuroanatómica universal e inva-riable. En el atlas que se presenta en este capí-tulo se ha seguido de una forma relativamentefiel la nomenclatura empleada en el atlas este-reotáxico de Paxinos y Watson (1997), uno delos atlas del cerebro de la rata más utilizadospor la comunidad neurocientífica.

A continuación, se describen brevemente loscriterios utilizados para las abreviaturas de lasestructuras cerebrales que aparecen en las dis-tintas secciones:

• Las abreviaturas en mayúsculas hacen refe-rencia a núcleos (por ejemplo, HVM: hipotá-lamo ventromedial) y a regiones corticales(M1: córtex motor primario). Las letrasminúsculas representan tractos de fibras,ventrículos, surcos y fisuras (por ejemplo,hpm, haz prosencefálico medial; vl, ventrícu-lo lateral; sr, surco rinal; fpr, fisura primaria).

• El principio general usado para definir unaabreviatura es el siguiente: la letra mayúscu-la representa la primera letra del nombre delnúcleo y va seguida de una letra minúsculacaracterística del nombre (por ejemplo, Hb:habénula).

• Los nombres de núcleos llevan una letramayúscula por cada una de sus partesrepresentativas (OAM: núcleo olfatorio ante-rior medial)

• Si una palabra forma parte del nombre demás de una estructura se mantiene la mismaabreviatura (HVM: núcleo hipotalámico ven-tromedial; HDM: núcleo hipotalámico dorso-medial).

• Las abreviaturas de regiones muy notoriasse omiten a la hora de identificar sus núcle-os, de tal forma que para identificar, porejemplo, el núcleo talámico centromedianosólo aparece CM.

• Los números arábigos del 1 al 10 son usa-dos para identificar los lóbulos cerebelosos.

• Los números romanos representan los parescraneales (por ejemplo, II: nervio óptico)

• Los números arábigos seguidos de la letra"n" representan los núcleos correspondien-tes a los pares craneales (por ejemplo, 3n:núcleo oculomotor).


fácilmente identificables en base a criteriosmorfológicos o citoarquitectónicos, siendonecesario recurrir a criterios neuroquímicoso neurofisiológicos.

En la parte superior derecha de cada

sección aparece una pequeña fotografíadel cerebro de la rata en el que se señalael nivel de corte. Sin duda, el plano decorte más ampliamente utilizado en losestudios de anatomía del sistema nerviosomediante secciones seriadas es el plano

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Cuadro 4.1. Sistema de coordenadas estereotáxicasLa complejidad anatómica del sistema nervioso central plantea especiales dificultades para deter-minar la posición objetiva de las estructuras ubicadas bajo la superficie cerebral. Cuando se nece-sita conocer a priori la localización precisa de una estructura cortical o subcortical se emplea unatlas estereotáxico, es decir, un sistema cartesiano de coordenadas superpuesto a las seccionescerebrales seriadas. El atlas estereotáxico permite determinar de forma objetiva la posición decualquier estructura en el espacio cerebral mediante la especificación de tres coordenadas corres-pondientes a tres ejes ortogonales: rostro-caudal, latero-medial y dorso-ventral. Haciendo uso delas coordenadas estereotáxicas es posible, por ejemplo, implantar electrodos y otros dispositivosintracerebrales de forma precisa, realizar lesiones o efectuar estudios de registro electrofisiológi-co en núcleos, fascículos u otras estructuras neurales. Para ello, es necesario emplear un aparatoestereotáxico. El aparato estereotáxico consiste en un marco estereotáxico y un micromanipula-dor. El marco estereotáxico permite lafijación de la cabeza del animal en unaposición estándar y conocida. El micro-manipulador es un dispositivo que per-mite desplazar un electrodo u otro ins-trumento o dispositivo intracraneal enlos tres planos del espacio hasta colo-carlo exactamente en las coordenadasestereotáxicas deseadas.Los aparatos estereotáxicos pueden pre-sentar ligeras diferencias en el sistemade fijación del animal, que permitenadaptarlo a las características de cadaespecie. En el caso de la rata, el sistemade fijación de la cabeza está formadopor dos barras que se apoyan en losmeatos auditivos (barras auriculares) yun mecanismo de sujeción del hocico(pinza de incisivos). Para determinar lacorrespondencia entre las coordenadasdel atlas y la posición de la estructura deinterés en el cerebro del animal, el siste-ma estereotáxico se calibra empleandopuntos de referencia objetivos (porejemplo, el punto en el que se cruza lalínea imaginaria que une ambas barrasauriculares con la línea media) o situa-dos en el exterior del cráneo (por ejem-plo, los puntos de intersección entre lasplacas parietal y frontal –Bregma- y lasplacas parietal y occipital –Lambda-).


coronal. Sin embargo, las secciones obte-nidas en los planos sagital y horizontalproporcionan una visión complementaria yfacilitan la comprensión de la disposicióntridimensional de las estructuras cerebralesy las relaciones espaciales que mantienenentre sí. Una vez localizada una estructuraen los cortes coronales y tras haber estu-diado su disposición espacial en ese plano,es interesante identificar esa misma regiónen las secciones sagitales y horizontales,con el objetivo de reconstruir una imagentridimensional, lo más precisa posible, decada estructura y de la organización anató-mica cerebral.

Secciones coronales

En primer lugar, es conveniente identificaren las preparaciones obtenidas en el planocoronal las distintas cavidades del sistemaventricular. La localización de estas cavi-dades en los distintos cortes será de granayuda para delimitar las grandes divisionescerebrales. En el interior de los hemisfe-rios telencefálicos (secciones D-M) sepuede apreciar una cámara extensa quecorresponde al ventrículo lateral. En direc-ción caudal, el ventrículo lateral comunicacon el tercer ventrículo, una cámara conforma de hendidura estrecha que seextiende en dirección rostro-caudal ydorso-ventral (secciones F-M). Las paredesdel tercer ventrículo están constituidas por el diencéfalo, circunstancia que seráde gran ayuda a la hora de identificar elmismo. Caudalmente, justo en la transiciónentre el prosencéfalo y el mesencéfalo, eltercer ventrículo se estrecha y se trans-forma en el acueducto cerebral o de Silvio.Este conducto recorre todo el mesencéfalobajo los colículos superiores e inferiores(secciones N-P) hasta el borde más rostraldel puente o protuberancia. En este nivel,las paredes del acueducto cerebraldivergen formando el cuarto ventrículo,una depresión romboidea poco profunda

situada en la superficie dorsal del bulboraquídeo y de la protuberancia, sobre laque se sitúa el cerebelo (secciones Q-U).

Telencéfalo

En el corte más rostral del plano coronal(sección A) es posible identificar el tractoolfatorio y diferentes subdivisiones delnúcleo olfatorio, situado en la regióncortical caudal al bulbo olfatorio. Íntima-mente relacionadas con el núcleo olfatorioanterior se encuentran la tenia tectalventral (secciones A y B) y la tenia tectaldorsal (secciones C y D). Asimismo, enestos niveles más rostrales puede identifi-carse la porción intrabulbar de la comisuraanterior (secciones A y B). En las seccionesmás caudales (secciones C-J) es posibleapreciar en la zona ventral del claustro elnúcleo endopiriforme, que forma parte dela capa profunda del córtex piriforme. Eltubérculo olfatorio (secciones C-F) formaparte del córtex olfatorio y está formadopor tres capas celulares fácilmente distin-guibles con un objetivo de gran aumento:la capa molecular, la capa de las célulaspiramidales y la capa de las células poli-morfas.

En los hemisferios telencéfalicos sepueden identificar diferentes subdivisionesde la corteza cerebral. Así, en lassecciones más rostrales se localizan lacorteza motora primaria, la corteza motorasecundaria, la corteza prelímbica, lacorteza cingulada y la corteza insular(secciones A-K). A medida que se avanzaen el eje rostro-caudal, la corteza motoraes sustituida por la corteza somatosenso-rial, que se divide en la corteza somato-sensorial primaria (secciones C-M) y lacorteza somatosensorial secundaria,situada más caudalmente (secciones F-K).En los cortes más caudales, la cortezamotora y la corteza somatosensorial sonreemplazadas por la corteza auditiva(secciones K-Ñ) y la corteza visual(secciones M-P). Asimismo, en las

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porciones ventrales de las secciones máscaudales, la corteza piriforme (seccionesB-N) es sustituida por la corteza entorrinal(secciones K-O). En las regiones dorsalesde estas secciones (I-P) aparece, densa-mente teñida, el área cortical retroesple-nial, también denominada región límbicaposterior, que se divide en el córtexgranular retroesplenial y el córtex agra-nular retroesplenial. El área retroesplenialrecibe este nombre debido a que rodea laparte caudal del esplenio del cuerpocalloso.

En la sustancia blanca del prosencéfalo sepuede ver que las fibras del cuerpo callosoconectan regiones corticales de amboshemisferios. Si se realiza un seguimientode la distribución de estas fibras comisu-rales puede apreciarse la disposiciónrostro-caudal de las distintas subdivisionesdel cuerpo calloso: forceps menor (secciónB-D), rodilla (sección E), cuerpo calloso(secciones F-L), esplenio (M) y forcepsmayor (secciones N-Ñ). Para obtener unaimagen tridimensional más exacta delcuerpo calloso se recomienda estudiar laubicación y extensión de estas fibras enlos cortes sagitales y horizontales. En lasección D se puede observar que elfórceps menor del cuerpo calloso limitalateralmente con la cápsula externa. Elcuerpo calloso y la cápsula externa cons-tituyen hitos anatómicos importantes queseparan dos grandes áreas telencéfalicas,la corteza cerebral y los ganglios basales.A partir de la sección coronal E, la cápsulaexterna alcanza su extensión máxima ycomienza a distinguirse la cápsula interna,estructura formada por una agrupación defibras nerviosas aferentes y eferentes queconectan estructuras subcorticales con lacorteza cerebral, y constituye una fronteraentre el tálamo y los ganglios basales(secciones I-J).

En la sección D puede apreciarse el iniciodel extremo anterior del ventrículo lateral,justo en la región medial dorsal al núcleo

accumbens. Obsérvese en este corte larelación espacial entre el núcleo accum-bens y la comisura anterior. A partir de este nivel es posible localizar los gangliosbasales: caudado, putamen y globo pálido(secciones E-K). El caudado y el putamenpresentan en la rata una contigüidad citoarquitectónica que los hace difícilmenteseparables, por lo que conjuntamentereciben la denominación de caudado-putamen o estriado ventral (seccionesD-E).

En las secciones coronales E-F es posibleapreciar los núcleos septales y la bandadiagonal de Broca. Esta región recibe enconjunto la denominación de área septal yconecta con regiones hipotalámicasmediante el haz prosencefálico medial(secciones D-G). En el nivel de la comisuraanterior (secciones E y F) pueden recono-cerse las dos regiones del núcleo de labanda diagonal, una parte vertical y unaparte horizontal. En los núcleos septalesse identifican una región medial y unaregión lateral, en la que pueden identifi-carse a su vez tres subdivisiones: dorsal,ventral e intermedia (sección F). Entre elnúcleo septal lateral y el núcleo de labanda diagonal de Broca no existe unlímite anatómico claro.

Una de las regiones más notables delprosencéfalo es la formación del hipo-campo. Esta estructura está constituidapor cinco regiones corticales contiguas: el córtex entorrinal, el presubiculum, elparasubiculum, el subiculum y el hipo-campo propiamente dicho. El hipocampo(secciones I-N) es una estructura que, adiferencia de otras regiones corticales,presenta la peculiaridad de estar organi-zada en tres capas. La capa de las célulaspiramidales del asta de Ammón (camposCA1, CA2 y CA3) y la capa de las célulasgranulares del giro dentado adoptan laforma de dos "C" invertidas una conrespecto a la otra y engarzadas entre sí.En las secciones más caudales (secciones

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N-P) pueden identificarse el córtex ento-rrinal, el presubiculum, el parasubiculum yel subiculum, que constituyen la mayorparte de la corteza ventral posterior. Entrelos sistemas de fibras que integran laformación hipocampal se encuentran lacomisura del hipocampo (secciones G-H),la fimbria (secciones G-L), y el fórnix(secciones F-M). El fórnix comunica elhipocampo con estructuras subcorticales,prolongándose a lo largo de la línea mediapor la zona ventral del cuerpo calloso. Estehaz de fibras se asocia particularmente alcampo CA1 del hipocampo.

En el extremo anterior del hipocampo y delasta inferior del ventrículo lateral puedeidentificarse el complejo amigdalino(secciones I-N). La amígdala comprendeuna región cortical y una región subcor-tical y está constituida por una gran masade sustancia gris con una organizaciónnuclear. La amígdala forma parte, juntocon la formación hipocampal, la cortezacingulada y la región septal, del denomi-nado sistema límbico (secciones K-M). Laestría terminal es un segmento de fibrasque se sitúa entre la amígdala y la regiónseptal y contiene fibras tanto ascendentescomo descendentes que conectan la amíg-dala y el hipotálamo (secciones G-J).

Diencéfalo

Las secciones coronales del cerebro de larata proporcionan una excelente perspec-tiva para estudiar la anatomía de estruc-turas subcorticales como el diencéfalo. Lapresencia del tercer ventrículo constituyeun hito anatómico clave para localizar laregión diencefálica. Como paso previo alestudio de las diferentes estructuras queconstituyen el diencéfalo es convenienteidentificar el tálamo y el hipotálamo sobrelas secciones coronales. El hipotálamoocupa la posición más ventral del diencé-falo y pueden reconocerse en él lassiguientes áreas o regiones: el área preóp-tica, la región hipotalámica lateral y la

región hipotalámica medial que incluye laregión supraóptica, la región del tuber cine-reum y la región de los cuerpos mamilares.Cada una de estas áreas se subdividen asu vez en diferentes núcleos. Así, el núcleopreóptico medial del hipotálamo (seccionesG-H) se sitúa entre el núcleo de la bandadiagonal y el área hipotalámica anterior yrecibe aferencias de la estría terminal, laamígdala medial y de determinadasregiones del núcleo del lecho de la estríaterminal. Esta región hipotalámica propor-ciona uno de los mejores ejemplos dedimorfismo sexual estructural en el cerebrode un mamífero. En particular, el núcleosexodimórfico del área preóptica medialpresenta un tamaño entre tres y siete vecesmayor en las ratas machos que en lashembras. En la región del hipotálamomedial, rodeando el receso infundibular deltercer ventrículo, se encuentra el tubercinereum (secciones I-L), una estructuraen forma de tubo que se continúa con el infundíbulo. En la región adyacente altuber cinereum se puede distinguir ungrupo celular de gran tamaño, el núcleohipotalámico ventromedial (secciones I-K),y el núcleo hipotalámico dorsomedial(secciones J-K). Asimismo, se puede iden-tificar en esta región el núcleo arqueadoo infundibular (secciones I-M), que rodea,formando un anillo, el extremo del recesoinfundibular (sección L). En la región basaldel hipotálamo se encuentra la eminenciamedia, un órgano circunventricular o regiónneuro-humoral (secciones J-K). En esteórgano puede distinguirse una láminainterna adyacente al tercer ventrículo, quecontiene axones del tracto hipotalámico-hipofisiario que se dirigen hacia la pituitariaposterior (neurohipófisis), y una láminaexterna, que recibe los axones proce-dentes del sistema portal-hipofisiario.

En el tálamo pueden distinguirse diferentesnúcleos: anterior, central, lateral y ventral(secciones G-M). El núcleo talámico anteriorse divide en una parte dorsal y una parteventral (secciones H-I). En la porción medial

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del tálamo se distinguen las dos divisionesdel núcleo talámico central: el núcleo talá-mico central lateral y el núcleo talámico cen-tral medial (secciones J-L). Lateralmente aéste se encuentra el núcleo lateral deltálamo que se divide en una región dorsal(secciones I-K) y una región posterior (sec-ciones L-P). Puede distinguirse también elnúcleo ventral del tálamo en su división late-ral, medial, anterior y posterior (sección I),aunque los límites de estas regiones seaprecian mejor en los cortes horizontales ysagitales. Por último, en la parte más caudaldel tálamo se pueden identificar el núcleogeniculado lateral y el núcleo geniculadomedial (sección N). Entre los tractos de sus-tancia blanca más relevantes de la regióntalámica se pueden citar la lámina medularexterna (secciones K-L), el lemnisco medial(secciones L-M), el tracto mamilotalámico(secciones J-M) y la radiación acústica (sec-ción M).

Mesencéfalo

El estudio del encéfalo medio o mesencé-falo (secciones N-P) pone de manifiestootra serie de estructuras igualmente rele-vantes. A lo largo de todo el mesencéfalopuede identificarse el acueducto cerebralo de Silvio, cavidad ventricular que seinicia en el tercer ventrículo y desembocaen el cuarto ventrículo (secciones N-P). Enel mesencéfalo pueden distinguirse dosgrandes regiones: una región dorsal deno-minada tectum o techo y el tegmento osuelo, situado ventralmente. En estas dosgrandes divisiones se pueden identificarlas siguientes estructuras: el núcleopretectal anterior (sección M), el colículosuperior (secciones N-Ñ) y el colículo infe-rior (secciones O-Q) en la región dorsal otectum, la sustancia gris periacueductal(secciones N-P), y la sustancia negra(secciones M-Ñ) en la región ventral otegmento. Asimismo, puede observarse enlas secciones M y N un conjunto de fibrasmielinizadas, el brazo del colículo superior,que atraviesan el cuerpo geniculado lateral

y el tálamo caudal. En torno a la líneamedia y en posición ventral se distinguenel núcleo interpeduncular y el núcleo inter-fascicular (sección Ñ). La fuente másimportante de aferencias al núcleo inter-fascicular procede de la habénula a travésdel fascículo retroflexus (secciones L-M).Los pedúnculos cerebrales (secciones L-Ñ) constituyen el principal tracto de fibrasdescendentes del cerebro y en este nivelforman el límite basal del mesencéfalo. Enlas secciones L y M puede apreciarse laconexión que se establece entre la cápsulainterna y los pedúnculos cerebrales. En laregión más ventral del tegmento mesen-cefálico, junto al pedúnculo cerebral, esposible identificar la sustancia negra(sección Ñ). En la sección N pueden distin-guirse la parte compacta y la parte reti-cular de este núcleo. En este sentido, sise usa un objetivo de gran aumento esposible visualizar la parte compacta de lasustancia negra, que consta de neuronaspigmentadas que contienen melanina yque sintetizan dopamina como neuro-transmisor.

En las secciones coronales correspon-dientes a los niveles mesencefálicos ypontinos es posible localizar fácilmentediferentes estructuras de la formación reti-cular, que se extienden a lo largo de todoel tronco cerebral, las divisiones del rafe(secciones O-U), el locus coeruleus(secciones Q-R) y el área tegmental(secciones Ñ-R). El rafe está constituidopor un gran número de núcleos que seextienden a lo largo de la línea media,desde el mesencéfalo al bulbo raquídeo.Los núcleos del rafe identificables en loscortes coronales son: el núcleo dorsal delrafe, el núcleo del rafe medio, el núcleodel rafe magnus, el núcleo del rafe pontinoy el núcleo del rafe oscuro. Así, el rafedorsal está situado en una posición ventralal acueducto y constituye un núcleo hete-rogéneo en el que se pueden distinguirdiferentes grupos celulares (secciones O-P). El área tegmental se divide en una

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región ventral (sección Ñ) y una regióndorsal (secciones P-R), que se sitúa en laparte ventral del acueducto cerebral enuna región adyacente a la sustancia grisperiacueductal.

Romboencéfalo

En el metencéfalo dorsal se puedeobservar el cerebelo con la disposición desus folias y sus principales lóbulos y fisuras(secciones Q-V). Inmersos en la sustanciablanca se pueden apreciar los tres núcleosprofundos del cerebelo (sección S): elnúcleo medial (también denominado fasti-gial), el núcleo interpósito y el núcleolateral (o núcleo dentado). En estassecciones puede observarse también queel cerebelo se sitúa dorsalmente al cuartoventrículo (secciones Q-T) y que conectacon el tronco del encéfalo a través de los pedúnculos cerebelosos superior(secciones P-Q), medio (secciones O-Q) e inferior (secciones S-T). En los cortescoronales correspondientes a la regiónpontina y al bulbo raquídeo puede locali-zarse el fascículo longitudinal medial

(secciones Ñ-T), el lemnisco lateral ymedial (secciones L-T), el fascículocuneado (sección U), el tracto piramidal(secciones O-V), el tracto rubroespinal(sección P) y los principales núcleos ynervios craneales (núcleo oculomotor,núcleo facial, núcleo del vago y núcleo delhipogloso; secciones Ñ, R, S, U, V). Elnúcleo del cuerpo trapezoide se encuentrasituado justo por encima del tracto pira-midal (sección R). Puede apreciarse que el núcleo vestibular está dividido en cuatro grupos fácilmente reconocibles:medial, superior, lateral y espinovestibular(secciones S-T). El núcleo paratrigeminalconstituye un grupo de neuronas situadasen la parte dorsolateral del tracto espinaltrigeminal (sección U). Puede identificarsetambién el núcleo espinal del trigémino(secciones S-V), aunque este núcleo esmás visible en cortes horizontales. Porúltimo, en estos niveles más caudales deltronco encefálico (secciones T-V) cabedestacar la región olivar que incluye elnúcleo de la oliva superior (sección R) y el núcleo de la oliva inferior (seccionesT-V).

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ATLAS FOTOGRÁFICO

Secciones Coronales

Acb núcleo accumbens

caa comisura anterior, parte anterior

cai comisura anterior, parte intrabulbar

Cg córtex cingulado

En núcleo endopiriforme

fmcc fórceps menor del cuerpo calloso

hpm haz prosencefálico medial

I córtex insular

IL córtex infralímbico

M1 córtex motor primario

M2 córtex motor secundario

O córtex orbital

OA núcleo olfatorio anterior

OAD núcleo olfatorio anterior dorsal

OAL núcleo olfatorio anterior lateral

OAM núcleo olfatorio anterior medial

OAP núcleo olfatorio anterior posterior

OAV núcleo olfatorio anterior ventral

ODL córtex orbital dorsolateral

OL córtex orbital lateral

ol tracto olfatorio lateral

OM córtex orbital medial

OV córtex orbital ventral

Pir córtex piriforme

PrL córtex prelímbico

S1 córtex somatosensorial primario

sr surco rinal

TTD tenia tectal dorsal

TTV tenia tectal ventral

Tu tubérculo olfatorio


Secciones Coronales


Secciones Coronales


3v tercer ventrículo

II nervio óptico

Acb núcleo accumbens

BDh núcleo de la banda diagonal, partehorizontal

BDv núcleo de la banda diagonal, partevertical

ca comisura anterior

caa comisura anterior, parte anterior

cc cuerpo calloso

ce cápsula externa

Cg córtex cíngulado

cg cíngulo

ci cápsula interna

Cl claustro

CPu caudado-putamen "estriado"

En núcleo endopiriforme

f fórnix

fmcc fórceps menor del cuerpo calloso

GPL globo pálido lateral

hpm haz prosencefálico medial

I córtex insular

IGr induseum griseum

LST núcleo del lecho de la estría terminal

M1 córtex motor primario

M2 córtex motor secundario

ol tracto olfatorio lateral

PeA núcleo hipotalámico periventricularanteroventral

Pir córtex piriforme

POL núcleo preóptico lateral

POA núcleo preóptico anterior

POMg núcleo preóptico magnocelular

qo quiasma óptico

rcc rodilla del cuerpo calloso

S1 córtex somatosensorial primario

S2 córtex somatosensorial secundario

SHi núcleo septohipocampal

SLD núcleo septal lateral dorsal

SLI núcleo septal lateral intermedio

SLV núcleo septal lateral ventral

SM núcleo septal medial

sr surco rinal

Tu tubérculo olfatorio

vl ventrículo lateral

Secciones Coronales


Secciones Coronales


3v tercer ventrículo3vD tercer ventrículo, parte dorsalABL núcleo de la amígdala basolateralABM núcleo de la amígdala basomedialAC núcleo de la amígdala centralACo núcleo de la amígdala corticalAD núcleo talámico anterior dorsalAL núcleo de la amígdala lateralAMe núcleo de la amígdala medialAr núcleo arqueado del hipotálamoARS córtex agranular retroesplenialAV núcleo talámico anterior ventralBDh núcleo de la banda diagonal, parte

horizontalCA3 región CA3 del hipocampocap comisura anterior, parte posteriorcc cuerpo callosoce cápsula externaCg córtex cínguladocg cínguloci cápsula internaCl claustroCM núcleo talámico central medialCPu caudado-putamen "estriado"cvh comisura ventral del hipocampoEn núcleo endopiriforme

f fórnixfd fórnix dorsalfi fimbria del hipocampoGD giro dentadoGPL globo pálido lateralGPM globo pálido medialGRS córtex granular retroesplenialHA área hipotalámica anteriorHL área hipotalámica lateralHLA área hipotálamica lateral, parte

anteriorhpm haz prosencefálico medialHVM núcleo hipotalámico ventromedialI córtex insularLD núcleo talámico lateral dorsal LST núcleo del lecho de la estría termi-

nalLSTM nucleo del lecho de la estría ter-

minal, parte medialM1 córtex motor primarioM2 córtex motor secundarioMD núcleo talámico medial dorsalol tracto olfatorio lateralPa núcleo hipotálamico paraventricularPaV núcleo talámico paraventricularPe núcleo hipotalámico periventricularPir córtex piriforme

POL núcleo preóptico lateralPOM núcleo preóptico medialPOMg núcleo preóptico magnocelularPT núcleo talámico paratenialqo quiasma ópticoRe núcleo talámico ReuniensRt núcleo talámico reticularS1 córtex somatosensorial primarioS2 córtex somatosensorial secundarioSI sustancia innominadasm estría medular del tálamoSO núcleo supraópticoSQ núcleo supraquiasmáticosr surco rinalst estría terminalSTr núcleo septal triangularTC tuber cinereumto tracto ópticoTOL núcleo del tracto olfatorio lateralVA núcleo talámico ventral anteriorVL núcleo talámico ventral lateralvl ventrículo lateral VM núcleo talámico ventral medialVPL núcleo talámico ventral posterolate-

ralZI zona incierta

Secciones Coronales


Secciones Coronales


3v tercer ventrículo3vD tercer ventrículo, parte dorsalABL núcleo de la amígdala basolateralABM núcleo de la amígdala basomedialAC núcleo de la amígdala centralACo núcleo de la amígdala corticalAHi área amigdalohipocampalAL núcleo de la amígdala lateralAMe núcleo de la amígdala medialAr núcleo arqueado del hipotálamoARS córtex agranular retroesplenialAu córtex auditivoCA1 región CA1 del hipocampoCA2 región CA2 del hipocampoCA3 región CA3 del hipocampocc cuerpo callosocdh comisura dorsal del hipocampoce cápsula externacg cínguloci cápsula internaCL núcleo talámico central lateralCM núcleo talámico central medialCPu caudado-putamen "estriado"Ect córtex ectorrinalEM eminencia mediaEn núcleo endopiriformeEnt córtex entorrinal f fórnixfd fórnix dorsal

fh fisura hipocampalfi fimbria del hipocampofr fascículo retroflexusGD giro dentadoGLD núcleo geniculado lateral dorsalGLV núcleo geniculado lateral ventralGPL globo pálido lateralGPM globo pálido medialGRS córtex granular retroesplenialHb habénulaHDM núcleo hipotalámico dorsomedialHL área hipotalámica lateralHP área hipotalámica posteriorHVM núcleo hipotalámico ventromedialI córtex insularInf infundíbuloLD núcleo talámico lateral dorsal lm lemnisco mediallme lámina medular externa LP núcleo talámico lateral posteriorLSTA núcleo del lecho de la estría

terminal, parte intraamigdaloideM1 córtex motor primarioM2 córtex motor secundarioMD núcleo talámico medial dorsalmt tracto mamilotalámico PaV núcleo talámico paraventricularPC núcleo talámico paracentralpc pedúnculo cerebral

PF núcleo talámico parafascicularPir córtex piriformeplx plexo coroideoPo núcleo talámico posteriorPR córtex perirrinalPtA córtex parietal de asociaciónRe núcleo talámico ReuniensRt núcleo talámico reticularS1 córtex somatosensorial primarioS2 córtex somatosensorial secundariosm estría medular del tálamosr surco rinalst estría terminalSub núcleo talámico submediusSubT núcleo subtalámicoTC tuber cinereumTeA córtex temporal de asociaciónto tracto ópticoVL núcleo talámico ventral lateralvl ventrículo lateral VM núcleo talámico ventral medialVPL núcleo talámico ventral posterolateralVPM núcleo talámico ventral posterome-

dialZI zona inciertaZID zona incierta dorsalZIV zona incierta ventral

Secciones Coronales


Secciones Coronales


3n núcleo oculomotor3v tercer ventrículoABL núcleo de la amígdala basolateralACo núcleo de la amígdala corticalAHi área amigdalohipocampalalv alveus del hipocampo Apir área de transición amígdalopiriformeAq acueducto de SilvioAr núcleo arqueado del hipotálamoARS córtex agranular retroesplenialATV área tegmental ventralAu córtex auditivobcs brazo del colículo superiorCA1 región CA1 del hipocampoCA2 región CA2 del hipocampoCA3 región CA3 del hipocampocdh comisura dorsal del hipocampoce cápsula externacg cínguloci cápsula internaCM núcleo talámico central medialcp comisura posteriorCS colículo superiordtv decusación tegmental ventralecc esplenio del cuerpo callosoEct córtex ectorrinalEnt córtex entorrinal EW núcleo de Edinger-Westphalfd fórnix dorsal

flm fascículo longitudinal medialfMcc fórceps mayor del cuerpo callosofr fascículo retroflexusGD giro dentadoGL núcleo geniculado lateralGLD núcleo geniculado lateral dorsalGLV núcleo geniculado lateral ventralGM núcleo geniculado medial GRS córtex granular retroesplenialHil hilus del giro dentadoHL área hipotalámica lateralHP área hipotalámica posteriorhpm haz prosencefálico medialIF núcleo interfascicularIP núcleo interpeduncularlm lemnisco medialLP núcleo talámico lateral posteriorMe5 núcleo mesencefálico del trigéminoMeP mesencéfalo profundoMM núcleo mamilarmt tracto mamilotalámicoOSC órgano subcomisuralpc pedúnculo cerebralPF núcleo talámico parafascicularPir córtex piriformeplx plexo coroideoPo núcleo talámico posteriorPP núcleo peripeduncularPR córtex perirrinal

PRb campo prerubralPrC núcleo precomisuralPTA núcleo pretectal anteriorPtA córtex parietal de asociaciónPTO núcleo pretectal olivarPTM núcleo pretectal medialra radiación acústicaRePi receso pinealrm receso mamilar RR campo retrorubralS1 córtex somatosensorial primarioS subiculumSGP sustancia gris periacueductalSN sustancia negraSNC sustancia negra, parte compactaSNR sustancia negra, parte reticularsr surco rinalSuM núcleo supramamilarTeA córtex temporal de asociacióntgc tracto tegmental centraltgd tracto tegmental dorsaltgl tracto tegmental lateralto tracto ópticoV1 córtex visual primarioV2 córtex visual secundariovl ventrículo lateral VPM núcleo talámico ventral posterome-

dialZI zona incierta

Secciones Coronales


Secciones Coronales


4v cuarto ventrículoAq acueducto de SilvioARS córtex agranular retroesplenialbp brazo pontino Cb cerebelocci comisura del colículo inferiorCI colículo inferiorCnF núcleo cuneiformeEct córtex ectorrinalEnt córtex entorrinal flm fascículo longitudinal medialftp fibras transversas pontinasGRS córtex granular retroesplenialLC locus coeruleusLL núcleo del lemnisco lateralll lemnisco laterallm lemnisco medial

Me5 núcleo mesencefálico del trigéminoMeP mesencéfalo profundoOAD núcleo olfatorio anterior dorsalPaS parasubiculumPBL núcleo parabraquial lateralPBM núcleo parabraquial medialpcm pedúnculo cerebeloso mediopcs pedúculo cerebeloso superiorpi tracto piramidalPn núcleo pontinoPnO núcleo reticular pontino, parte oralPostS postsubiculumPr5 núcleo sensorial principal del trigémi-

noPR córtex perirrinalRD núcleo dorsal del rafe RM núcleo del rafe medio

RO región de la olivars tracto rubroespinalRtTg núcleo reticulotegmental pontinos5 raíz sensorial del trigéminosp5 tracto espinal del trigéminoS subiculumSGP sustancia gris periacueductalSubC núcleo subcoreuleusTeA córtex temporal de asociaciónTgD núcleo tegmental dorsalTgDM área tegmental dorsomedialTgLD núcleo tegmental laterodorsalTgPP núcleo tegmental pedúnculopontinoTgV núcleo tegmental ventralV1 córtex visual primarioV2 córtex visual secundario

Secciones Coronales


Secciones Coronales


7n núcleo facial4v cuarto ventrículoVII nervio facialVIII nervio vestíbulo-coclear Amb núcleo ambiguoCb cerebeloCD núcleo coclear dorsalCuE núcleo cuneado externoCV núcleo coclear ventralecv tracto espinocerebeloso ventralFl flocculusflm fascículo longitudinal medialGi núcleo reticular gigantocelularInt núcleo interpositus del cerebeloLat núcleo lateral del cerebelo (dentado)LC locus coeruleuslm lemnisco medial

Mo5 núcleo motor del trigeminoMed núcleo medial del cerebelo (fastigial)OI núcleo de la oliva inferiorOS núcleo de la oliva superiorPB núcleo parabraquialpci pedúnculo cerebeloso inferiorpi tracto piramidalplx plexo coroideoPnC núcleo reticular pontino, parte caudalPr núcleo prepositusRL4v receso lateral del cuarto ventrículoRMg núcleo del rafe magnusRos núcleo del rafe oscuroRP núcleo del rafe pálidoRPn núcleo del rafe pontinoRtI núcleo reticular intermedioRtMg núcleo reticular magnocelular

RtPg núcleo reticular paragigantocelularRtPv núcleo reticular parvocelularS5 núcleo sensorial del trigéminoSp5 núcleo espinal del trigémino sp5 tracto espinal del trigéminoSu5 núcleo supratrigeminalSOL núcleo del tracto solitarioTgD núcleo tegmental dorsal TgDM área tegmental dorsomedialTgLD núcleo tegmental laterodorsalTz núcleo del cuerpo trapezoideotz cuerpo trapezoideoVeL núcleo vestibular lateralVeM núcleo vestibular medialVeSp núcleo vestibular espinal

Secciones Coronales


10n núcleo motor del vago12n núcleo hipoglosoAmb núcleo ambiguoAP área postremaCb cerebeloCc canal central de la médula (epéndimo)Cu núcleo cuneadocu fascículo cuneado

CuE núcleo cuneado externoecd tracto espinocerebeloso dorsalecv tracto espinocerebeloso ventralGi núcleo reticular gigantocelularGr núcleo grácilOI núcleo de la oliva inferiorPa5 núcleo paratrigeminalpi tracto piramidal

Ros núcleo del rafe oscuroRPm núcleo del rafe paramedianoRtL núcleo reticular lateralRtPv núcleo reticular parvocelularRtV núcleo reticular ventralSp5 núcleo espinal del trigémino sp5 tracto espinal del trigéminoSOL núcleo del tracto solitario

Secciones Coronales


Secciones sagitales

A continuación se estudiarán las principalesestructuras del encéfalo de la rata en cortessagitales. Para ello, se comenzará identifi-cando las estructuras relevantes en las sec-ciones más laterales y posteriormente seestudiarán las secciones más mediales.En primer lugar, en las secciones sagitalesA y B pueden identificarse el tracto olfatorio,el claustro, los ganglios basales (caudado-putamen y globo pálido) y la cápsula inter-na. En estas secciones puede apreciarsecon facilidad la separación que la cápsulainterna establece entre los ganglios basalesy el tálamo. En una posición ventral a losganglios basales se localizan el núcleoaccumbens, el núcleo preóptico magnoce-lular y el haz prosencefálico medial.Además, es posible distinguir la parte ante-rior y posterior de la comisura anterior. Enlas secciones sagitales C y D puede identi-ficarse la estría medular, un haz de fibrasque discurre a lo largo de la superficie dor-somedial del tálamo, desde la región pre-óptica a los núcleos septales para finalizarsu recorrido en la habénula. Algunas fibrasde la estría medular continúan su recorridohacia el núcleo interpeduncular a través delfascículo retroflexus (sección D).

Obsérvese el discurrir del cuerpo calloso ylas principales zonas que delimita (seccio-nes A-D). En el corte más medial (secciónD) se distinguen el genus (rodilla) y el esple-nio del cuerpo calloso. En todos los cortessagitales presentados es posible identificarparte del ventrículo lateral. Obsérvese laposición del hipocampo con respecto adicho ventrículo. En estas secciones pue-den apreciarse también la fimbria, un tractode fibras que deriva del asta de Ammón yque forma el fórnix, y las comisuras dorsaly ventral del hipocampo (sección D). Lacomisura dorsal es un tracto de fibras queconecta el área retrohipocampal de amboshemisferios. La comisura ventral se sitúaentre la parte más rostral del hipocampo yla zona más caudal del área septal y conec-

ta el giro dentado y el asta de Ammón deambos hemisferios.En posición caudal a la cápsula interna seencuentra el tálamo (secciones A-D). Enella, pueden identificarse desde una nuevaperspectiva los núcleos talámicos que yase estudiaron en los cortes coronales.Identifique el núcleo lateral dorsal, el núcleoventral posteromedial, el núcleo ventral pos-terolateral, el núcleo geniculado lateral, elnúcleo geniculado medial y el núcleo poste-rior. Obsérvese la posición del núcleo reti-cular del tálamo. Este complejo nuclear estáinmerso en el haz de fibras que constituyela lámina medular externa y la parte ventro-medial y caudal del mismo se fusiona gra-dualmente con la zona incierta. En posiciónventral con respecto al tálamo se sitúan losnúcleos hipotalámicos (secciones C-D). Esposible identificar también el núcleo subta-lámico (sección C), que guarda una estre-cha relación anatómica y funcional con losganglios de la base y la sustancia negramesencefálica. Este conjunto de estructu-ras desempeña un importante papel en elcontrol motor.

En la zona mesencefálica es interesantereconocer y localizar aquellos núcleos yestructuras que se han especificado conanterioridad en los cortes coronales. En loscortes B y C se puede identificar el núcleomesencefálico profundo. Los límites de estazona de transición de la formación reticularson difusos. En la parte más caudal de laformación reticular puede observarse elnúcleo reticular pontino (secciones C y D) yel nervio facial (sección C).

En la zona más caudal de los cortes sagita-les más mediales (secciones C-D) puedelocalizarse en una posición ventral el núcleopontino, las pirámides y la oliva inferior. Enla parte más dorsal de estas seccionespueden observarse también con claridad elpedúnculo cerebeloso, el núcleo vestibular ylos diferentes núcleos del nervio trigémino.Por último, identifique en el corte D los prin-cipales lóbulos y fisuras del cerebelo y ven-tralmente a éste el cuarto ventrículo.

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ATLAS FOTOGRÁFICO

Secciones Sagitales


1-10 lóbulos cerebelosos7n núcleo facialVII nervio facialA amígdalaAcb núcleo accumbensbci brazo del colículo inferiorCA1 región CA1 del hipocampoCA2 región CA2 del hipocampoCA3 región CA3 del hipocampocaa comisura anterior, parte anteriorcap comisura anterior, parte posteriorcc cuerpo callosoCD núcleo coclear dorsalcg cínguloci cápsula internaCI colículo inferiorCl claustroCop cópula piramidalCPu caudado-putamen "estriado"Crus1 crus 1 del lóbulo ansiforme Crus2 crus 2 del lóbulo ansiforme CS colículo superiorCuE núcleo cuneado externoEn núcleo endopiriformeEP núcleo endopeduncularfapm fisura ansoparamedianafh fisura hipocampal fi fimbria del hipocampofic fisura intercruralfMcc fórceps mayor del cuerpo callosofmcc fórceps menor del cuerpo callosofpcu fisura preculminarfpp fisura prepiramidalfpr fisura primaria

fsp fisura superior posteriorftp fibras transversas pontinasGD giro dentadoGL núcleo geniculado lateralGM núcleo geniculado medial GP globo pálidoHL área hipotalámica lateralhpm haz prosencefálico medialInt núcleo interpositus del cerebeloLat núcleo lateral del cerebelo (dentado)LD núcleo talámico lateral dorsal LL núcleo del lemnisco lateralll lemnisco laterallm lemnisco medialLP núcleo talámico lateral posteriorm5 tracto trigémino mesencefálicoMo5 núcleo motor del trigeminoMeP mesencéfalo profundoOAL núcleo olfatorio anterior lateralol tracto olfatorio lateralPBL núcleo parabraquial lateralPBM núcleo parabraquial medialpc pedúnculo cerebralpci pedúnculo cerebeloso inferiorpcm pedúnculo cerebeloso mediopcs pedúculo cerebeloso superiorPir córtex piriformePM lóbulo paramedianoPn núcleo pontinoPo núcleo talámico posterior POMg núcleo preóptico magnocelularPr5 núcleo sensorial principal del trigé-

minoPrS presubiculum

PTA núcleo pretectal anterior PV pálido ventralR núcleo rojoRL4v receso lateral del cuarto ventrículoRO región de la olivaRt núcleo talámico reticularRtL núcleo reticular lateralRtPv núcleo reticular parvocelularSp5 núcleo espinal del trigémino sp5 tracto espinal del trigéminoS subiculumSI sustancia innominadaSim lóbulo simpleSN sustancia negraSNR sustancia negra, parte reticularSO núcleo supraópticosr surco rinalst estría terminalTgMi núcleo tegmental microcelularTO núcleo del tracto ópticoto tracto ópticoTu tubérculo olfatorioTuM núcleo tuberal medialTz cuerpo trapezoideoVeS núcleo vestibular superiorVeSp núcleo vestibular espinalVL núcleo talámico ventral lateralvl ventrículo lateralVPL núcleo talámico ventral posterolate-

ralVPM núcleo talámico ventral posterome-

dialZI zona incierta


Secciones Sagitales


1-10 lóbulos cerebelosos3v tercer ventrículo4v cuarto ventrículoVII nervio facialAcb núcleo accumbensAM núcleo talámico anteromedialAPL área preóptica lateralAPM área preóptica medialAPT área pretectalasc7 fibras ascendentes del nervio facialATV área tegmental ventralAV núcleo talámico anterior ventralBDh núcleo de la banda diagonal, parte

horizontalBO bulbo olfatorioca comisura anteriorcai comisura anterior, parte intrabulbarcc cuerpo callosocci comisura del colículo inferiorcdh comisura dorsal del hipocampocg cínguloCI colículo inferiorCnF núcleo cuneiformeCop cópula piramidalCPu caudado-putamen "estriado"CS colículo superiorCu núcleo cuneadocu fascículo cuneadoCuE núcleo cuneado externocvh comisura ventral del hipocampoecc esplenio del cuerpo callosof fórnixfi fimbria del hipocampoflm fascículo longitudinal medialfMcc fórceps mayor del cuerpo callosofmcc fórceps menor del cuerpo callosofpcu fisura preculminarfpl fisura posterolateralfpp fisura prepiramidalfpr fisura primariafr fascículo retroflexus

fs fisura secundariafsp fisura superior posteriorftp fibras transversas pontinasgcc genus del cuerpo calloso GD giro dentadoGi núcleo reticular gigantocelularHA área hipotalámica anteriorHb habénulaHL área hipotalámica lateralhpm haz prosencefálico medialHVM núcleo hipotalámico ventromedialInt núcleo interpositus del cerebeloLD núcleo talámico lateral dorsal lm lemnisco medialLP núcleo talámico lateral posteriorLST núcleo del lecho de la estría terminalMe5 núcleo mesencefálico del trigéminoMD núcleo talámico medial dorsalMed núcleo medial del cerebelo

(fastigial)MeP mesencéfalo profundoMM núcleo mamilar mt tracto mamilotalámicoOAD núcleo olfatorio anterior dorsalOAL núcleo olfatorio anterior lateralOAM núcleo olfatorio anterior medialOAP núcleo olfatorio anterior posteriorOAV núcleo olfatorio anterior ventralOI núcleo de la oliva inferiorol tracto olfatorio lateralPBL núcleo parabraquial lateralPBM núcleo parabraquial medialPC núcleo talámico paracentralpc pedúnculo cerebralpcs pedúnculo cerebeloso superiorPF núcleo talámico parafascicularpi tracto piramidalPn núcleo pontinoPnC núcleo reticular pontino, parte caudalPnO núcleo reticular pontino, parte oralPnV núcleo reticular pontino, parte ventral

Po núcleo talámico posterior PTA núcleo pretectal anterior PV pálido ventralqo quiasma ópticoR núcleo rojoRR campo retrorubralRt núcleo talámico reticularRtTg núcleo reticulotegmental pontinoSp5 núcleo espinal del trigémino SGC sustancia gris centralSHi núcleo septohipocampalSI sustancia innominadaSim lóbulo simpleSL núcleo septal lateralsm estría medular del tálamoSNR sustancia negra, parte reticularSO núcleo supraópticoSOL núcleo del tracto solitariosol tracto solitariost estría terminalSubT núcleo subtalámicoTC tuber cinereumTgD núcleo tegmental dorsaltgd tracto tegmental dorsalTgDM área tegmental dorsomedialTgPP núcleo tegmental pedúnculopontinoTM núcleo tuberomamilarTO núcleo del tracto ópticoto tracto ópticoTT tenia tectalTu tubérculo olfatorioTz núcleo del cuerpo trapezoideotz cuerpo trapezoideoVeL núcleo vestibular lateralVeM núcleo vestibular medialVeSp núcleo vestibular espinalVL núcleo talámico ventral lateralvl ventrículo lateral VM núcleo talámico ventral medialZI zona incierta


Secciones horizontales

Las secciones en el plano horizontalproporcionan una noción espacial tridi-mensional más completa de las estruc-turas anatómicas previamente identifi-cadas. En este sentido, las secciones hori-zontales quizás proporcionen la mejorperspectiva para estudiar el conjunto decavidades ventriculares (ventrículos late-rales, tercer ventrículo, acueducto deSilivio y cuarto ventrículo) y reconstruir sudisposición tridimensional. A continuación,se estudiarán las secciones horizontalesmás ventrales, y posteriormente, losniveles dorsales. Entre las estructurascorticales destacables en la sección hori-zontal más ventral (sección A) se puedenseñalar los distintos núcleos amigdalinos yel área cortical de transición amígdalino-piriforme. Obsérvese también la conti-nuidad entre el nervio óptico, el quiasma yel tracto óptico. Puede apreciarse en estenivel de corte que el tracto óptico permiteuna delimitación clara entre el telencéfalobasal y la región hipotalámica (diencéfalo).En este corte el diencéfalo es seccionadoa nivel del hipotálamo y pueden identifi-carse en él los siguientes núcleos: elnúcleo hipotalámico lateral, el núcleo hipo-talámico ventromedial, el núcleo hipotalá-mico dorsomedial y el núcleo hipotalámicoperiventricular. Obsérvese que este últimonúcleo, como su nombre indica, constituyela pared del tercer ventrículo. En la porcióndiencefálica más caudal es posible distin-guir claramente los cuerpos mamilares. Enel tronco cerebral, en este nivel de corte,se pueden reseñar de rostral a caudal lasfibras pontinas transversas, el núcleopontino, el núcleo reticular pontino y elfascículo longitudinal medial. Asimismo, esposible seguir el curso de la raíz sensorialy del tracto espinal del trigémino.

En el nivel de corte correspondiente a la sección horizontal B puede identifi-carse con claridad la comisura anterior y

todas sus divisiones: parte intrabulbar,parte anterior y parte posterior. Esta comi-sura interconecta regiones ventrales yrostrales de ambos hemisferios cerebrales.Obsérvese que la comisura anterior separael núcleo accumbens de los gangliosbasales. En este nivel de corte y en lossiguientes más dorsales (secciones C-F),aparecen las estructuras que componen laformación del hipocampo (giro dentado,campos CA1, CA2, CA3, subiculum, presu-biculum, córtex entorrinal). Asimismo, sepuede observar un cambio en el patrón delaminación en la transición corteza ento-rrinal-subiculum. Obsérvese cómo de lasseis capas características del isocórtex sepasa a la corteza de tres capas o arqui-corteza. En esta sección puede apreciarsetambién que la cápsula interna demarca ellímite entre el telencéfalo y el diencéfalo yse continúa con los pedúnculos cerebrales.Entre las estructuras diencefálicas de estenivel pueden identificarse los núcleos reti-cular, anteromedial y ventromedial deltálamo. A nivel del tronco cerebral puedenlocalizarse en este corte las siguientesestructuras: el núcleo rojo, la sustancianegra, el núcleo del tracto solitario, losnúcleos del trigémino, y los pedúnculoscerebelosos medio e inferior.

En el nivel de corte de la sección C se vencon facilidad los distintos núcleos centralesdel tálamo. En el mesencéfalo cabedestacar la presencia del núcleo rojo, lasustancia negra y la sustancia gris peria-cueductal. En esta sección puede obser-varse el cuarto ventrículo y a ambos ladosdel mismo los distintos núcleos delcomplejo vestibular. El cuarto ventrículoalcanza su máxima extensión en este nivel. En la sección D es posible ver todos losventrículos en el mismo nivel de corte.Asimismo puede estudiarse la forma ylocalización de la región septal y la rela-ción que guarda esta estructura con lascavidades ventriculares. En este nivel, elfórnix ha sido seccionado transversalmentey ocupa una posición inmediatamente

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caudal al área septal y anterior al tercerventrículo. Puede apreciarse también enesta sección la separación que establecela cápsula externa entre el córtex y losganglios de la base. En cuanto al tálamo,obsérvese que los núcleos ventrales hansido reemplazados en este nivel por losnúcleos talámicos que ocupan posicionesrelativamente dorsales. En este nivel decorte también es posible identificar elnúcleo geniculado medial y el núcleo geni-culado lateral. Un buen ejercicio paraobtener una idea tridimensional del tálamoes comparar la ubicación de los distintosnúcleos talámicos en las secciones hori-zontales, sagitales y coronales. En el límiteentre el diencéfalo y el mesencéfalo seencuentra el área pretectal. En la regiónmás caudal de este corte puede apreciarsela porción más basal del cerebelo.

En la sección E aparece por primera vezel cuerpo calloso. En el diencéfalo puededestacarse la habénula (epitálamo),pudiendo delimitarse en ella una divisiónmedial y otra lateral, y la comisura habe-

nular. Además, pueden observarse elórgano subfornical y el órgano subcomi-sural, dos de los principales órganoscircunventriculares. En el mesencéfalo,puede estudiarse la ubicación del colículosuperior e inferior con respecto al áreapretectal, e identificar la sustancia grisperiacueductal y el acueducto de Silvio. Enel cerebelo, se pueden delimitar conclaridad los distintos núcleos profundos.

Por último, en el corte horizontal másdorsal, el cuerpo calloso alcanza unaextensión considerable y se distinguen el fórceps menor y el fórceps mayor(sección F). Si se sigue el recorrido deestas fibras a lo largo de los hemisferioscerebrales se puede comprobar que, efec-tivamente, el cuerpo calloso está formadopor fibras que conectan áreas corticalesde ambos hemisferios. Obsérvese la granextensión del alveus, formado por fibraseferentes del hipocampo y que se conti-núan con la fimbria. En el mesencéfalocabe destacar la presencia de la comisuradel colículo inferior.

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ATLAS FOTOGRÁFICO



7n núcleo facial3v tercer ventrículo3vD tercer ventrículo, parte dorsal4v cuarto ventrículoII nervio óptico VII nervio facialXII nervio hipoglosoABL núcleo de la amígdala basola-

teralABM núcleo de la amígdala baso-

medialAcb núcleo accumbensACo núcleo de la amígdala corticalACoPM núcleo de la amígdala corti-

cal posteromedialAHi área amigdalohipocampalAL núcleo de la amígdala lateralAM núcleo talámico anteromedialAMe núcleo de la amígdala medialAP área postremaApir área de transición amígdalopiri-

formeAr núcleo arqueado del hipotálamoBDh núcleo de la banda diagonal,

parte horizontalBDv núcleo de la banda diagonal,

parte verticalBO bulbo olfatorioCA1 región CA1 del hipocampoCA2 región CA2 del hipocampoCA3 región CA3 del hipocampoca comisura anteriorcaa comisura anterior, parte anteriorcai comisura anterior, parte intrabul-

barcap comisura anterior, parte poste-

rior

CD núcleo coclear dorsalci cápsula internaCl claustroCM núcleo talámico central medialCPu caudado-putamen "estriado"Cu núcleo cuneadoCV núcleo coclear ventraldpcs decusación del pedúnculo

cerebeloso superiordtd decusación tegmental dorsalEn núcleo endopiriformeEnt córtex entorrinal f fórnixfh fisura hipocampal fi fimbria del hipocampoflm fascículo longitudinal medialfr fascículo retroflexusftp fibras transversas pontinasG núcleo gelatinoso del tálamoGD giro dentadoGi núcleo reticular gigantocelularGP globo pálidoHDM núcleo hipotalámico dorsome-

dialHL área hipotalámica lateralHP área hipotalámica posteriorHVM núcleo hipotalámico ventro-

medialIC islas de CallejaLL núcleo del lemnisco lateralll lemnisco laterallm lemnisco medialLST núcleo del lecho de la estría

terminalMo5 núcleo motor del trigeminoMM núcleo mamilar

mt tracto mamilotalámicoOAP núcleo olfatorio anterior poste-

riorol tracto olfatorio lateralPaS parasubiculumPaV núcleo talámico paraventricularpc pedúnculo cerebralpci pedúnculo cerebeloso inferiorpcm pedúnculo cerebeloso mediopcs pedúculo cerebeloso superiorPe núcleo hipotalámico periventri-

cularPF núcleo talámico parafascicularPFI parafloculusPir córtex piriformePn núcleo pontinoPnC núcleo reticular pontino, parte

caudalPnO núcleo reticular pontino, parte

oralPr5 núcleo sensorial principal del

trigéminoPrS presubiculumPV pálido ventralqo quiasma ópticoR núcleo rojoRCL núcleo del rafe linealRD núcleo dorsal del rafe Re núcleo talámico ReuniensRM núcleo del rafe medioRO región de la olivaRP núcleo del rafe pálidoRt núcleo talámico reticularRtPm núcleo reticular paramedianoRtPv núcleo reticular parvocelulars5 raíz sensorial del trigémino

Sp5 núcleo espinal del trigémino sp5 tracto espinal del trigéminoS subiculumSGP sustancia gris periacueductalSL núcleo septal lateralsm estría medular del tálamoSN sustancia negraSO núcleo supraópticoSOL núcleo del tracto solitarioSQ núcleo supraquiasmáticosr surco rinalst estría terminaltce tracto corticoespinalTgDM área tegmental dorsomedialTgSP núcleo tegmental subpedun-

cularto tracto ópticoTOL núcleo del tracto olfatorio late-

ralTT tenia tectalTu tubérculo olfatorioTz núcleo del cuerpo trapezoideoVeL núcleo vestibular lateralVeM núcleo vestibular medialVeSp núcleo vestibular espinalVL núcleo talámico ventral lateralvl ventrículo lateral VM núcleo talámico ventral medialVPL núcleo talámico ventral poste-

rolateralVPM núcleo talámico ventral poste-

romedialZI zona inciertaZID zona incierta dorsal





3n núcleo oculomotor4n núcleo troclear3v tercer ventrículo3vD tercer ventrículo, parte dorsal4v cuarto ventrículoAD núcleo talámico anterior dorsalalv alveus del hipocampoAM núcleo talámico anteromedialAPT área pretectalAq acueducto de SilvioAV núcleo talámico anterior ventralbci brazo del colículo inferiorbcs brazo del colículo superiorBO bulbo olfatorioCA1 región CA1 del hipocampoCA2 región CA2 del hipocampoCA3 región CA3 del hipocampoCb cerebelocc cuerpo callosocci comisura del colículo inferiorCD núcleo coclear dorsalcdh comisura dorsal del hipocampoce cápsula externacg cíngulochb comisura habenularci cápsula internaCI colículo inferiorCL núcleo talámico central lateralCl claustroCnF núcleo cuneiformeCPu caudado-putamen "estriado"CS colículo superiorcvh comisura ventral del hipocampoEnt córtex entorrinal f fórnix

FC fasciola cinereumfd fórnix dorsalfh fisura hipocampal fi fimbria del hipocampoflm fascículo longitudinal medialfMcc fórceps mayor del cuerpo callosofmcc fórceps menor del cuerpo callosofr fascículo retroflexusgcc genus del cuerpo calloso GD giro dentadoGL núcleo geniculado lateralGLD núcleo geniculado lateral dorsalGM núcleo geniculado medial GP globo pálidoHbL habénula lateralHbM habénula medialI córtex insularIL córtex infralímbicoInt núcleo interpositus del cerebeloLat núcleo lateral del cerebelo (dentado)LD núcleo talámico lateral dorsal LL núcleo del lemnisco laterallm lemnisco mediallme lámina medular externa LP núcleo talámico lateral posteriorLST núcleo del lecho de la estría terminalMe5 núcleo mesencefálico del trigéminoMD núcleo talámico medial dorsalMed núcleo medial del cerebelo (fastigial)MeP mesencéfalo profundoO córtex orbitalOAD núcleo olfatorio anterior dorsalOSC órgano subcomisuralOSF órgano subfornicalPaS parasubiculum

PaV núcleo talámico paraventricularPBi área parabigeminalPBL núcleo parabraquial lateralpc pedúnculo cerebralpcs pedúculo cerebeloso superiorPF núcleo talámico parafascicularplx plexo coroideoPo núcleo talámico posteriorPR córtex peririnalPrS presubiculumPT núcleo talámico paratenialPt córtex parietalPTP núcleo pretectal posteriorRD núcleo dorsal del rafe RePi receso pinealRt núcleo talámico reticularS subiculumSGC sustancia gris centralSL núcleo septal lateralSLD núcleo septal lateral dorsalsm estría medular del tálamoSM núcleo septal medialst estría terminalSTr núcleo septal triangularTe córtex temporalTgLD núcleo tegmental laterodorsalTgMi núcleo tegmental microcelularTgPP núcleo tegmental pedúnculopontinoTO núcleo del tracto ópticoto tracto ópticoVeS núcleo vestibular superiorVL núcleo talámico ventral lateralvl ventrículo lateral VP núcleo talámico ventral



Estructuras Coronal Sagital HorizontalA

Acueducto de Silvio Aq N-P - EAlveus del hipocampo alv M-N - FAmígdala A - A -Área amigdalohipocampal AHi L-M - AÁrea de transición amígdalopiriforme Apir M-N - AÁrea hipotalámica anterior HA I D -Área hipotalámica lateral HL H-M B-C AÁrea hipotálamica lateral, parte anterior HLA H - -Área hipotalámica posterior HP K-M - BÁrea parabigeminal PBi - - DÁrea postrema AP V - CÁrea preóptica lateral APL - C -Área preóptica medial APM - D -Área pretectal APT - D D-EÁrea tegmental dorsomedial TgDM P-R D CÁrea tegmental ventral ATV Ñ D -

BBrazo del colículo inferior bci - A DBrazo del colículo superior bcs M-N - EBrazo pontino bp O - -Bulbo olfatorio BO - C-D B-F

CCampo prerubral PRb M - -Campo retrorubral RR Ñ C -Canal central de la médula (epéndimo) Cc V - -Cápsula externa ce D-M - D-FCápsula interna ci F-M A-B B-ECaudado-putamen "estriado" CPu D-L A-C B-FCerebelo Cb Q-V - D-FCíngulo cg D-M B-C D-FClaustro Cl B-H A-B B-EColículo inferior CI O-Q B-D E-FColículo superior CS N-Ñ B-D E-FComisura anterior ca F C-D B-CComisura anterior, parte anterior caa C-E B BComisura anterior, parte posterior cap G A-B BComisura anterior, parte intrabulbar cai A-B C-D B-CComisura del colículo inferior cci O D FComisura dorsal del hipocampo cdh L-M D FComisura habenular hb - - EComisura posterior cp M-N - -Comisura ventral del hipocampo cvh G-H D FCópula piramidal Cop - A-C -Córtex agranular retroesplenial ARS I-P - -Córtex auditivo Au L-Ñ - -Córtex cingulado Cg B-H - -Córtex ectorrinal Ect K-P - -

ÍNDICE DE ESTRUCTURAS Y SECCIONES


Córtex entorrinal Ent K-O - B-C, ECórtex granular retroesplenial GRS I-O - - Córtex infralímbico IL C - ECórtex insular I B-J - ECórtex motor primario M1 B-K - -Córtex motor secundario M2 A-K - -Córtex orbital O C - ECórtex orbital dorsolateral ODL A - -Córtex orbital lateral OL A-B - -Córtex orbital medial OM A-B - -Córtex orbital ventral OV A-B - -Córtex parietal Pt - - ECórtex parietal de asociación PtA L-N - -Córtex perirrinal PR K-O - ECórtex piriforme Pir B-M A-B A-CCórtex prelímbico PrL A-C - -Córtex somatosensorial primario S1 C-M - -Córtex somatosensorial secundario S2 F-K - -Córtex temporal Te - - ECórtex temporal de asociación TeA L-P - -Córtex visual primario V1 N-P - -Córtex visual secundario V2 M-P - -Crus 1 del lóbulo ansiforme Crus1 - A -Crus 2 del lóbulo ansiforme Crus2 - A -Cuarto ventrículo 4v Q-T C-D C-DCuerpo calloso cc F-L A-D FCuerpo trapezoideo tz R-S A-D -

DDecusación del pedúnculo cerebeloso superior dpcs - - B-CDecusación tegmental dorsal dtd - B-C -Decusación tegmental ventral dtv Ñ - -

EEminencia media EM J-K - -Esplenio del cuerpo calloso ecc M D -Estría medular del tálamo sm G-L C-D B-EEstría terminal st G-J A-C B, D-E

FFascículo cuneado cu U D -Fascículo longitudinal medial flm Ñ-P, R-T D A-DFascículo retroflexus fr L-N D B-DFasciola cinereum FC - - FFibras ascendentes del nervio facial asc7 - D -Fibras transversas pontinas ftp O-Q D A-BFimbria del hipocampo fi G-L A-C C-FFisura ansoparamediana fapm - B -Fisura hipocampal fh K-L B B,FFisura intercrural fic - A-B -Fisura posterolateral fpl - C-D -Fisura preculminar fpcu - A-D -Fisura prepiramidal fpp - A-D -

Estructuras Coronal Sagital Horizontal


Fisura primaria fpr - A-D -Fisura secundaria fs - C-D -Fisura superior posterior fsp - A-D -Flocculus Fl R - -Fórceps mayor del cuerpo calloso fMcc N-Ñ B-C FFórceps menor del cuerpo calloso fmcc B-D A-C E-FFórnix f F-K D B-DFórnix dorsal fd G-M - F

GGenus del cuerpo calloso gcc - D EGiro dentado GD I-N A-C B-C, E-FGlobo pálido GP - A-B B-DGlobo pálido lateral GPL F-K - -

HHabénula Hb J-L D -Habénula lateral HbL - - EHabénula medial HbM - - EHaz prosencefálico medial hpm C-E, G, M A-C -Hilus del giro dentado Hil Ñ - -

IInduseum griseum IGr D - -Infundíbulo Inf L - -Islas de Calleja IC - - A

LLámina medular externa lme K-L - ELemnisco lateral ll O-Q A-B A-BLemnisco medial lm L-T A-D A-DLóbulo paramediano PM - A -Lóbulo simple Sim - A-C -Lóbulos cerebelosos 1-10 - B-D -Locus coeruleus LC Q-R - -

MMesencéfalo profundo MeP N-O B-C D

NNervio facial VII R B-C A-BNervio hipogloso XII A - -Nervio óptico II E - ANervio vestíbulo-coclear VIII R-S - -Núcleo accumbens Acb C-E B-D B-CNúcleo ambiguo Amb T-V - -Núcleo arqueado del hipotálamo Ar I-M - ANúcleo coclear dorsal CD R-S A-B C-DNúcleo coclear ventral CV R-S - BNúcleo cuneado Cu U-V C-D CNúcleo cuneado externo CuE T-V B-C -Núcleo cuneiforme CnF O-P C DNúcleo de Edinger Westphal EW Ñ - -Núcleo de la amígdala basolateral ABL I-M - ANúcleo de la amígdala basomedial ABM I-L - ANúcleo de la amígdala central AC I-K - -



Núcleo de la amígdala cortical ACo I-N - ANúcleo de la amígdala cortical posteromedial ACoPM - - CNúcleo de la amígdala lateral AL I-L - BNúcleo de la amígdala medial AMe I-L - ANúcleo de la banda diagonal, parte horizontal BDh F-G C ANúcleo de la banda diagonal, parte vertical BDv E - B-CNúcleo de la oliva inferior OI T-V C-D -Núcleo de la oliva superior OS R - -Núcleo del cuerpo trapezoideo Tz R C-D ANúcleo del lecho de la estría terminal LST F-G C-D B-DNúcleo del lecho de la estría terminal,parte intraamigdaloide LSTA J, L - -Nucleo del lecho de la estría terminal,parte medial LSTM H - -Núcleo del lemnisco lateral LL O-P A-B A-DNúcleo del rafe lineal RCL - - CNúcleo del rafe magnus RMg R-S - -Núcleo del rafe medio RM O-P - BNúcleo del rafe oscuro Ros S, U-V - -Núcleo del rafe pálido RP T - ANúcleo del rafe paramediano RPm U-V - -Núcleo del rafe pontino RPn R - -Núcleo del tracto olfatorio lateral TOL H - ANúcleo del tracto óptico TO - B-C ENúcleo del tracto solitario SOL S-V C-D BNúcleo dorsal del rafe RD O-P - C-DNúcleo endopeduncular EP - A -Núcleo endopiriforme En B-K A-B B-CNúcleo espinal del trigémino Sp5 S-V A-C A-BNúcleo facial 7n S B ANúcleo gelatinoso del tálamo G - - B-CNúcleo geniculado lateral GL N A DNúcleo geniculado lateral dorsal GLD L-M - ENúcleo geniculado lateral ventral GLV L-M - -Núcleo geniculado medial GM N-Ñ A DNúcleo grácil Gr U-V - -Núcleo hipogloso 12n U-V - -Núcleo hipotalámico dorsomedial HDM J-K - ANúcleo hipotálamico paraventricular Pa G-I - -Núcleo hipotalámico periventricular Pe H-I - ANúcleo hipotalámico periventricular anteroventral PeA F - -Núcleo hipotalámico ventromedial HVM I-K A DNúcleo interfascicular IF Ñ - -Núcleo interpeduncular IP Ñ - -Núcleo interpositus del cerebelo Int S A-C ENúcleo lateral del cerebelo (dentado) Lat S A ENúcleo mamilar MM M-N D ANúcleo medial del cerebelo (fastigial) Med S C-D ENúcleo mesencefálico del trigémino Me5 Ñ-Q C DNúcleo motor del vago 10n V - -



Núcleo motor del trigemino Mo5 R B BNúcleo oculomotor 3n Ñ - DNúcleo olfatorio anterior OA B - -Núcleo olfatorio anterior dorsal OAD A D DNúcleo olfatorio anterior lateral OAL A A-C -Núcleo olfatorio anterior medial OAM A D -Núcleo olfatorio anterior posterior OAP C C-D B-CNúcleo olfatorio anterior ventral OAV A C-D -Núcleo parabraquial PB R - -Núcleo parabraquial lateral PBL Q B-C DNúcleo parabraquial medial PBM Q B-C -Núcleo paratrigeminal Pa5 U - -Núcleo peripeduncular PP Ñ - -Núcleo pontino Pn O-Q B-D ANúcleo precomisural PrC M - -Núcleo preóptico anterior POA F - -Núcleo preóptico lateral POL F-G - -Núcleo preóptico magnocelular POMg F-G A-B -Núcleo preóptico medial POM G-H - -Núcleo prepositus Pr S-T - -Núcleo pretectal anterior PTA M B-C -Núcleo pretectal medial PTM M - -Núcleo pretectal olivar PTO M - -Núcleo pretectal posterior PTP - - ENúcleo reticular gigantocelular Gi S-U C-D ANúcleo reticular intermedio RtI S-T - -Núcleo reticular lateral RtL U-V A-B -Núcleo reticular magnocelular RtMg T - -Núcleo reticular paragigantocelular RtPg T - -Núcleo reticular paramediano RtPm - - ANúcleo reticular parvocelular RtPv S-U B A-BNúcleo reticular pontino, parte caudal PnC R C-D ANúcleo reticular pontino, parte oral PnO O-Q C-D A-CNúcleo reticular pontino, parte ventral PnV - D -Núcleo reticular ventral RtV V - -Núcleo reticulotegmental pontino RtTg O-Q D -Núcleo rojo R - B, D B-CNúcleo sensorial del trigémino S5 R - -Núcleo sensorial principal del trigémino Pr5 Q A B-CNúcleo septal lateral SL - D C-ENúcleo septal lateral dorsal SLD F - FNúcleo septal lateral intermedio SLI E-F - -Núcleo septal lateral ventral SLV E-F - -Núcleo septal medial SM E - DNúcleo septal triangular STr G - ENúcleo septohipocampal SHi E D -Núcleo subcoreuleus SubC Q - -Núcleo subtalámico SubT L C -Núcleo supramamilar SuM N - -Núcleo supraóptico SO H B-C A



Núcleo supraquiasmático SQ G-H - ANúcleo supratrigeminal Su5 R - -Núcleo talámico anterior dorsal AD H-I - ENúcleo talámico anterior ventral AV G-I C DNúcleo talámico anteromedial AM - D B-DNúcleo talámico central lateral CL J-L - D-ENúcleo talámico central medial CM I-M - CNúcleo talámico lateral dorsal LD I-K A-C ENúcleo talámico lateral posterior LP L-M B-C ENúcleo talámico medial dorsal MD I-K D DNúcleo talámico paracentral PC K D -Núcleo talámico parafascicular PF L-M D C-DNúcleo talámico paratenial PT G-H - DNúcleo talámico paraventricular PaV I-L - C-D

Núcleo talámico posterior Po J-M B-C D-E

Núcleo talámico reticular Rt H-L A-D B-E

Núcleo talámico Reuniens Re H-K B-C -Núcleo talámico submedius Sub J - -Núcleo talámico ventral VP - - DNúcleo talámico ventral anterior VA I - -Núcleo talámico ventral lateral VL I-J B-C C-DNúcleo talámico ventral medial VM I-K C-D CNúcleo talámico ventral posterolateral VPL I-L A-B CNúcleo talámico ventral posteromedial VPM J-M A-B CNúcleo tegmental dorsal TgD Q-R D -Núcleo tegmental laterodorsal TgLD P-R - DNúcleo tegmental microcelular TgMi - A-B DNúcleo tegmental pedúnculopontino TgPP O-P C DNúcleo tegmental subpeduncular TgSP B - -Núcleo tegmental ventral TgV O-P - -Núcleo troclear 4n - - DNúcleo tuberal medial TuM - B -Núcleo tuberomamilar TM - C -Núcleo vestibular espinal VeSp S-T B-C CNúcleo vestibular lateral VeL S C CNúcleo vestibular medial VeM S-T D CNúcleo vestibular superior VeS - B D

OÓrgano subcomisural OSC M - EÓrgano subfornical OSF - - E

PPálido ventral PV - A-D AParafloculus PFI - - AParasubiculum PaS O-P - E-FPedúculo cerebeloso superior pcs P-Q B-D C-DPedúnculo cerebeloso inferior pci S-T A C-DPedúnculo cerebeloso medio pcm O-Q A B-CPedúnculo cerebral pc L-Ñ A-D B-C, EPlexo coroideo plx L-N, S - D-EPostsubiculum PostS O - -



Presubiculum PrS - A C-FQ

Quiasma óptico qo F-H D AR

Radiación acústica ra M - -Raíz sensorial del trigémino s5 P-Q - AReceso lateral del cuarto ventrículo RL4v R-S A-B -

Receso mamilar rm M - -Receso pineal RePi M - FRegión CA1 del hipocampo CA1 J-N A B-FRegión CA2 del hipocampo CA2 J-N A B-FRegión CA3 del hipocampo CA3 I-N A B-FRegión de la oliva RO Q B ARodilla del cuerpo calloso rcc E - -

SSubiculum S N-P B B-FSurco rinal sr A-Ñ A-B CSustancia gris central SGC - D E-FSustancia gris periacueductal SGP N-P - CSustancia innominada SI G-H A-C -Sustancia negra SN Ñ B B-CSustancia negra, parte compacta SNC N - -Sustancia negra, parte reticular SNR M-N A, C -

TTenia tectal TT - C-D CTenia tectal dorsal TTD B-C - -Tenia tectal ventral TTV A-B - -Tercer ventrículo 3v F-M B A-DTercer ventrículo, parte dorsal 3vD I-L - B-ETracto corticoespinal tce - - ATracto espinal del trigémino sp5 Q-V A-B A-CTracto espinocerebeloso dorsal ecd U-V - -Tracto espinocerebeloso ventral ecv T-U - -Tracto mamilotalámico mt J-M D BTracto olfatorio lateral ol A-G A-D B-CTracto óptico to I-M A-C A, D, ETracto piramidal pi O-V C-D -Tracto rubroespinal rs P - -Tracto solitario sol - D -Tracto tegmental central tgc Ñ - -Tracto tegmental dorsal tgd Ñ D -Tracto tegmental lateral tgl Ñ - -Tracto trigémino mesencefálico m5 - A -Tuber cinereum TC I-J, L D -Tubérculo olfatorio Tu C-F A-D A

VVentrículo lateral vl D-M A-D B-F

ZZona incierta ZI I-M A-D -Zona incierta dorsal ZID L - CZona incierta ventral ZIV L - -




Carpenter, M.B. (1994). Neuroanatomía. Fundamentos. Editorial Panamericana.Madrid.

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Skinner, J.E. (1975). Neurociencia: Manual de Laboratorio. Trillas. México. pp.215-257.

El capítulo 4 del CD-ROM presenta fotografías en color de alta resolución organizadas parael aprendizaje interactivo de la anatomía y la citoarquitectura del cerebro de la rata. Para elestudio de la morfología externa se muestran las superficies dorsal, ventral y lateral en lasque se señalan las estructuras más relevantes. Además, se presenta un atlas fotográficocompleto del cerebro de la rata en secciones coronales, sagitales y horizontales teñidas conla técnica de Nissl. Estas secciones pueden visualizarse a diferentes aumentos para un aná-lisis más detallado. La posibilidad de estudiar estas secciones con o sin rótulos identificati-vos potencia el aprendizaje y permite la autoevaluación. Se muestran también fotomicro-grafías de algunas estructuras relevantes como el hipocampo o la amígdala. Por último, seincluye un índice alfabético de las estructuras cerebrales y una clave para su localización enlas diferentes secciones del atlas.

El cerebelo ("pequeño cerebro") es la únicaestructura del sistema nervioso central querecibe información de prácticamente todaslas regiones cerebrales y de la médulaespinal. La corteza del cerebelo estáformada por un número relativamente bajode tipos celulares diferentes, organizadosen tres capas y distribuidos con un patrónuniforme en toda su extensión. A pesar desu engañosa simplicidad estructural, elcerebelo desempeña un papel clave en elcontrol motor y en la coordinación de losmovimientos musculares finos, en elmantenimiento del equilibrio corporal y enel aprendizaje motor. Además, numerososestudios experimentales y clínicos, aportanclaras evidencias de la participación deesta estructura en diversos procesos deaprendizaje y cognición. Para entendercómo el cerebelo desempeña tan amplia

gama de funciones, es necesario conocerla distribución de los diferentes tipos celu-lares presentes en la corteza cerebelosa,el conexionado entre estas células (cone-xiones intrínsecas) y sus relaciones con losnúcleos profundos del cerebelo, queproyectan fuera del mismo, así como elpatrón de conexiones con estructurasextracerebelosas (conexiones extrínsecas).En el presente capítulo se estudiará la microestructura de la corteza del cere-belo. Para ello se utilizarán diferentespreparaciones histológicas que permitenestudiar la ubicación y la morfología decada uno de los tipos celulares, varios delos cuales son específicos de esta estruc-tura (por ejemplo, las células de Purkinje).Finalmente, se estudiará el patrón de conexiones extrínsecas e intrínsecas delcerebelo.

5Microestructura

de la corteza del cerebelo

129


CAPAS Y CÉLULAS DE LACORTEZA CEREBELOSA

Una característica llamativa de la super-ficie del cerebelo de mamíferos y aves esla presencia de fisuras transversales yparalelas que se extienden de lado a ladoy dan lugar a las folias cerebelosas. Si sesecciona sagitalmente el cerebelo sepuede apreciar una capa superficial desustancia gris, la corteza del cerebelo, yuna zona interior de sustancia blanca quese bifurca e introduce en cada una de lasfolias. Esta ramificación característica enforma de árbol se conoce con el nombrede arbor vitae (Fig. 5.1). La corteza delcerebelo se divide a su vez en tres capasbien diferenciadas. Para poder distinguirde forma clara las capas que constituyenla corteza cerebelosa es suficiente conobservar al microscopio, con un objetivode mediano aumento, una sección detejido teñida mediante una técnica histoló-gica que permita visualizar los somasneuronales (Fig. 5.2A). De este modo,desde la superficie hacia la sustanciablanca, se distinguen las siguientes capas:

capa molecular, capa de las células dePurkinje y capa granular.

Capa molecular

La capa molecular es la más superficial delas tres capas de la corteza del cerebeloy en ella la densidad celular es relativa-mente baja. Así, al observar al microscopiouna preparación de corteza cerebelosateñida mediante la técnica de Nissl, lacapa molecular aparece débilmente teñiday los somas, de tamaño reducido, estánampliamente distribuidos (Fig. 5.3). Losdos principales tipos neuronales presentesen esta capa son las células estrelladas ylas células en cesta. Las células estre-lladas se sitúan en la región más superfi-cial del estrato, y las células en cesta seubican en la región más profunda, cercade los somas de las células de Purkinje.Una preparación de Golgi de la cortezacerebelosa muestra una visión de la capamolecular muy diferente a la proporcio-nada por la tinción de Nissl. La tinción deGolgi muestra que la capa molecular

130

Figura 5.1. A. Visión panorámica de una sección sagital del cerebelo de una rata teñido mediante la técnica deNissl. B. Detalle a mayor aumento de una folia cerebelosa.

Microestructura de la corteza del cerebelo 131

Figura 5.2. Capas de la corteza del cerebelo. A. Fotomicrografía de la corteza del cerebelo teñidamediante la técnica de Klüver-Barrera. B. Fotomicrografía de la corteza del cerebelo teñida mediante latécnica de Golgi.

contiene, además de las células en cestay estrelladas, las arborizaciones dendrí-ticas de las células de Purkinje, parte dela arborización dendrítica de las células deGolgi, los axones amielínicos de las célulasgranulares o fibras paralelas y los termi-nales de las fibras trepadoras. En la Figura5.2B se muestra una sección de una foliacerebelosa, en la que se puede apreciar

que los árboles dendríticos de las célulasde Purkinje se extienden en la capa mole-cular. Asimismo, se puede observar unpunteado bastante denso que es caracte-rístico de las secciones realizadas en elplano translobular. Estos pequeños puntoscorresponden a los axones seccionadosde las células de los granos (fibras para-lelas), que discurren ortogonalmente al eje


Figura 5.3. Detalle a gran aumento de la corteza del cerebelo teñida mediante la técnica de Nissl.

PREPARACIONES HISTOLÓGICAS NECESARIAS

Para llevar a cabo un estudio minucioso de la microestructura de la corteza del cerebelo es nece-sario disponer de distintas preparaciones de tejido cerebeloso, procesadas según las técnicashistológicas básicas descritas en el capítulo 3. Mediante las técnicas de Nissl y de Klüver-Barrerase procesarán dos series de secciones, una en el plano coronal y la otra en el plano sagital. Encuanto a la tinción de Golgi, probablemente será necesario realizar varios intentos en ambosplanos de corte puesto que esta técnica es altamente caprichosa en la fase de la impregnación.Las preparaciones de Nissl y Klüver-Barrera proporcionan una información valiosa del patrón dedistribución de las neuronas presentes en la corteza cerebelosa así como de la sustancia blanca(axones mielinizados). Mediante las preparaciones obtenidas con la tinción de Golgi se estudiaránlas características morfológicas de los tipos neuronales y fibras de la corteza del cerebelo.


menor de la folia y por tanto de formaperpendicular a las arborizaciones de lascélulas de Purkinje (Cuadro 5.1).

Células en cesta

Para localizar las células en cesta es precisocentrarse en la mitad inferior de la capa

molecular (Fig. 5.4). El árbol dendrítico deestas células se dispone de forma aplanaday, al igual que el de las células de Purkinje,según el eje menor de la folia. Por lo tanto, elarbol dendrítico de las células en cesta seexpande perpendicularmente al curso de lasfibras paralelas con las que sinapta. El axónde estas células es de gran longitud y discu-

Cuadro 5.1. Arquitectura ortogonal de la corteza del cerebeloEl estudio de la citoarquitectura básica de la corteza del cerebelo requiere un conocimiento preci-so de la disposición espacial característica de las arborizaciones dendríticas de los distintos tiposcelulares. Se acepta, generalmente, que la arborización dendrítica plana de las células de Purkinjese encuentra siempre alineada en el plano parasagital, sin embargo, esta premisa sólo es correctaen la vermis del cerebelo. En esta región, el eje largo de los lóbulos cerebelosos o folias se orien-ta según el plano coronal. En cambio, en los hemisferios del cerebelo, el eje largo de algunas delas folias se orienta según el plano sagital, y por lo tanto el árbol dendrítico de las células dePurkinje se expande en el plano coronal, en ángulo recto con el eje largo de la folia. Para evitarposibles confusiones, se debe hacer referencia a la orientación del árbol dendrítico de las célulasde Purkinje, así como del resto de las células de la corteza cerebelosa, con respecto al eje mayoro menor de la folia. Con frecuencia, el eje mayor es denominado plano parlobular y el eje menorrecibe el nombre de plano translobular. De este modo, se puede decir que el árbol dendrítico planode las células de Purkinje, de las células estrelladas y de las células en cesta discurre siempre deforma paralela al eje corto de la folia, es decir, se extienden en el plano translobular. En cambio,las fibras paralelas se encuentran alineadas paralelamente al eje mayor de la folia, en el plano par-lobular (ver figura). Esta orientación ortogonal de las ramificaciones dendríticas de los tipos celu-lares de la corteza del cerebelo con respecto a las fibras que las excitan, las fibras paralelas, es unacaracterística distintiva del mismo y tiene importantes consecuencias funcionales.

Glomerulo: sinapsis entre una célula de golgi, las células gromerulares, y la capa mucosa

rre paralelo a la superficie de la folia cerebe-losa y según el eje menor de la misma. Laparticularidad de estas células reside en lasramificaciones colaterales descendentesque emite su axón, y en la forma en quecada uno de estos terminales axónicos sedisponen abrazando el soma de las célulasde Purkinje, a modo de cesta (Fig. 5.4B). Enmamíferos, una célula en cesta típica hacecontacto sináptico con seis o más somas dePurkinje.

Células estrelladas

Normalmente, el soma de las células estre-lladas es de menor tamaño que el de lascélulas en cesta y se sitúa en los dostercios superiores de la capa molecular(Fig. 5.4B). El axón y el árbol dendrítico deeste tipo celular, al igual que ocurre en elcaso de las células en cesta, se extiendea lo largo del eje menor de la folia cere-belosa. Su axón termina dentro de la


Figura 5.4. Células de la capa molecular. A. Porción de corteza de cerebelo teñida mediante la técnica de Nissl. B.Dibujo a cámara clara de los diferentes tipos celulares de la capa molecular. La flecha indica el axón de la célula encesta. Abreviaturas: c, célula en cesta; e, célula estrellada; p, célula de Purkinje. Modificado de Ramón y Cajal(1904).

Tabla 5.1. Características sinápticas de las neuronas de la corteza del cerebelo.

misma capa molecular y hace sinapsis conlas dendritas primarias y secundarias delas células de Purkinje. El árbol dendríticode las células estrelladas recibe aferencias

excitatorias de los axones de las célulasgranulares, conocidos como fibras para-lelas.


Figura 5.5. Células de Purkinje. A. Célula de Purkinje teñida mediante la técnica de Golgi.B. Detalle a gran aumento mostrando las espinas presentes en las ramas dendríticas tercia-rias. C. Dibujo a cámara clara de una célula de Purkinje. Abreviaturas: a, axón; s, soma; c,colateral recurrente. Modificado de Ramón y Cajal (1904).

Capa de las células de Purkinje

Inmediatamente bajo la capa molecular se encuentran alineados los somas de lascélulas de Purkinje. La observación almicroscopio de una sección de cerebeloteñida mediante la técnica de Nissl (Fig. 5.3) permite visualizar claramente ladisposición en fila de los grandes somas(50-80 µm de diámetro) con forma de perade las células de Purkinje. Si en lugar deintentar vislumbrar la posición que ocupanlas células de Purkinje en la corteza cere-belosa se quiere estudiar su morfología, sedebe recurrir a secciones teñidas mediantela técnica de Golgi (Figs. 5.2B y 5.5).

Células de Purkinje

En las secciones transversales a la foliacerebelosa teñidas con la técnica de Golgi,se puede apreciar que las dendritas de lascélulas de Purkinje se ramifican profusa-mente dentro de la capa molecular.Asimismo, se puede comprobar que, adiferencia de lo que ocurre en la mayoríade las neuronas, el árbol dendrítico de lascélulas de Purkinje se extiende, práctica-mente, en un solo plano, que coincide conel eje menor de la folia. Las dendritas delas células de Purkinje se ramifican profu-samente y la distinción de las ramifica-ciones primarias, secundarias y terciariasconstituye un buen ejercicio de observa-ción. La dendrita primaria no es más queuna continuación de la porción apical delsoma de la célula. Normalmente existe unadendrita primaria, pero en ocasiones sepueden encontrar dos, o incluso tres. Dela rama primaria parten varias dendritassecundarias más o menos gruesas, que sedirigen hacia la superficie. Finalmente, delas dendritas secundarias parten nume-rosas ramificaciones finas, las dendritasterciarias. Una vez realizado este ejercicio,es interesante observar que las ramasprimarias y secundarias son de apariencialisa, sin embargo, las ramas terciarias están

totalmente recubiertas de gruesas espinasdendríticas (Fig. 5.5B). Esta gran cantidadde espinas dendríticas constituye un buenindicador del elevado número de sinapsisque establece la célula de Purkinje, espe-cialmente con las fibras paralelas. Esimportante destacar que el axón de lascélulas de Purkinje constituye la únicaeferencia de la corteza del cerebelo(Cuadro 5.2). Dichos axones parten de labase del soma de las células de Purkinjey, tras atravesar la capa granular, se intro-ducen en la sustancia blanca para terminarhaciendo sinapsis en alguno de los núcleosprofundos del cerebelo. La sinapsis conlos núcleos profundos del cerebelo es unacaracterística común para los axones detodas las células de Purkinje del cerebeloexcepto para las que se localizan en elvestíbulocerebelo. Esta porción del cere-belo, que corresponde al lóbulo flóculono-dular, es la más antigua en términos filo-genéticos y los axones de las células dePurkinje de esta región realizan contactosináptico con los núcleos vestibulares deltronco del encéfalo. Así pues, estos axonesabandonan el cerebelo sin establecercontacto sináptico con los núcleosprofundos. Justo antes de introducirse enla capa de la sustancia blanca, el axón delas células de Purkinje suele ramificarseformando colaterales ascendentes y/orecurrentes que harán contacto sinápticocon la misma célula, con otras células dePurkinje, y quizás también con las célulasde Golgi y las células en cesta (Fig. 5.5C).En su origen, el axón es amielínico sinembargo posteriormente, justo al introdu-cirse en la sustancia blanca, queda recu-bierto por una capa de mielina.

Capa de las células de los granos

Justo bajo la capa de las células dePurkinje se sitúa la capa más interna de lacorteza cerebelosa, la capa granular. Enesta capa se observan neuronas muy


Capa granular


pequeñas y densamente empaquetadas,las células de los granos, y ademásalgunos somas de gran tamaño, corres-pondientes a las células de Golgi. La capagranular es una de las zonas más densa-mente pobladas del cerebro, así, al obser-varla en una preparación histológicateñida mediante una técnica que revele lapresencia de somas neuronales, porejemplo un Nissl, aparece con una intensacoloración (Figs. 5.2A y 5.3).

Células de los granos

Las células de los granos son las máspequeñas y numerosas del córtex cere-beloso. Mediante la observación almicroscopio de células granulares teñidascon la técnica de Nissl se puede apreciarcómo estas pequeñas células presentanun núcleo densamente teñido y un cito-plasma escaso (Fig. 5.3). Para observarlas dendritas y el axón de las células delos granos se debe recurrir a la tinción deGolgi. Una célula granular teñida medianteesta técnica se presenta como unpequeño soma redondeado del que partende tres a cinco dendritas que tienen unaterminación característica en forma degarra (Fig. 5.6). Estas dendritas establecenconexiones sinápticas con las termina-ciones de las fibras musgosas (unosengrosamientos conocidos como rosetas)y con el axón de las células de Golgi. Estacompleja estructura multisináptica recibeel nombre de glomérulo. En las prepara-ciones de cerebelo teñidas mediante latécnica de Nissl, se pueden observarciertos huecos entre las células granu-lares. Presumiblemente, esos espacios secorresponden con lugares donde se sitúaun glomérulo (Fig. 5.3). Con respecto a losaxones de las células granulares, éstosascienden a través de la capa granular yde la capa de las células de Purkinje parafinalmente llegar a la capa moleculardonde, tras alcanzar un determinado nivel,se bifurcarán en dos ramas que discurrenen ángulo recto con respecto al axón prin-

cipal ascendente. Las bifurcaciones delaxón de la célula granular discurren para-lelamente al eje mayor de la folia cerebe-losa y por este motivo son denominadasfibras paralelas (Fig. 5.7). Puesto que elárbol dendrítico de las células de Purkinje

Figura 5.6. Células de los granos. A. Célula granularteñida mediante la técnica de Golgi. Las puntas de fle-cha señalan sus dendritas. B. Dibujo a cámara clara deuna sección de la corteza del cerebelo en el planotranslobular en el que se representan varias célulasgranulares y el recorrido de sus axones hasta alcanzarla capa molecular. Modificado de Ramón y Cajal(1904).


Figura 5.8. Axones de las células granulares teñidos mediante la técnica de Golgi. A. Fotomicrografía a granaumento en la que se pueden observar varias células granulares así como los axones ascendentes de las mismas (fle-chas). B. Axones de las células granulares atravesando la capa de las células de Purkinje. C. Axones de las célulasgranulares ascendiendo en la capa molecular. D. Fibras paralelas. Obsérvense las espinas que presentan tanto lasfibras paralelas como las dendritas de la célula de Purkinje.

Figura 5.7. Dibujo a cámara clara de la corteza cerebelosa en el plano parlobular. Obsérvese cómo el axón ascen-dente de las células granulares se bifurca en la capa molecular para formar las fibras paralelas. Abreviaturas: a, axónde las células granulares; fp, fibras paralelas; G, capa de las células granulares; M, capa molecular; p, célula dePurkinje; P, capa de las células de Purkinje. Modificado de Ramón y Cajal (1904).


Cuadro 5.2. Circuitos de la corteza del cerebeloPara poder explicar, de una manera clara, la dimensión funcional del cerebelo como estructura modu-ladora, y una vez identificados sus tipos celulares, es necesario estudiar cómo se integran estos ele-mentos y constituyen un circuito básico para el procesamiento de la información. Los circuitos delcerebelo se entienden mejor si se tiene en cuenta que forman una combinación funcional de un arcoexcitador principal, y un arco cortical inhibidor secundario. El arco excitador principal está constitui-do por las aferencias extrínsecas, excitatorias, de las fibras musgosas y las fibras trepadoras; el arcocortical inhibidor secundario, constituido por las interneuronas inhibitorias, se limita exclusivamenteal área de la corteza cerebelosa, y modula la actividad excitatoria que proviene de fuentes externas alcerebelo.Las fibras musgosas, que proceden de distintos núcleos de la médula espinal y del tronco encefálico,transmiten información sensorial periférica. También transportan señales procedentes de la cortezacerebral relacionadas con la planificación de movimientos. A su entrada en el cerebelo algunas fibrasmusgosas emiten colaterales que se dirigen a los núcleos profundos del cerebelo, sin embargo, lamayoría de ellas ascienden directamente a la corteza y establecen sinapsis en los glomérulos de la capagranular con las dendritas de varias células granulares. Éstas, a su vez, transmiten la señal excitatoriaa lo largo de sus proyecciones axónicas dirigidas hacia la capa molecular. Es en esta capa donde elaxón se bifurca en forma de T siguiendo en sentidos opuestos el plano longitudinal de la folia, dandolugar a las llamadas fibras paralelas. En su trayectoria, estas fibras contactan con las arborizacionesdendríticas de numerosas células de Purkinje, así como con las dendritas de las células en cesta, de lascélulas estrelladas y de las células de Golgi relacionadas. El haz de fibras paralelas, que transportaseñales excitadoras procedentes del glomérulo, activará, en sinapsis axo-dendríticas, una fila de célu-las de Purkinje y las células en cesta con las que realice contacto sináptico. Los terminales axónicosde las células en cesta establecen sinapsis axo-somáticas, inhibidoras, con células de Purkinje. Portanto, la activación de las células en cesta, al estar dispuestos sus axones según el plano translobular(eje menor de la folia), supondrá, así mismo, la inhibición de las filas de células de Purkinje adyacen-tes a la fila excitada, dando lugar a un fenómeno de contraste o de especificidad y nitidez neural. Sea cual fuere el tipo de conexión la señal excitatoria inicial transmitida por las fibras musgosas y porlas fibras paralelas se transforma en señal inhibitoria y alcanza los núcleos profundos del cerebelo através de los axones de lascélulas de Purkinje, cerrandoasí uno de los principales cir-cuitos del cerebelo.El otro circuito extrínseco delcerebelo lo constituye el siste-ma de aferencias de las fibrastrepadoras. Las fibras trepado-ras, originadas en la oliva infe-rior, transmiten hasta las célu-las de Purkinje señales excita-doras procedentes de centrossomatosensoriales. Al igualque las fibras musgosas, lasfibras trepadoras también reci-ben aferencias de la cortezacerebral relacionadas con latransmisión de señales sobrela planificación de movimien-tos. Una vez excitada la célulade Purkinje, ésta transmite laseñal, ya inhibitoria, a losnúcleos profundos del cerebe-lo, cerrando así el circuito. A


se extiende en el plano corto de la folia,las fibras paralelas discurren de formaperpendicular a dichas ramificacionesdendríticas (Fig. 5.8). De este modo, cadafibra paralela en su largo recorrido esta-blece contactos sinápticos con numerosascélulas de Purkinje (alrededor de 500)dispuestas en el mismo eje mayor de lafolia. Asimismo, establece contactossinápticos con el árbol dendrítico de lascélulas estrelladas, las células en cesta ylas células de Golgi. Si bien cada fibraparalela establece un único contactosináptico con una determinada célula dePurkinje, cada célula de Purkinje puederecibir información de un elevado númerode fibras paralelas.

Células de Golgi

El gran soma de las células de Golgi(también denominadas células estrelladasgrandes) se localiza en la capa granular,

140

Figura 5.9. Células de Golgi. A. Célula de Golgiteñida mediante la técnica de Golgi. Obsérvese cómosu soma se sitúa próximo al soma de las células dePurkinje. B. Dibujo a cámara clara en el que se mues-tran dos células de Golgi completas. Abreviaturas: a,axón; d, dendritas; G, capa granular; M, capa molecu-lar; P, capa de las células de Purkinje; s, soma; SB,sustancia blanca. Modificado de Ramón y Cajal(1904).

diferencia del sistema de fibras musgosas, las fibras trepadoras constituyen un circuito directo puestoque la conexión que se establece entre las fibras trepadoras y las células de Purkinje es directa, mien-tras que en el caso de las fibras musgosas, esa conexión se lleva a cabo mediante elementos interme-dios, como las células granulares y las fibras paralelas.Ambos circuitos son modulados por las interneuronas de la corteza cerebelosa. Las proyecciones axó-nicas de las células granulares activan, al dirigirse hacia la porción más externa de la capa molecular,a las células en cesta y a las células estrelladas. La activación de estas interneuronas inhibitorias modu-la la actividad de las células de Purkinje. De la misma manera, las fibras paralelas activan a las célu-las de Golgi, que a su vez inhiben los impulsos aferentes de la corteza del cerebelo en el relevo fibramusgosa-célula granular de los glomérulos. La activación de las células de Golgi suprime la excita-ción de las fibras musgosas sobre las células granulares y de esta forma tiende a acortar la duración delas descargas en las fibras paralelas. Así pues, puede decirse que la actividad de las células de Purkinje(las únicas eferencias de la corteza del cerebelo), es el resultado de una fina modulación inhibitoriasobre la señal excitatoria aferente transmitida por las fibras musgosas y las fibras trepadoras, y lleva-da a cabo por las interneuronas localizadas en la corteza.

en regiones cercanas a los somas de lascélulas de Purkinje (Fig. 5.9A). La obser-vación al microscopio de células de Golgiteñidas mediante la técnica de Golgipermite advertir los numerosos entrantescaracterísticos del soma de este tipo decélulas. A diferencia de lo que ocurre conlas células de Purkinje, las células estre-lladas y las células en cesta, las dendritasy el axón de las células de Golgi se rami-fican en todas las direcciones del espacio.La arborización dendrítica de estas célulasse localiza principalmente en la capa mole-cular, donde realiza contacto sinápticocon las fibras paralelas. El axón se rami-fica enormemente cerca del soma,formando un gran plexo axonal que seextiende en la capa granular (Fig. 5.9B).Las arborizaciones axónicas de las célulasde Golgi resultan espectaculares y notienen comparación con las de ningunaotra célula del encéfalo. Los terminalesaxónicos de estas células realizan contactosináptico, en los glomérulos, con las termi-naciones de las fibras musgosas y lasdendritas de las células de los granos.

NEUROGLÍA DEL CEREBELO

En la corteza cerebelosa se distinguen dostipos diferentes de células gliales y en lacapa de sustancia blanca se identifica untercer tipo de célula glial.

En la capa de las células de los granos selocalizan astrocitos que presentan unasprolongaciones cortas con excrecenciaslaminares y unas prolongaciones radiales relativamente largas que alcanzan la capamolecular (Fig. 5.10).

Junto a los somas de las células de Purkinjese localizan los cuerpos de las células glia-les más distintivas del córtex cerebeloso, laglía de Bergmann o glía radial. En una tin-ción de Nissl, el núcleo de estas células sepuede visualizar como un pequeño redomaque normalmente aparece entre los somasde las células de Purkinje. La observación almicroscopio de una célula de Bergmannteñida mediante la técnica de Golgi permiteapreciar todos los elementos característicosde estas células. Se debe prestar especialatención a las ramas ascendentes típicas de


Figura 5.10. Células gliales del cerebelo. A. Dibujo a cámara clara en el que aparecen los distintos tipos de glia delcerebelo. Modificado de Ramón y Cajal (1904). B. Glía de Bergmann. C. Astrocito. D. Oligodendrocito.Abreviaturas: as, astrocito; G, capa granular; gb, glía de Bergmann; M, capa molecular; ol, oligodendroglía; P, capade las células de Purkinje, SB, sustancia blanca.

este tipo de célula glial, las cuales cruzantoda la capa molecular hasta llegar a lasuperficie, donde forman unas terminacio-nes cónicas características que contactancon la piamadre. Las ramas ascendentes dela glía de Bergmann se organizan como finosmuros o empalizadas en el plano parlobular(en el eje largo de la folia cerebelosa) y entreellos se sitúan gruesos haces de fibras para-lelas.

Por último, en la capa de sustancia blancasubyacente a la corteza cerebelosa seobserva otro tipo de célula glial, la oligo-dendroglía. En una preparación de cere-belo teñida mediante la técnica de Klüver-Barrera se pueden identificar en la capa desustancia blanca, que aparece teñida deazul, los núcleos celulares teñidos de rojocorrespondientes a los oligodendrocitos(véase Fig. 5.2). Este tipo de célula glial,de aspecto muy característico en lastinciones de Golgi, está provisto de finas

y largas ramificaciones así como de expan-siones radiales que se alargan hastaalcanzar la capa molecular (Fig. 5.10).

Un buen ejercicio, una vez estudiados almicroscopio los principales tipos celularespresentes en la corteza del cerebelo, esrealizar un dibujo esquemático de la loca-lización relativa de cada uno de ellos asícomo de su morfología característica. Enla figura 5.11 aparece una folia teñidamediante la técnica de Golgi junto con unode los excelentes dibujos a cámara clararealizados por Ramón y Cajal. En estedibujo, además de los principales tiposcelulares también se representan los dostipos de fibras aferentes que ingresan enla corteza cerebelosa que serán estudiadasen el siguiente apartado, y los axones delas células de Purkinje, que constituyen lasúnicas fibras eferentes de la corteza delcerebelo y culminan en los núcleosprofundos.


Figura 5.11. Citoarquitectura de una folia cerebelosa. A. Fotomicrografía a bajo aumento de una folia cerebelosateñida mediante la técnica de Golgi. B. Dibujo a cámara clara de una sección de una folia cerebelosa en el planotranslobular. Abreviaturas: a, axón; as, astrocito; fm, fibra musgosa, fp, fibra paralela; ft, fibra trepadora; g, célula deGolgi; G, capa granular; gb, glia de Bergmann; gr, célula granular; M, capa molecular; ol, oligodendroglía, p, célu-la de Purkinje, P, capa de las células de Purkinje; SB, sustancia blanca. Modificado de Ramón y Cajal (1904).

FIBRAS AFERENTES DE LA CORTEZA DEL CEREBELO

El cerebelo, con un elevadísimo número deneuronas organizadas en una estructuratrilaminar engañosamente simple, y con elenorme tamaño de su corteza (evidente enel profuso plegamiento que la caracteriza),constituye un importante centro integradorde información sensorial y motora. El cere-belo recibe y envía información a múltiplesestructuras y regiones del sistema nerviosocentral, desde la médula espinal a lacorteza cerebral. Las aferencias cerebe-losas proceden fundamentalmente de lassiguientes regiones: médula espinal, troncocerebral, sistema vestibular y corteza cere-bral. Estas aferencias acceden al cerebeloen forma de diversos tractos o haces quese reúnen en los pedúnculos cerebelosos,desde donde las fibras se separan paradirigirse hasta la corteza del cerebeloemitiendo, en algunos casos, colateraleshacia los núcleos profundos del cerebelo. Hasta el momento se ha estudiado la disposición en capas de los distintos tiposcelulares que están presentes en la cortezacerebelosa así como la morfología de losmismos. Los dos sistemas de fibrasaferentes que ingresan en la corteza delcerebelo son las fibras musgosas y lasfibras trepadoras.

Fibras musgosas

Las fibras musgosas tienen su origen enun amplio número de núcleos precerebe-losos localizados en la médula espinal, elbulbo raquídeo y la protuberancia. Comosistema aferente, las fibras musgosasportan información sensorial e ingresan enel cerebelo a través de la sustancia blanca,desde aquí ascienden a la corteza del cere-belo dividiéndose en multitud de fibrashasta alcanzar la capa granular donde, asu vez, emiten numerosas ramificaciones


Figura 5.12. Aferentes extrínsecas de la corteza delcerebelo. A. Dibujo a cámara clara de una célula dePurkinje con numerosas ramificaciones de una fibratrepadora entre sus ramas dendríticas primarias ysecundarias. B. Dibujo a cámara clara del circuito delas fibras musgosas. Modificado de Ramón y Cajal(1904).



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que alcanzan, incluso, folias adyacentes.La observación al microscopio de las fibrasmusgosas en una sección de cerebeloteñida con la técnica de Golgi, permiteidentificar en la capa granular unas fibrasgruesas y altamente ramificadas quepresentan abultamientos nudosos espa-ciados regularmente (Figs. 5.11 y 5.12). Laterminación típica de las fibras musgosasrecibe el nombre de roseta, y constituyeun engrosamiento de la fibra, que esta-blece contacto sináptico con la termina-ción en garra de las dendritas de las célulasgranulares y con los axones de la célulasde Golgi, en los glomérulos. Se ha esti-mado que una fibra musgosa puedepresentar alrededor de 40 rosetas termi-nales y, además, cada célula granularrecibe información de cuatro o cinco fibrasmusgosas. Así, el sistema de fibrasmusgosas se presenta como un sistemamuy general, difuso y complejo.

Fibras trepadoras

A diferencia de lo que ocurre con las fibrasmusgosas, el origen de las fibras trepa-doras es mucho más restringido puestoque todas proceden de la oliva inferiorcontralateral. Tras alcanzar el cerebelo, lasfibras trepadoras ascienden a través de lacapa de sustancia blanca, atraviesan lacapa granular y trepan por el árbol dendrí-tico de las células de Purkinje (Figs. 5.11y 5.12A). Las fibras trepadoras, que sonrelativamente gruesas y están poco o nadaramificadas en la capa de los granos, seramifican al alcanzar la capa de las célulasde Purkinje y establecen un elevadonúmero de contactos sinápticos con lasdendritas primarias y secundarias de lascélulas de Purkinje.

El capítulo 5 del CD-ROM presenta fotomicrografías de la corteza del cerebelo acompaña-das de textos interactivos que complementan la información visual y resaltan estructuras departicular interés. La organización trilaminar característica de la corteza del cerebelo semuestra con una serie de fotomicrografías panorámicas de preparaciones teñidas con lastécnicas de Nissl y de Golgi. La citoarquitectura se presenta en tres módulos, uno por cadaestrato, con fotomicrografías que muestran los tipos neuronales característicos de cadacapa y su posición. Además, se presentan fotomicrografías de los principales tipos de célu-las gliales del cerebelo.

La corteza cerebral (del latín cortex,"corteza") es la capa más externa de loshemisferios cerebrales. Este manto desustancia gris alberga entre 10.000 y20.000 millones de células nerviosas ypresenta una extensión aproximada, en elcaso de los humanos, de 0.76 m2 de super-ficie. Asimismo, exhibe un aspecto irre-gular, lleno de circunvoluciones, surcos ycisuras, quedando expuesta solamente latercera parte de su superficie total. Elgrosor de la corteza cerebral no varía deforma sustancial entre diferentes especies,oscilando entre el milímetro y medio y loscuatro milímetros y medio. En cambio, elárea total de corteza cerebral varía nota-blemente de unas especies a otras; lacorteza cerebral de los primates, y enparticular la humana, es la que presentamayor superficie. En general, la corteza esmás gruesa en la cima de las circunvolu-ciones, y más delgada en el fondo de lascisuras. En contraste con la evidente regu-laridad en la organización citoarquitectó-nica y en el patrón de conexiones de lacorteza del cerebelo, la corteza cerebraldestaca por su complejidad estructural.

Aún no se conocen bien los circuitos de lacorteza cerebral ni el patrón general deinterconexiones neuronales. Es más,puede ser que este patrón general nisiquiera exista. También la variedad detipos neuronales es mucho mayor que enel cerebelo. Así, aunque los esquemasmás conservadores distinguen tres tiposprincipales (células piramidales, estrelladasy fusiformes), hay otros que distinguenhasta 60 tipos neuronales diferentes. Porejemplo, Rafael Lorente de Nó, usando elmétodo de Golgi, distinguió hasta 40 tiposneuronales en base a la distribución de susdendritas y axón. Las neuronas de lacorteza cerebral de los mamíferos se orga-nizan en seis capas relativamente biendefinidas. El presente capítulo proporcionauna guía para estudiar la microestructurade la corteza cerebral de los mamíferosmediante el uso de técnicas neurohistoló-gicas. En primer lugar se estudiarán losprincipales tipos celulares presentes en lasustancia gris cortical y a continuación serealizará una descripción detallada de lascapas que se distinguen en la neocorteza.

6Microestructura

de la corteza cerebral

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CÉLULAS Y FIBRAS CORTICALES

Puede considerarse que el primer intentoserio y exhaustivo de tipificar las célulasnerviosas de la corteza cerebral es iniciadopor Ramón y Cajal en 1911 mediante elempleo de la técnica de tinción de Golgi.Este afán por determinar la citoarquitec-tura de la corteza cerebral continúa ennuestros días. Básicamente, las neuronasde la corteza cerebral pueden agruparseen dos categorías funcionales: célulaspiramidales o de proyección y células nopiramidales o intrínsecas. Los axones delas células piramidales se dirigen haciafuera de la propia corteza cerebral, mien-tras que las células no piramidales o intrín-secas poseen axones que permanecendentro de la corteza cerebral y participanen el procesamiento local de la informa-ción.

Neuronas de proyección.Células piramidales

Las neuronas piramidales constituyenaproximadamente el 70% de la poblaciónneuronal de la corteza cerebral. El nombrede este tipo de neuronas se debe a laforma de su soma. En una preparaciónteñida con el método de Nissl, se puedeapreciar que el cuerpo celular de lasneuronas piramidales se asemeja incon-fundiblemente a una pirámide cuyo ápiceapunta hacia la superficie cortical (Fig. 6.1y Fig. 6.2A). Los somas de las células pira-midales se localizan preferentemente enlas capas II, III, V y VI de la corteza cere-bral. Cuando se observa una célula pira-midal teñida con el método de Golgi sepuede apreciar su característico aspecto(Fig. 6.2B). Las neuronas piramidalesposeen una gruesa dendrita apical queemerge, en dirección ascendente, desde elvértice de la pirámide y que, en la mayoríade los casos, alcanza la capa I donde se

ramifica en numerosas ramas divergentesdenominadas arcos terminales. Asimismo,poseen un abanico de dendritas basalesque parten de la base del soma celular yse proyectan horizontalmente en las inme-diaciones de la neurona. Las arboriza-ciones dendríticas de las células pirami-dales se hallan tapizadas de multitud definas espinas orientadas perpendicular-mente a las dendritas, que aumentan lasuperficie de contacto sináptico. El axónse origina en la base del soma y se puedeafirmar que la inmensa mayoría de losaxones de las células piramidales sonfibras de proyección que se dirigen haciala sustancia blanca subcortical. Antes desumergirse en la sustancia blanca, el axónpuede emitir numerosos colaterales que sedistribuyen de forma variable en la cortezacerebral. Los colaterales del axón sepueden clasificar en dos categorías: loscolaterales recurrentes del axón, que seproyectan oblicuamente sobre lasneuronas de las capas más superficiales ylos colaterales horizontales, que discurrentransversalmente y establecen sinapsiscon las neuronas vecinas.

Las células piramidales presentan una granvariabilidad en el tamaño de su soma,pudiendo oscilar, generalmente, entre los10 µm y los 50 µm de diámetro. Sin


PREPARACIONES HISTOLÓGICASNECESARIAS

Para realizar un estudio detallado de la cito-arquitectura de la corteza cerebral es nece-sario disponer de una serie de prepara-ciones histológicas procesadas mediantelas técnicas de Nissl, Klüver-Barrera y Golgi(veáse capítulo 3). Las dos primerastinciones permitirán estudiar la distribuciónen capas de las células de la corteza cere-bral, las variaciones regionales y el patrónde distribución de la sustancia blanca. Latécnica de Golgi será extremadamente útilpara realizar un estudio detallado de lamorfología de los distintos tipos neuronalespresentes en la corteza cerebral.

Microestructura de la corteza cerebral 147

Figura 6.1. La corteza cerebral. Las fotomicrografías muestran una preparación de corteza cerebral teñidasegún el protocolo de Klüver-Barrera (A) y la técnica de Golgi (B).


embargo, el soma de las neuronas pirami-dales de la capa V de la corteza motora,conocidas como células de Betz, superalos 100 µm de diámetro, lo que lasconvierte en las células más grandes de lacorteza cerebral.

Células intrínsecas o de asociación

Las células no piramidales o intrínsecas(células de axón corto según la termino-logía clásica) se caracterizan porque suaxón se extiende dentro de la propiacorteza. Los diferentes tipos de célulasintrínsecas o de asociación pueden clasi-ficarse en función del tamaño y la forma

del soma y también por la distribución delas ramificaciones dendríticas y axónicas.

Células estrelladas o granulosas

La observación de células estrelladasteñidas mediante la técnica de Nissl (Fig.6.3) permite apreciar las característicasdistintivas de este tipo neuronal: somapoligonal con forma estrellada, escasocitoplasma, y pequeño tamaño (entre 4 y8 µm). La observación de células estre-lladas impregnadas mediante el método deGolgi permite comprobar la masiva ramifi-cación de sus dendritas y el gran númerode espinas dendríticas que presentan. Elaxón es relativamente corto, hecho queindica que estas células son de proyecciónlocal.

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Cuadro 6.1. Desarrollo filogenético de la corteza cerebralLa corteza cerebral se desarrolla a partir de determinadas porciones de la vesícula telencefálica.Durante el desarrollo, los neuroblastos inician una migración desde la zona germinal a la super-ficie pial para formar el manto cerebral. Llegado un determinado momento en el desarrolloembrionario, los neuroblastos migran siguiendo un proceso de andamiaje glial y se organizan encapas. Las neuronas originadas simultáneamente migran siguiendo una orientación radial y con-solidan una misma capa. Las células que migran de la zona ventricular en estadios precoces deldesarrollo embrionario se sitúan en las capas más profundas. Las neuronas más tardías inician sumigración, atraviesan las capas anteriormente formadas y se establecen en las capas más super-ficiales. Así pues, el patrón de organización de las neuronas de la corteza cerebral en capas res-ponde a las sucesivas migraciones de células. Según su aparición en el desarrollo filogenético ypor la microestructura que presenta la corteza, también conocida como manto o palio, puede divi-dirse en las siguientes categorías: la alocorteza o corteza heterogenética y la isocorteza, neocor-teza o corteza homogenética. La alocorteza o corteza heterogenética constituye, filogenética-mente hablando, la región de corteza más primitiva. Desde un punto de vista evolutivo, el desa-rrollo de la corteza cerebral está muy ligado con la olfación. La necesidad biológica de estable-cer relaciones entre diferentes hitos de la realidad basados en estímulos olfatorios como fuentede información sensorial, generó el desarrollo de un sustrato neural capaz de procesar esa fuentede información ambiental. En este sentido, se origina una corteza primitiva o alocorteza que estáconstituida por el paleopalio (corteza olfatoria) y por el arquipalio (formación hipocámpica). Sinembargo, a lo largo del proceso evolutivo se ha desarrollado una corteza mayor y con caracterís-ticas morfológicas diferentes a las cortezas primigenias. Esta corteza de aparición más recientees denominada neocorteza, isocorteza o corteza homogenética. En el caso de los mamíferos, laneocorteza presenta una división en seis capas y la alocorteza se estructura exclusivamente entres láminas que corresponden con las capas I, V y VI de la neocorteza. En la isocorteza existena su vez regiones en las que se distinguen más o menos fácilmente las seis capas. Así, la porciónde la corteza que presenta las seis capas bien diferenciadas, por ejemplo, la corteza sensorial pri-maria, se denomina corteza homotípica. Por el contrario, las regiones corticales en la que las seiscapas características tienen fronteras menos definidas, por ejemplo la corteza motora o la corte-za visual, recibe el nombre de corteza heterotípica.


Figura 6.2. La célula piramidal. Fotomicrografías de corteza cerebral teñidas mediante las técnicas de Nissl (A) yde Golgi (B y C). Las flechas señalan una célula piramidal. Obsérvense las características morfológicas de esta neu-rona cortical: soma en forma piramidal, gruesa dendrita apical, dendritas basales y axón. D. Dibujo a cámara clarade una célula piramidal con todas sus ramificaciones. Modificado de Ramón y Cajal (1904). Abreviaturas: a, axón;at, arcos terminales; ca, colateral axónica; da, dendrita apical; db, dendritas basales; s, soma; sb, sustancia blanca.


Figura 6.3. Células estrelladas. Fotomicrografías de corteza cerebral teñida mediante las técnicas de Nissl(A) y de Golgi (B y C). Las flechas señalan una célula estrellada. Obsérvese el axón partiendo desde laregión inferior del soma. D. Dibujo a cámara clara de dos células estrelladas típicas. Modificado de Ramóny Cajal (1904). Abreviaturas: a, axón; d, dendritas; s, soma.

Figura 6.4. Célulashorizontales. A. Foto-micrografía del estratomolecular o plexiformede la corteza cerebral(capa I) teñida mediantela técnica de Nissl. Lasflechas señalan lossomas de células hori-zontales de Cajal.Obsérvese la disposiciónparalela del soma conrespecto a la superficiepial. B. Dibujo a cámaraclara de células horizon-tales de la corteza cere-bral. Modificado deRamón y Cajal (1904).Abreviaturas: a, axón.

Microestructura de la corteza cerebral

Las células estrelladas son las neuronasmás abundantes de la capa IV y consti-tuyen las únicas interneuronas excitadorasde la corteza cerebral. Estas célulasemplean el glutamato como neurotrans-misor. Las restantes interneuronas utilizanel ácido gamma-aminobutírico (GABA)

como neurotransmisor y, por tanto, ejercenuna acción inhibitoria.

Células horizontales de Cajal

Las células horizontales de Cajal seencuentran exclusivamente en la capa I.Son pequeñas células fusiformes cuyosejes longitudinales se extienden horizon-talmente, paralelos a la superficie cortical(Fig. 6.4). La observación de una de estascélulas teñida mediante la técnica de Golgipermite apreciar que las ramificacionesdendríticas surgen de cada polo o extremoy que discurren, al igual que el soma, para-lelamente a la superficie cortical. Conrespecto al axón, éste deriva de uno delos polos, adopta una orientación hori-zontal y establece conexiones sinápticascon las dendritas apicales de las célulaspiramidales cuyos somas se localizan enlos estratos inferiores. Es interesantedestacar que la mayoría de las célulashorizontales de Cajal desaparecendespués del periodo neonatal.

Células de axón ascendente

Las células de axón ascendente (tambiénconocidas como células de Martinotti) selocalizan en todas las capas corticales aexcepción de la capa I. Esta categoríaneuronal está representada por unavariedad de células multipolares queposeen dendritas lisas o con un númeroescaso de espinas (Fig. 6.5). El árboldendrítico de las células de axón ascen-dente se caracteriza porque sus dendritasson relativamente cortas y muy ramifi-cadas. El axón de este tipo celular seorigina normalmente en el polo superiordel soma y asciende directamente hacia lasuperficie cortical, donde se ramifica alalcanzar la capa I.

Células bipenachadas

Las células bipenachadas se caracterizanpor su soma fusiforme del cual parten un

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Figura 6.5. Células de axón ascendente.Fotomicrografía de una célula de axón ascendenteteñida mediante la técnica de Golgi. Obsérvese comoel axón parte del polo superior del soma neuronal y sedirige hacia la superficie cortical. Abreviaturas: a,axón; d, dendritas; s, soma.


par de penachos dendríticos, uno ascen-dente y otro descendente, orientadosperpendicularmente a la piamadre (Fig.6.6). El axón de las células bipenachadasse ramifica profusamente en hacescompactos de fibras descendentes, ascen-dentes o en ambas direcciones ydispuestos radialmente a la superficiecortical. Estas células se encuentran prin-cipalmente en las capas II y III de la cortezacerebral.

Células bipolares

Las células bipolares pueden ser confun-didas con las células bipenachadas, sin

embargo, algunas características distin-tivas son útiles para identificarlas correc-tamente. El tamaño de las células bipo-lares suele ser reducido y sus somas rara-mente miden más de 10 ó 12 µm dediámetro. Además, el soma de las célulasbipolares tiene forma ovalada. Aunqueestas células también poseen dos gruposde dendritas radialmente opuestos y exten-didos perpendicularmente a la superficiecortical, es muy común que de cada unode los polos del cuerpo celular salga unasola dendrita (Fig. 6.7).

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Figura 6.6. Células bipenachadas. A. Fotomicrografía de una célula bipenachada teñida conla técnica de Golgi. En la fotomicrografía se pueden apreciar los dos penachos dendríticos queparten de cada uno de los polos del soma fusiforme. B. Dibujo a cámara clara de dos célulasbipenachadas. Las flechas señalan el axón. Obsérvese que la célula de la izquierda posee cola-terales axónicas ascendentes y descendentes mientras que el axón de la célula de la derechasólo se ramifica hacia abajo. Modificado de Ramón y Cajal (1904). Abreviaturas: a, axón; p,penacho dendrítico; s, soma.

Fibras corticales

El empleo de técnicas mieloarquitectónicaspermite estudiar la particular configuraciónque presentan las fibras nerviosas de la cor-teza cerebral. La observación de la cortezacerebral teñida mediante la técnica de Wei-gert (esta técnica tiñe selectivamente la mie-lina que recubre las fibras nerviosas) ponede manifiesto la distribución radial y tangen-cial de las fibras de la corteza cerebral (Fig.6.8). Los haces de fibras radiales se orientanperpendicularmente a la superficie corticalhecho que refuerza la existencia de unaorganización columnar en la corteza cerebral

(Cuadro 6.2). Estos haces de fibras estánconstituidos por los axones eferentes de lascélulas piramidales (fibras de proyección yfibras comisurales) y por los axones aferen-tes que acceden a la corteza. Por otro lado,las fibras tangenciales discurren paralela-mente a la superficie cortical. Estos hacesde fibras están compuestos por los axonesaferentes (fibras de proyección y de asocia-ción), por los axones de las células horizon-tales y granulares y por las colaterales axó-nicas de las células piramidales. Las fibrastangenciales no se disponen de forma difusay azarosa, sino que tienden a organizarseformando bandas bien definidas, de distin-tos grosores y dispuestas a diferentes pro-

Figura 6.7. Células bipolares. Fotomicrografía de unacélula bipolar teñida según el protocolo deGolgi. Apréciese la forma ovalada del somaneuronal y las dos dendritas radialmenteopuestas. Abreviaturas: d, dendritas; s,soma.


Figura 6.8. Disposición de las fibras en la corteza cerebral. Latécnica de Golgi pone de manifiesto la morfología de los tiposneuronales presentes en cada capa y la tinción de Nissl revela ladensidad celular. Para estudiar la disposición de las fibras cor-ticales es preciso realizar la tinción de Weigert, técnica que tiñeselectivamente las fibras mielinizadas. Modificado deBrodmann (1909).

fundidades. Las bandas tangenciales másdefinidas de la corteza cerebral son la bandade Kaes-Bechterev y las bandas externa einterna de Baillarger en las capas III, IV y V,respectivamente.

Un buen ejercicio, una vez estudiados losdistintos tipos celulares presentes en lacorteza cerebral así como la distribuciónde la sustancia blanca cortical, es realizarun dibujo esquemático, o si es posible acámara clara, de los distintos tipos celu-lares identificados en las preparacioneshistológicas estudiadas.

ESTRATIFICACIÓN CORTICAL

La corteza cerebral está organizada encapas cuyo número varía dependiendo dela región de la corteza de que se trate. Engeneral, es aceptado que en la neocorteza

de los mamíferos se distinguen seis capas.Esta organización laminada puede apre-ciarse observando una preparación teñidamediante la técnica de Nissl (Fig. 6.9). Unanálisis más exhaustivo basado en ladensidad celular y el tamaño o la formadel soma confirma la presencia de estasseis capas. Asimismo, el empleo detécnicas mieloarquitectónicas pone demanifiesto la presencia de diferentesbandas de fibras en disposición horizontaly, por tanto, revela la existencia de estratoshorizontales en la corteza cerebral.

Desde un punto de vista embriológico, lasseis capas del neopalio se reconocendesde el séptimo mes de vida intrauterinaen el caso de los humanos. La disposiciónde las células corticales en un determi-nado estrato está determinada por elmomento en que se produce la diferen-ciación celular y la migración desde lazona ventricular a la superficie cortical. Lascélulas que migran de la zona ventricularen estadios precoces del desarrollo


Cuadro 6.2. Organización columnar de la cortezaLas células de la corteza cerebral no están organizadas sólo en capas transversales sino que tambiénse distribuyen formando columnas funcionales. Desde esta perspectiva, la corteza podría entender-se como un mosaico de columnas verticales de diámetros variables que se extienden perpendicu-larmente a la superficie cortical y que atraviesan todas las capas de la corteza cerebral. Aunque exis-ten indicios de que estas columnas se hallan distribuidas por toda la extensión de la corteza, éstasestán mejor definidas en las regiones sensoriales primarias, como ponen de manifiesto los estudioselectrofisiológicos realizados en la corteza somatosensorial primaria y en la corteza visual o estria-da. Cada columna representa un módulo elemental de procesamiento de la información. Las célu-las que se integran en cada una de las columnas funcionales, independientemente de la región cor-tical de que se trate, presentan unas propiedades de respuesta muy similares. Este hecho afianza laidea de que las columnas son unidades funcionales básicas de la corteza. Esta relación funcionalentre los elementos de una columna está determinada por la orientación vertical de los axones delos diferentes tipos celulares de la corteza cerebral. Sin embargo, el componente horizontal de loscircuitos corticales, representado por los cortos axones de las células granulares, pone de manifies-to la inevitable relación funcional que ha de establecerse entre las diferentes columnas corticales. Como se ha visto anteriormente, el grosor de la neocorteza varía aproximadamente entre 2 y 4 milí-metros. Este espesor de la corteza es más o menos constante en diferentes especies, por lo que elnúmero de neuronas en un área determinada de la corteza es muy parecido entre especies. De estemodo, la característica distintiva entre el neocortex de una rata y el del ser humano, por ejemplo,no es el grosor de la corteza cerebral o la organización en columnas, sino el número total de colum-nas. El gran incremento en la superficie cortical que se produce en los primates tiene como conse-cuencia un aumento en el número de columnas funcionales que permitirá un mayor poder compu-tacional.

embrionario se sitúan en las capas másprofundas mientras que las células quemigran en estadios más tardíos cruzan lascapas profundas y se localizan en capasmás superficiales.

Estrato molecular o plexiforme(capa I)

El estrato molecular es la capa más super-ficial y se caracteriza por la escasez celular,hecho que se puede apreciar en unapreparación teñida mediante la técnica deNissl (Fig. 6.10). Sin embargo, al observaruna sección de corteza cerebral teñidamediante el método de Golgi se advertirála presencia, en el estrato I, de un grannúmero de fibras nerviosas de orientacióntangencial, que mayoritariamente corres-ponden a las terminaciones dendríticas de

las células piramidales y las células bipe-nachadas. También forman parte de esteentramado de fibras los axones de proyec-ción de células situadas fuera de lacorteza, así como los axones y lasdendritas de neuronas de otras capascorticales. Inmersas en este intrincado defibras se hallan dispersas, además de laneuroglía, algunas células intrínsecas, porejemplo, las células horizontales de Cajal.

Estrato granular externo (capa II)

El estrato granular se identifica fácilmenteen una tinción de Nissl debido a su altaconcentración de somas de pequeño ymediano tamaño (Fig. 6.10). Estas célulasson neuronas piramidales pequeñas ycélulas estrelladas. Entre estos dos tiposcelulares discurren fibras de asociación y


Figura 6.9. Capas de la corteza cerebral. Fotomicrografías de corteza cerebral teñida mediante la técni-ca de Nissl (izquierda) y la técnica de Golgi (derecha). Los números indican las seis capas que se dis-tinguen en la neocorteza de los mamíferos.

fibras comisurales de ambos hemisferios,así como dendritas y axones de célulassituadas en capas más profundas. Lasdendritas de las células piramidalesterminan en la capa molecular mientrasque sus axones proyectan a estratos másprofundos.

Estrato piramidal externo (capa III)

En el estrato piramidal externo predominanlas células piramidales y el tamaño deéstas se incrementa conforme aumenta laprofundidad en el propio estrato (Fig. 6.11).


Figura 6.10. Estratos molecular (I) y granular externo (II) de la corteza cerebral teñidosmediante la técnica de Nissl (A) y de Golgi (B). Obsérvese la escasez de células en la capaI y cómo las dendritas de las capas inferiores se introducen en este estrato.


Figura 6.11. Estratos piramidal externo (III) y granular interno (IV) de la corteza cerebralteñidos mediante la técnica de Nissl (A) y de Golgi (B). En el estrato III es posible apre-ciar que el tamaño de los somas de las células piramidales de las regiones profundas esmayor que el de las regiones más superficiales.

Las terminaciones dendríticas de estascélulas alcanzan el estrato molecular mien-tras que sus axones (fibras de proyección)abandonan la corteza en dirección descen-dente. Normalmente, los axones de lascélulas piramidales emiten numerosos

colaterales con orientación perpendicular.La mayoría de las aferencias que recibenlas células de esta capa provienen de otrosestratos corticales, fibras de asociación,fibras comisurales o estructuras subcorti-cales. Una característica de la capa III es

la presencia de una banda de fibras deorientación horizontal ubicada en elmargen superior denominada banda oestría de Kaes-Bechterev (Fig. 6.8).

Estrato granular interno (capa IV)

La capa IV o estrato granular interno secaracteriza por una gran densidad de somas


Figura 6.12. Estratos piramidal interno (V) y de las células polimorfas (VI) de la cortezacerebral teñidos mediante la técnica de Nissl (A) y de Golgi (B). Obsérvese el gran tama-ño de los somas de las células piramidales de la capa V en comparación con el resto de lasneuronas corticales.


Cuadro 6.3. Variaciones regionales del isocórtex

Generalmente, se acepta que existe una organización laminar homogénea en toda la extensión de laneocorteza, aunque es importante destacar que existen variaciones regionales en la estratificacióncortical. De hecho, se puede encontrar en determinadas regiones una reducción o ausencia de algu-na capa, un engrosamiento de una lámina o la presencia de estrías tangenciales de fibras. Tal y comoBrodmann propuso a principios del siglo XX, la corteza cerebral es susceptible de una organizaciónregional de acuerdo con la función que desempeñe, sea ésta motora, sensorial o de integración. Sia este mapa funcional regional de la corteza cerebral se le superpone un mapa basado en caracte-rísticas puramente citoarquitectónicas, el resultado es una neocorteza que presenta una gran varia-bilidad morfológica y funcional. Por ejemplo, la capa IV de las áreas sensoriales primarias del iso-córtex presenta un considerable grosor. Este hecho adquiere sentido si tenemos en cuenta que sonestas áreas las que reciben el grueso de las aferencias procedentes de los núcleos sensoriales deltálamo. Sin embargo, el grosor de la capa V en estas áreas sensoriales aparece disminuido, pues enesta capa se concentran las neuronas que constituyen las principales eferencias motoras de la cor-teza hacia estructuras subcorticales. Por el contrario, en la corteza motora primaria, situada en lacircunvolución precentral, la capa V exhibe un considerable grosor, debido a la presencia de gran-des neuronas piramidales cuyos axones forman los tractos corticoespinales. Por el contrario, la capaIV es muy delgada en el área motora primaria (motivo por el que a este área se le denomina corte-za agranular). Asímismo, las abundantes estrías tangenciales de sustancia blanca que se encuentranen la capa IV de la corteza visual primaria o corteza estriada son ejemplo de variación morfológi-ca regional.

neuronales. De hecho, la observación deuna preparación de corteza cerebral teñidamediante la técnica de Nissl permite ver unelevado número de células estrelladas yalgunas células piramidales de diferentestamaños (Fig. 6.11). Las células estrelladas

presentan un axón corto que establecesinapsis con las dendritas de células situa-das en estratos inferiores, otras célulasestrelladas, células de axón ascendente yfibras de paso. Este estrato está especial-mente bien desarrollado en las áreas senso-

riales primarias. En la capa IV de la cortezavisual primaria se encuentra una banda defibras paralela a la superficie cortical deno-minada estría externa de Baillarger o bandade Genari. Precisamente, el nombre de cor-teza estriada que recibe la corteza visual sedebe a la presencia de esta banda de fibras.

Estrato piramidal interno (capa V)

El estrato piramidal interno destaca porqueen él se encuentran las células de mayortamaño de la corteza cerebral (Fig. 6.12). Enla corteza motora, el tamaño de las célulaspiramidales de esa capa llega a alcanzar los100 µm de diámetro, motivo por el que seconocen como células piramidales giganteso células de Betz. Las dendritas apicales delas células piramidales ingresan en la capamolecular mientras que las proyeccionesaxónicas abandonan, en su mayoría, la cor-teza cerebral como fibras de proyecciónpara dirigirse a estructuras subcorticales. Elestrato V de la corteza cerebral contienetambién células piramidales de mediano ygran tamaño, células estrelladas y células deaxón ascendente. El estudio de la capa Vteñida mediante la técnica de Weigert ponede manifiesto una agrupación de fibras pro-cedentes de los núcleos sensoriales deltálamo, que se disponen horizontalmenteformando un denso plexo intralaminar. Estabanda se denomina estría interna de Bai-llarger (Fig. 6.8).

Estrato de las células polimorfas (capa VI)

La capa VI o estrato de las células polimor-fas se caracteriza por la presencia de múlti-ples tipos neuronales, entre los que desta-can células con somas fusiformes como lasbipenachadas y las de Martinotti. Además,en este estrato se encuentran células con

somas triangulares y ovoides (Fig. 6.12). Laorientación de los procesos dendríticos deestas células otorga al estrato un aspectodesordenado, en comparación con lascapas más superficiales. En general, losaxones de estas células establecen cone-xiones sinápticas con células situadas encapas más superficiales de la corteza aun-que algunos pueden dirigirse hacia regionessubcorticales.

Al igual que se indicó en el apartado anterior,un buen ejercicio para afianzar los conoci-mientos adquiridos acerca de la organiza-ción de la corteza cerebral es realizar undibujo esquemático, o si es posible acámara clara, en el que se representen lascapas de la corteza cerebral así como lostipos celulares característicos de cada capa.

CIRCUITOS CORTICALES

Los circuitos de la corteza cerebral se carac-terizan por la ortogonalidad entre las pro-yecciones axónicas de las células corticales.En este sentido, mientras los axones de lascélulas de axón ascendente discurren orto-gonalmente a la superficie cortical, los axo-nes de las células de Cajal presentan pro-yecciones axónicas horizontales, es decir,paralelas a la superficie cortical. Por otrolado, los procesos axónicos de las célulaspiramidales mantienen una orientación des-cendente y emiten colaterales perpendicu-lares al axón y, por tanto, horizontales a lasuperficie cortical, que establecen sinapsiscon las células estrelladas o células de axónascendente. Las neuronas estrelladas, sinembargo, presentan procesos axónicos cor-tos, de proyección local y sin ninguna orien-tación particular. De modo general, se puedeafirmar que el axón de las células de Cajal,de las células de axón ascendente, de lascélulas estrelladas, así como los colateralesaxónicos horizontales de las células pirami-dales están implicados en circuitos intracor-ticales. En cambio, las proyecciones axóni-



cas descendentes de las células piramidalesforman el sistema de fibras de asociación yde fibras corticofugales, constituyendo la víade eferencia de la corteza cerebral haciaotras regiones cerebrales.

En la figura 6.13 se representan de maneraesquemática los circuitos corticales básicosy los elementos que los constituyen. A loshemisferios corticales acceden fibras proce-dentes del hemisferio contralateral (fibrascomisurales) y fibras del mismo hemisferio(fibras de asociación). Sin embargo, la mayorparte de aferencias son fibras que procedende estructuras subcorticales (fibras de pro-yección), principalmente del tálamo. Deestas últimas, las fibras tálamo-corticales

específicas llegan, casi sin ramificarse, hastala corteza y establecen allí sinapsis excita-doras a diferentes niveles. Básicamenteestas fibras realizan contacto sináptico conlas células estrelladas excitadoras de la capaIV, aunque algunas también contactan conlas interneuronas inhibitorias de la mismacapa que, a su vez, modulan el funciona-miento de las células estrelladas excitado-ras. Las fibras tálamo-corticales tambiénpueden emitir, nada más ingresar en la cor-teza, colaterales que alcanzan las célulaspiramidales o de proyección de la capa VI.Los terminales axónicos de las células estre-lladas ascienden hacia las capas II y IIIdonde establecen sinapsis con las pirami-dales excitadoras y con las interneuronas

Figura 6.13. Circuitos corticales. Los lazos representan las terminaciones sinápticas. En color gris claro se represen-tan las neuronas corticales de proyección (celulas piramidales) y en color negro las neuronas de asociación. Las fibrasaferentes a la corteza cerebral están representadas en color gris oscuro. Abreviaturas: aa, célula de axón ascendente;ee, célula estrellada excitatoria; ei, célula estrellada inhibitoria; h, célula horizontal; p, célula piramidal. Modificadode Lorente de Nó (1941).

inhibitorias que ejercen su acción sobre lasprimeras. Los terminales axónicos de lasneuronas piramidales hacen sinapsis con lasarborizaciones dendríticas de células pira-midales situadas en los estratos IV y V. Lascélulas piramidales de la capa IV emiten,generalmente, sus proyecciones axónicashacia otras áreas corticales, mientras que elaxón de las piramidales de la capa V sedirige hacia regiones subcorticales y hacia eltálamo. El circuito se cierra cuando los cola-terales axónicos de las piramidales de lacapa VI sinaptan con las interneuronas exci-

tatorias de la capa IV en lo que podría defi-nirse como un auténtico bucle de retroali-mentación.

Las fibras del denominado sistema talámo-cortical inespecífico ingresan también en lacorteza y establecen sinapsis en todos losniveles, pero mayoritariamente en losestratos I, II y III. El resto del circuito paraeste sistema tálamo-cortical inespecíficoes similar al que describen las fibras tála-mocorticales específicas.



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El capítulo 6 del CD-ROM presenta fotomicrografías que detallan la citoarquitectura de lacorteza cerebral. Las fotomicrografías se acompañan de un texto interactivo que comple-menta la información visual y sirve de guía para la observación y estudio de preparacioneshistológicas. La organización laminar característica de la corteza cerebral se muestra enfotomicrografías panorámicas teñidas con las técnicas de Nissl y de Golgi. Los principalestipos celulares, neuronas de proyección, interneuronas y células gliales, se presentan entres módulos independientes. Además, se muestran los diferentes estratos de la cortezacerebral teñidos con la técnica de Nissl y la técnica de Golgi.

El presente capítulo se centra en el estudiode los mecanismos responsables del inicioy la propagación de las señales eléctricasdentro de una neurona. Las señales eléc-tricas se deben fundamentalmente aldesplazamiento de cargas generado por elmovimiento de iones de sodio, potasio ycloro a través de los canales de lamembrana neuronal. En la situación dereposo, la superficie interna de lamembrana neuronal está cargada negati-vamente con respecto al espacio extrace-lular. Esta diferencia de carga eléctricaentre ambos lados de la membrana sedenomina potencial de membrana enreposo. En determinadas circunstancias, ladiferencia de potencial puede verse alte-rada debido al flujo de iones a través dela membrana. En concreto, cuando seproduce una entrada masiva de iones posi-tivos hacia el interior celular y el potencialde membrana alcanza un determinado

umbral, se desencadena un potencial deacción, un cambio súbito y transitorio enel potencial de membrana que se propagapor el axón sin decremento. Este fenómenoeléctrico es utilizado por las neuronas parala transmisión de señales a largas distan-cias. Además, las neuronas poseen unaserie de propiedades eléctricas pasivasque son fundamentales en la transmisiónlocal de las señales. Estas propiedadesdeterminan la amplitud y la duración delcambio en el potencial de membranaprovocado por una estimulación y además,influyen en la velocidad de propagación delimpulso nervioso. El estudio de los meca-nismos iónicos del potencial de reposo yel potencial de acción es fundamental parael conocimiento de la fisiología neuronal ypor tanto, para comprender el procesa-miento y la transmisión de la informaciónen el sistema nervioso.

7Electrofisiología de lamembrana neuronal.

Potencial de reposo y potencial de acción

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POTENCIAL DEMEMBRANA EN REPOSO

La membrana plasmática de las neuronassepara cargas eléctricas debido a que ladoble capa lipídica que la constituye essemipermeable y no permite la libre difu-sión de iones. Como resultado de estaseparación de cargas, una nube de ionespositivos (cationes) e iones negativos(aniones) se disponen en la superficieinterna y externa de la propia membrana(Fig. 7.1). La diferencia en la concentraciónde iones entre ambos lados de lamembrana se denomina diferencia depotencial eléctrico o voltaje y se mide envoltios (V). Así pues, se puede definir elpotencial de membrana (Vm) como la dife-rencia entre el potencial eléctrico de laparte interna de la célula (Vi) y el de laparte extracelular (Ve).

Vm = Vi – Ve

El potencial de membrana se puede deter-minar calculando la diferencia de potencialentre un electrodo insertado en la célula(electrodo de medida) y otro situado en elespacio extracelular (electrodo de refe-rencia). Estos electrodos están formadospor una micropipeta de vidrio rellena deuna solución salina concentrada y con unhilo conductor introducido en su interior(Fig. 7.2). Cada electrodo está conectadoa un amplificador que envía la señal a unosciloscopio. En la práctica el amplificadorresta, para una diferencia dada de poten-cial, el valor extracelular del intracelular. Elpotencial de membrana de una célula enreposo se denomina potencial de reposo(Vr) y debido a que el potencial del exte-rior de la membrana celular se define comocero, el potencial de reposo es igual alpotencial intracelular (Vi). Normalmente, elpotencial de reposo de las neuronas oscilaentre -60 y -70 mV.

164

Figura 7.1. Distribución de cargas positivas y negativas a ambos lados de la membrana celular.

Electrofisiología de la membrana neuronal

Las neuronas son células excitables y portanto pueden sufrir cambios transitorios enla diferencia de potencial que se registra através de su membrana. Los cambios quellevan al potencial de membrana a un valormenos negativo que su valor en reposo se denominan despolarizaciones y loscambios que hacen que el potencial demembrana se vuelva más negativo que suvalor de reposo se denominan hiperpolari-zaciones. Estos cambios en la diferenciade potencial de la membrana constituyenseñales que pueden contribuir a la comu-nicación intraneuronal. Son señales de estetipo los potenciales locales y los poten-ciales de acción. Los potenciales locales oelectrotónicos son respuestas pasivas dela membrana neuronal, por ejemplo, lashiperpolarizaciones y las pequeñas despo-larizaciones subumbral. Si la despolariza-ción alcanza un determinado valor umbralse genera un potencial de acción, unaseñal que puede ser propagada a grandesdistancias.

Las variaciones en el potencial eléctrico delas neuronas se deben a la existencia decanales iónicos o poros que dotan a lamembrana de una permeabilidad selectivaa determinados iones. Los canales iónicosse pueden clasificar en dos grupos o cate-

gorías: canales pasivos y canales activoso regulados. Los canales iónicos pasivosson aquellos que siempre se encuentranabiertos y son los principales responsablesde mantener el potencial de membrana enreposo y de las respuestas pasivas de lamembrana neuronal. En cambio, loscanales iónicos activos o regulados seencuentran cerrados en la situación dereposo y se abren y cierran como conse-cuencia de un cambio en el potencial demembrana (canales iónicos dependientesde voltaje) o por la unión de una determi-nada sustancia química (canales iónicosdependientes de ligando). Estos canalesregulados son los responsables de lascorrientes activas que generan el potencialde acción.

Potencial de equilibrio

Los potenciales electroquímicos son labase de todos los fenómenos eléctricosque tienen lugar en una célula y por tanto,el potencial de reposo, los potencialessinápticos y el potencial de accióndependen de ellos. Los potenciales elec-troquímicos se deben a dos característicasesenciales de toda célula, la existencia de

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Figura 7.2. Dispositivo de registro del potencial de membrana.


una diferencia de concentración iónicaentre el citoplasma y el medio extracelular(Tabla 7.1) y la presencia de canalesiónicos de permeabilidad selectiva en lamembrana plasmática. Estos potencialessurgen de la combinación de una fuerzaeléctrica o diferencia de potencial a travésde la membrana y una fuerza química ogradiente de concentración iónica.

Imagínese un experimento en el que unamembrana que separa dos compartimentossea permeable sólo para los iones K+ (Fig.7.3A). Considérese una situación inicial talque en ambos compartimentos exista unamisma concentración de cloruro potásico([KCl]a=[KCl]b). En esta situación el flujoneto de iones K+ a través de la membranasería cero y los electrodos insertados encada compartimento no registrarán voltajealguno a través de la membrana. Si en estemomento se introduce una mayor concen-tración de KCl en el compartimiento a([KCl]a>[KCl]b), se produce un flujo neto deiones K+ a favor del gradiente de concen-tración, es decir, desde el compartimientode mayor concentración (a) al de menor(b). A medida que los iones K+ pasan alcompartimiento b se origina una aumentode carga positiva en este último y se esta-blece una diferencia de potencial eléctricoa través de la membrana. En ese instantedos fuerzas actúan sobre el K+. Por un

lado, el gradiente de concentración haceque los iones fluyan por difusión desde elcompartimiento de mayor concentración (a)al de menor (b). Por otro lado, la acumu-lación de cargas positivas del comparti-miento b produce una fuerza eléctrica derepulsión de iones K+ hacia el comparti-miento a. Cuando la fuerza eléctrica quedesplaza los iones de K+ hacia el compar-timento a se iguala con la fuerza químicaque difunde los iones hacia el comparti-mento b, el flujo neto de K+ a través de lamembrana es cero. En este preciso instantese dice que el K+ se encuentra en equili-brio electroquímico y la diferencia de poten-cial resultante se denomina potencial deequilibrio para el K+.

El potencial de equilibrio para cualquier iónpuede calcularse a partir de la ecuaciónformulada a finales del siglo XIX por elalemán Walter Nernst (Cuadro 7.1). Laecuación de Nernst tiene en cuenta lacarga del ión, la temperatura y las concen-traciones de los iones a ambos lados dela membrana. En la Tabla 7.1 se muestranlos valores del potencial de equilibrio (enmilivoltios) para los iones implicados en elpotencial de reposo de una neurona.

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Tabla 7.1. Concentraciones iónicas a ambos lados de la membrana neuronal en el axón gigante del calamar.

Electrofisiología de la membrana neuronal 167

Figura 7.3. Establecimiento del equilibro electroquí-mico en una membrana de permeabilidad selectiva. A.Una membrana permeable sólo a los iones K+ separados compartimentos (a y b) con la misma concentra-ción de KCl. B. Si se aumenta la concentración deKCl en el compartimento a, el gradiente químico pro-mueve la difusión de iones K+ hacia el compartimen-to b. C. El aumento de cargas positivas en el compar-timento b genera una fuerza eléctrica que se opone algradiente de concentración, y finalmente se estableceun equilibrio entre la fuerza química y la eléctrica queproduce un flujo neto de iones igual a cero.

Cuadro 7.1. La ecuación de Nernst

La ecuación de Nernst predice el valor delpotencial de membrana correspondiente ala situación de equilibrio de cualquier espe-cie iónica si la membrana fuese permeablesólo a ese ión. Cuando un ión se encuentraen la situación de equilibrio las fuerzas quí-micas y eléctricas que actúan sobre él soniguales y opuestas, por tanto, no existe unflujo neto del mismo a través de la mem-brana neuronal. La fórmula para determinarel potencial de equilibrio para un determi-nado ión es la siguiente:

Ex= ·1n

donde, Ex = potencial de equilibrio iónico,R= constante de los gases T= temperaturaabsoluta (en grados Kelvin), z= valenciadel ión, F= constante de Faraday, [x]e=concentración iónica externa, y [x]i= con-centración iónica interna.

Obsérvese cómo el potencial de equilibriode un ión es directamente proporcional a latemperatura (T) e inversamente proporcio-nal a la carga del ión (z). Dado que R y Fson valores constantes, si tomamos la tem-peratura corporal como 37ºC, la ecuaciónde Nernst para los iones K+, Na+, Cl- yCa2+ se simplifica de forma que sólo nece-sitamos conocer las concentraciones ióni-cas a cada lado de la membrana.

EK = 61.54 mV log [K+]e / [K+]i

ENa = 61.54 mV log [Na+]e / [Na+]i

ECl = -61.54 mV log [Cl-]e / [Cl-]i

R·TZ·F

[x]e[x]i


Flujo de iones en situación de reposo

Las membranas de las neuronas, graciasa sus canales pasivos, son permeables alos iones Na+, K+ y Cl-. Sin embargo, losgrandes aniones orgánicos como losaminoácidos y las proteínas son incapacesde atravesar la membrana celular. A conti-nuación se estudia cómo los potencialeseletroquímicos de los iones Na+, K+ y Cl-

contribuyen a mantener el potencial dereposo de la membrana neuronal.

En la situación de reposo, el potencial demembrana se encuentra muy cercano alpotencial de equilibrio del ión Cl- (-60mV),por tanto, la fuerza química y la eléctricaestán igualadas y el ión Cl- tiene un flujoneto cero (Tabla 7.1 y Fig 7.4).

En cambio, en una neurona en reposoexiste un flujo neto de iones K+ hacia fuerade la célula como resultado del gradientede concentración y de la diferencia depotencial a través de la membrana. Elgradiente químico arrastra al K+ hacia elexterior de la célula ya que su concentra-ción es mayor en el citoplasma que en ellíquido extracelular (Tabla 7.1). Sin

embargo, como el valor del potencial demembrana en reposo es de aproximada-mente –60 mV y el ión K+ tiene carga posi-tiva, existe una fuerza eléctrica que empujaa los iones K+ hacia el interior celular.Como la fuerza ejercida por el gradientequímico es mayor que la ejercida por elpotencial eléctrico, los iones K+ tienden asalir de la célula en la situación de reposo(Fig. 7.4).

En el caso del Na+ existe una fuerzaquímica que empuja a los iones hacia elinterior (la concentración de Na+ es mayoren el líquido extracelular que en el cito-plasma) y una fuerza eléctrica que tambiénlo arrastra hacia el interior celular (el poten-cial de reposo es de –60mV y el ión tienecarga positiva). Como resultado de estasdos fuerzas el Na+ fluye desde el exteriorhacia el interior celular (Fig. 7.4).

El flujo de iones de K+ (hacia el exteriorcelular) y de Na+ (hacia el interior) modi-fica los gradientes electroquímicos de estosiones y, por tanto, el potencial demembrana en reposo. Para compensar estasituación y mantener estable el potencialde reposo, la célula dispone de bombasiónicas capaces de desplazar cargas encontra de gradiente.

168

Figura 7.4. Flujo de los iones K+, Na+ y Cl- a través de la membrana neuronal en situación de reposo.


Papel de la ATPasa Na+-K+ enel potencial de reposo

El mantenimiento de los gradientes deconcentración iónicos se debe a la actua-ción de la bomba de Na+-K+ dependientede ATP también denominada ATPasa Na+-K+. Esta bomba es una proteína de lamembrana celular que desplaza a los ionesNa+ y K+ en contra de sus respectivosgradientes de concentración con gasto deenergía en forma de ATP. En la parte intra-celular de esta proteína existen sitios deunión para el ATP y el Na+. Cuando seunen tres iones Na+ y una molécula deATP (Fig. 7.5A) se produce la desfosforila-ción del ATP. La energía liberada por elATP produce un cambio conformacional enla proteína, liberándose los iones Na+ alespacio extracelular (Fig. 7.5B). En este

momento se unen a la proteína dos ionesK+ del espacio extracelular (Fig. 7.5C) y sevuelve a producir un cambio conforma-cional que libera los iones de K+ al interiorcelular (Fig. 7.5D). Así, en cada uno de losciclos, esta bomba introduce en la neuronados iones K+ y saca tres iones Na+ encontra de gradiente, a la vez que hidrolizauna molécula de ATP. Este flujo desigualde iones provoca una corriente iónica netahacia fuera, motivo por el cual se dice quela bomba es electrógena. El flujo diferen-cial de carga hacia el exterior provocadopor la ATPasa Na+ - K+ es el responsablede que la membrana neuronal esté algomás hiperpolarizada de lo que lo estaría sisólo participaran en el mantenimiento delpotencial de reposo los mecanismos dedifusión pasiva.

169

Figura 7.5. Bomba ATPasa Na+-K+. A. En la primera etapa del ciclo tres iones Na+ y una molécula de ATP se unena la parte intracelular de la bomba. B. La hidrólisis de la molécula de ATP provoca un cambio conformacional quepermite la liberación, en contra de gradiente, de los iones Na+ al exterior celular. C. A continuación, se unen dosiones K+ en la parte extracelular de la bomba. D. Un nuevo cambio de conformación en la proteína provoca la libe-ración, en contra de gradiente, de los iones K+ y del grupo fosfato volviendo la bomba al estado inicial.


Contribución de los diferentes iones alpotencial de membrana en reposo

Como hemos visto anteriormente, el poten-cial de equilibrio para un ión es el poten-cial de membrana para el cual ese iónpermanece en equilibrio si la membrana espermeable selectivamente a dicho ión. Sinembargo, hay que tener en cuenta que lasneuronas no son permeables a un solo tipode ión. Considérese una membrana que esimpermeable a una determinada especieiónica. En esta situación el potencial deequilibrio del ión en cuestión no determinacambios en el potencial de membrana. Dela misma forma, si una membrana esmenos permeable para un ión A que paraun ión B, el primero tendrá menos efectosobre el potencial de membrana que elsegundo. La permeabilidad de lamembrana durante el potencial de reposodepende de la densidad de canalespasivos, de modo que a mayor número decanales pasivos para un determinado ión,más permeable será la membrana para elmismo. La conductancia (g), por otra parte,se refiere a la capacidad de la membranapara conducir la corriente eléctrica o el flujoreal de iones a través de la membranacelular y se mide en siemens (S). Laconductancia no sólo depende de la perme-abilidad de la membrana sino también delgradiente de concentración de los iones.De hecho, si no existe un determinadogradiente de concentración, no se daráflujo de iones a través de los canalespasivos. En condiciones fisiológicas, lapermeabilidad y la conductancia tienen elmismo valor.

David E. Goldman elaboró la siguienteecuación mediante la cual se puedecalcular el potencial de membrana enfunción de la permeabilidad relativa y laconcentración de cada especie iónica:

Ecuación de Goldman

donde, Vm es el potencial de membrana,R la constante de los gases, T la tempe-ratura (en grados Kelvin), F la constante deFaraday, Px la permeabilidad para el ión x,y [X]e y [X]i las concentraciones extrace-lular e intracelular del ión x.

Según esta ecuación, cuanto mayor es lapermeabilidad de la membrana y elgradiente de concentración para unaespecie iónica dada, más importancia tieneésta en la determinación del potencial demembrana. Por tanto, la influencia de cadaespecie iónica en el potencial de membranadepende de su conductancia. Alan Hodgkiny Bernard Katz, aplicando sistemática-mente la ecuación de Goldman al estudiode los mecanismos iónicos de los poten-ciales de la membrana neuronal, compro-baron que el potencial de reposo dependefundamentalmente de los iones K+ ya quela permeabilidad relativa de la membrananeuronal en reposo es elevada para el K+,baja para el Na+ y nula para el Cl-.Tomando en consideración estos datospodemos analizar por qué motivo el poten-cial de membrana en reposo tiene un valorde aproximadamente –60 mV. Hay quetener en cuenta que el K+ es la especieiónica que más contribuye al potencial demembrana en reposo por lo que es normalque el valor del potencial de reposo estécercano del potencial de equilibrio paraeste ión (-75 mV). Sin embargo, hay queconsiderar que el Na+, aunque en menorproporción, también contribuye al potencialde reposo por lo que el valor del potencialde membrana en reposo debe estar algodesplazado hacia el valor del potencial deequilibrio para el Na+ (+55 mV). Conrespecto al Cl- se puede decir que sucontribución es prácticamente nula ya queestá casi en equilibrio electroquímico en lasituación de reposo.

170

Vm= lnPK[K+]e +PNa[Na+]e +PCl[Cl-]iPK[K+]i +PNa[Na+]i +PCl[Cl-]e

RT

F


TRANSMISIÓN LOCAL DE SEÑALES

No todos los cambios que se dan en elpotencial de reposo provocan la aperturade los canales de membrana regulados porvoltaje. Las variaciones del potencial de

membrana que no provocan la apertura deeste tipo de canales generan los denomi-nados potenciales locales. Estos poten-ciales constituyen respuestas de lamembrana neuronal que se producen poruna estimulación subumbral y que sepropagan, de forma decreciente, gracias alas propiedades eléctricas pasivas de

171

Cuadro 7.2. El circuito eléctrico equivalente de la membrana neuronal

La membrana plasmática de una neurona puede representarse como un circuito eléctrico en el queexisten una serie de resistencias, baterías y un condensador. Las resistencias representan los distin-tos canales iónicos que permiten el paso de una determinada corriente iónica, las baterías represen-tan los gradientes de concentración existentes para las especies iónicas de interés y el condensadorestá representado por la propia membrana, ya que al ser impermeable para los iones es capaz deacumular una determinada separación de cargas. Este modelo es denominado circuito eléctricoequivalente.

El hecho de que exista un número limitado de canales limitado hace que el paso de carga tambiénsea limitado. En términos eléctricos la estructura que permite el paso de carga pero dificultándolose denomina resistencia. Por este motivo en el circuito eléctrico equivalente los canales de Na+, K+

y Cl- pueden representarse como un conductor o resistencia conectada en serie a una batería. Labatería en cuestión tiene una determinada fuerza electromotora que está determinada por el poten-cial de Nernst. Para que el circuito equivalente de la neurona sea más preciso hay que añadir ungenerador de corriente que está representado por la ATPasa Na+ - K+. Esta bomba compensa deforma activa el flujo de iones que existe en la situación de reposo puesto que introduce iones K+ yextrae iones Na+ en contra de gradiente. Se puede decir pues, que la ATPasa Na+ - K+ funcionacomo un generador de corriente debido a que mantiene el gradiente de concentración. Por último,para completar el circuito equivalente hay que representar la membrana neuronal como un conden-sador. El condensador tiene como propiedad la capacidad de acumular y separar cargas cuando exis-te una diferencia de potencial entre las superficies del mismo (la diferencia de potencial es propor-cional a la carga almacenada). A esta capacidad para almacenar cargas se le denomina capacitanciay se mide en faradios (F).

Circuito eléctrico equivalente. C, capacitancia de membrana; E, potencial de equilibrio; g, conductanciaiónica; I, intensidad de corriente.


membrana (también denominadas propie-dades de cable o electrotónicas). Estaspropiedades se pueden interpretar teniendoen cuenta que la membrana actúa comoun circuito resistencia-condensador(Cuadro 7.2). Las propiedades eléctricaspasivas de la membrana son importantesporque definen la respuesta única y carac-terística de cada célula ante un determi-nado estímulo.

Propiedades eléctricas pasivas

Las neuronas tienen tres propiedades eléc-tricas pasivas que son fundamentales enla transmisión local de señales: la resis-tencia de la membrana en reposo, la capa-citancia de la membrana y la resistenciaaxial intracelular a lo largo de los axonesy las dendritas. Estas propiedades deter-minan la amplitud y la duración del cambioen el potencial de membrana provocadopor la estimulación y, además, influyen enla velocidad de conducción del impulsonervioso a través del axón.

Resistencia de la membrana

La resistencia de la membrana neuronaldetermina el grado de despolarización ehiperpolarización de la célula en respuestaa una entrada de corriente estable. Así, lainyección de cargas negativas en el somade una neurona produce un aumento en ladiferencia de voltaje a través de lamembrana, haciendo más negativo el inte-rior celular (Fig. 7.6). Existe, por tanto, unarelación lineal entre la cantidad de cargasintroducidas y la hiperpolarización de lamembrana. Esta relación entre la corrienteinyectada y el voltaje define la resistenciade entrada en la neurona. Del mismo modo,existe una relación entre las cargas posi-tivas inyectadas y la despolarización de lamembrana (Fig 7.6). Sin embargo, comoveremos en el apartado siguiente, estarespuesta puramente resistiva a la entrada

de cargas positivas, se da en unos valoresde voltaje determinados, ya que la inyec-ción de una corriente positiva de granmagnitud puede provocar una despolariza-ción que supere un determinado umbral ydispare un potencial de acción. El grado dedespolarización o hiperpolarización provo-cado por la inyección de cargas vienedeterminado por la ley de Ohm:

ΔV=I·Ren

donde ΔV representa el incremento devoltaje, I la intensidad de corriente y Ren laresistencia de entrada.

La resistencia de entrada a la corrientedepende del número de canales pasivospor unidad de área de membrana y deltamaño de la célula. Por ello, las neuronaspueden presentar una resistencia deentrada diferente y responder diferencial-mente a un mismo estímulo. Para compararlas propiedades de la membrana deneuronas diferentes se utiliza la resistenciade una unidad de área de membrana oresistencia específica de membrana (Rm).La resistencia específica de membrana semide en Ω.cm2 y depende tanto del númerode canales por centímetro cuadrado demembrana como de la conductancia de lamisma.

Para conocer la resistencia total de entradade corriente en la célula (Ren), la resis-tencia específica de membrana (Rm) debeser dividida por el área de la membranacelular:

Ren=

Capacitancia de la membrana

La magnitud de los cambios de voltaje enrespuesta a una corriente se ajustan alfuncionamiento de una resistencia pero laduración de los cambios no. En estesentido, los cambios de voltaje de la célulaocurren de forma más lenta que el cambio

172

Rm

4πr2


gradual de corriente (Fig. 7.7). Estapropiedad eléctrica pasiva es una conse-cuencia de la capacitancia de la membrana.Es decir, el hecho de que la membrananeuronal sea capaz de separar una deter-minada cantidad de cargas y actúe comoun condensador hace que el cambio devoltaje sea más lento que el cambio decorriente. El voltaje a través de un conden-sador es proporcional a la carga almace-nada, así pues:

V=

donde Q es la carga en culombios (C) y Cla capacitancia en faradios (F). Para modi-ficar el voltaje que existe a través de uncondensador hay que añadir o retirar carga:

ΔV=

Como el cambio de carga (ΔQ) es el resul-tado del flujo de corriente a través delcondensador (Ic ) y teniendo en cuenta quela corriente es el flujo de carga por unidadde tiempo (Ic=ΔQ/Δt) se puede definir elcambio de voltaje a través del condensadorcomo:

ΔV= Ic

Por tanto, se puede afirmar que el cambiode voltaje a través de la membranadepende de la duración de la corriente yaque es necesario un determinado periodode tiempo para que la carga se deposite yelimine a ambos lados de la membrana.La capacitancia depende del área delcondensador, del medio de aislamiento yde la distancia entre las placas del conden-sador. Dada las características similares detodas las membranas celulares, la capaci-tancia de entrada específica para lasneuronas (Cm) tiene el mismo valor apro-ximado para todas las neuronas y es delorden de 1 μF/cm2 de membrana. La capa-citancia de entrada total se calcula multi-plicando la capacitancia específica deentrada por el área total de la célula. Parauna neurona esférica la capacitancia deentrada total (Cen) se calcula según laecuación:

Cen= Cm(4πr2)

Si se representan las propiedades eléc-tricas de la neurona en un circuito eléctricoequivalente, la resistencia (canales iónicos)y el condensador de la neurona (membranacelular) se encuentran en paralelo debidoa que la corriente puede cruzar lamembrana neuronal tanto por las resisten-

173

QC

ΔQC

ΔtC

Figura 7.6. Relación entre la amplitud de la corriente inyectada y los cam-bios producidos en el potencial de membrana. El aumento de la amplitud delos pulsos de corriente positivos y negativos provoca cambios proporcionalesy simétricos en el potencial de membrana.


cias como por el condensador (véaseCuadro 7.2). La corriente que cruza lamembrana a través de las resistencias(canales iónicos) recibe el nombre decorriente de membrana iónica (Ii). Lacorriente transportada a través del conden-sador y que cambia la carga neta almace-nada en la membrana recibe el nombre decorriente de membrana capacitativa (Ic). Sepuede definir la corriente total (Im) quecruza la membrana como la suma de lacorriente iónica (Ii) y la corriente capacita-tiva de membrana (Ic):

Im = Ii+Ic

Como la membrana tiene propiedades deresistencia y capacitancia, la representa-ción del cambio del potencial de membranaen el tiempo muestra una combinación deuna respuesta que es puramente resistivay una respuesta puramente capacitativa. Elcambio del voltaje a través de membranaen el tiempo puede definirse con la

siguiente ecuación:

ΔV(t)= Im·Ren (1-e-t/τ)

donde τ representa la constante de tiempode la membrana y se define como el tiemponecesario para modificar el potencial demembrana el 63% de su valor final (Fig.7.7). La constante de tiempo se calculamediante el producto de la resistencia a laentrada de corriente por la capacitancia demembrana:

τ= Ren·Cen

Resistencia axial de las dendritas y losaxones

Hasta aquí sólo se han tenido en cuentalos efectos de las propiedades pasivas demembrana en el soma neuronal, sinembargo, también hay que considerar losefectos que tienen estas propiedades en latransmisión de señales a lo largo de lasdendritas y axones. Cuando una estimula-ción subumbral provoca un potencial localen una dendrita o un axón, esta señal viajade forma decreciente, es decir, la amplituddel potencial disminuye con la distanciarecorrida y con el tiempo (Fig. 7.8). Estefenómeno se debe a que el citoplasma delas dendritas ofrece una resistencia al flujolongitudinal de corriente debido a supequeña sección y a las colisiones que ensu camino sufren los iones con otras molé-culas. Por tanto, cuanto mayor sea ladistancia a recorrer mayor será la resis-tencia ya que los iones colisionarán conmás moléculas. Por el contrario, cuantomayor sea el diámetro del citoplasma deuna prolongación neuronal (Fig 7.8), menorserá la resistencia que encontrarán losiones, debido al aumento de transporta-dores de cargas (canales pasivos). Laresistencia axial (ra) del citoplasma depen-derá por tanto, de la resistencia específicadel citoplasma (ρ) medida en Ω·cm y de la sección transversal de la dendrita deradio r.

ra=

174

Figura 7.7. La capacitancia de la membrana determi-na un cambio en el potencial de membrana más lentoque el cambio de corriente. La figura de arriba mues-tra los componentes iónico (Ii) y capacitativo (Ic) dela corriente total de membrana (Im). El gráfico infe-rior muestra el cambio del potencial de membrana enrespuesta a un pulso de corriente. El tiempo transcu-rrido hasta alcanzarse el 63% del cambio total en elvoltaje se conoce como constante de tiempo de lamembrana (τ).

ρπr2


En resumen, se puede afirmar que comoconsecuencia de la resistencia ofrecida porel citoplasma celular, el cambio de voltajedisminuye exponencialmente con ladistancia. Esta reducción puede expresarsemediante la siguiente ecuación:

ΔV(x)= ΔV0·e-x/λ

donde ΔV(x) es el cambio en el potencialde membrana producido por la corriente através de la región de la membrana en laposición x, λ representa la constante deespacio de la membrana, x la distancia yΔV0 el cambio del potencial de membranaproducido por el flujo de corriente en ellugar de la inyección.

La constante de espacio (λ) se define comola distancia desde el lugar de entrada dela corriente hasta el lugar en el que elcambio de potencial ha disminuido hasta el37% de su valor inicial. La constante deespacio se calcula a partir de la resistenciade membrana (rm, en unidades de Ω.cm)y la resistencia axial por unidad de longitudde la dendrita (ra, en unidades de Ω/cm).

λ=

Por tanto, cuanto mayor sea la resistencia

de la membrana de la prolongación (rm) ycuanto mejor sean las propiedades conduc-toras del citoplasma (es decir, cuanto másbaja sea ra), mayor será la constante delongitud de la dendrita y por tanto, lacorriente será capaz de propagarse adistancias más largas (Fig 7.8).

EL POTENCIAL DE ACCIÓN

Las neuronas poseen dos polos perfecta-mente diferenciados: el polo receptor y elpolo efector. El polo receptor recibe yprocesa información que proviene de otrasneuronas y está constituido por el árboldendrítico y el soma celular. Este poloculmina en el segmento inicial del axón ocono axónico, que se caracteriza porpresentar una alta concentración decanales iónicos regulados por voltaje. Elcono axónico es la zona responsable de laintegración final de todas las señales eléc-tricas que recibe la neurona. Por otro lado,el axón y sus botones terminales consti-tuyen el polo efector y transmiten la infor-mación procedente del soma celular a otraspoblaciones neuronales. La distancia exis-tente entre el polo receptor y el polo efectoren las diferentes neuronas del sistemanervioso es muy variable. En función deesta distancia, la propagación de la infor-mación neuronal se lleva a cabo de unmodo u otro. Si la distancia es pequeña(menor de 1 mm), los potenciales localesson suficientes para la transmisión de lainformación. En cambio, en la transmisiónde señales a larga distancia entra en juegoel potencial de acción, una señal eléctricaactiva cuya amplitud no decrece en su viajea lo largo del axón.

Corrientes iónicas en el potencial de acción

El potencial de reposo de una célula

175

Figura 7.8. El voltaje que se propaga por una prolon-gación neuronal decae exponencialmente con la distan-cia recorrida. Obsérvese que las ramas neuronales demás diámetro presentan una constante de espacio (λ)mayor.

rmra


nerviosa puede ser modificado por deter-minados acontecimientos. Si los cambiosson de pequeña amplitud, se generan losdenominados potenciales locales, cuyapropagación depende de las propiedadeselectrotónicas o pasivas de la membrana.En cambio, si ocurre una despolarizacióntal que se supere un determinado valor

umbral se genera un potencial de acción,fenómeno en el que participan los canalesiónicos regulados por voltaje o canalesactivos. Por este motivo estas respuestasson conocidas como respuestas activas dela membrana.

Los primeros estudios sobre la excitabi-lidad de la membrana neuronal se llevarona cabo en el calamar Loligo. Este animalpresenta un par de ganglios nerviososestrellados, de cada uno de los cualesparte un nervio de un tamaño considerable,denominado axón gigante del calamar yque constituye un buen modelo para elestudio del potencial de acción.

Usando este modelo, Hodgkin y Huxleydemostraron en 1939 que el paso delpotencial de acción por el axón gigante eraconcomitante con un aumento en laconductancia iónica de la membrana. Esteresultado mostraba por primera vez que elpotencial de acción estaba determinadopor cambios en el flujo de los iones através de los canales de la membrana.Además, pusieron de manifiesto quedurante el potencial de acción el valor delpotencial de membrana no sólo alcanza elcero sino que incluso se vuelve positivo(Fig. 7.9). Años más tarde, Hodgkin y Katzdemostraron que la amplitud del potencialde acción disminuye cuando se elimina elNa+ extracelular o se sustituye por uncatión incapaz de atravesar la membrana,por ejemplo la colina. Estos datos llevarona la formulación de la hipótesis del sodio

176

Figura 7.9. Dispositivo usado por Hodgkin y Huxley para el registro del potencial de acción en el axón gigantedel calamar.

Figura 7.10. Experimento de fijación de voltaje paraseparar en el curso temporal las corriente de entrada yla de salida. La gráfica superior muestra la fijación delpotencial de membrana mediante la aplicación de unpulso despolarizador. La gráfica inferior muestra lacorriente total (Itotal) registrada en agua de mar normal.El registro de la corriente a través de la membrana enagua de mar con una baja concentración de Na+ mues-tra que la corriente tardía se debe a la salida de iones K+

(IK+). La diferencia entre la corriente total y la corrien-te de potasio indica el curso temporal de la corrientetemprana de sodio (INa+). Modificado de Hodgkin yHuxley (1952).


que sugiere que la gran despolarizaciónque se produce en la neurona durante unpotencial de acción se debe al flujo masivode iones de Na+ desde el espacio extra-celular al espacio citoplasmático, es decir,se debe a un aumento en la conductanciade la membrana para los iones Na+.

Hodgkin y Huxley identificaron, en el axóngigante del calamar, los mecanismosiónicos que subyacen al potencial de acciónempleando la técnica de fijación de voltaje(Cuadro 7.3). Esta técnica permite medirlos cambios en la conductancia paradistintos iones sin afectar al potencial demembrana, que se encuentra fijo en unvalor determinado. Esta estabilidad en el

potencial de membrana se consigue apli-cando, mediante un electrodo conectado aun generador, una corriente igual y opuestaa la que circula por los canales demembrana sensibles al voltaje. Como resul-tado de estos experimentos, Hodgkin yHuxley propusieron que durante el poten-cial de acción se pueden distinguir a travésde la membrana una corriente iónicatemprana de entrada y una corriente iónicatardía de salida (Fig. 7.10). Sin embargo,el hecho de que las corrientes de entraday salida se solapen en el tiempo hace difícildeterminar sus características. Paraseparar ambas corrientes iónicas puedenutilizarse agentes químicos que bloqueanselectivamente los canales iónicos de Na+

177

Cuadro 7.3. La técnica de fijación de voltaje

La técnica de fijación de voltaje (voltageclamp) fue desarrollada a mediados del siglopasado por Kenneth Cole y utilizada años mástarde, por Alan Hodgkin y Andrew Huxley,para realizar una serie de experimentos quetuvieron como resultado la descripción de losmecanismos iónicos responsables del poten-cial de acción.

Básicamente, la técnica consiste en introducirun par de electrodos en el axón de modo queuno de ellos registre la diferencia de potenciala través de la membrana y el otro inyectecorriente. Estos dos electrodos están conecta-dos con un circuito que compara el voltaje demembrana con el deseado por el experimenta-dor. De este modo, siempre que estos dosvalores difieran, se pone en marcha un circui-to de retroalimentación que provocará lainyección de corriente en el axón de la célulahasta el momento en el que el valor del poten-cial de membrana y el marcado por el experi-mentador coincidan. Este ciclo continuo demedida e inyección de corriente tiene comoresultado la fijación del potencial de membrana en un valor estable en el tiempo definido por elexperimentador. En todo este proceso, los canales iónicos activos de la membrana se abren y cie-rran dependiendo del voltaje fijado. La corriente eléctrica que fluye a través de los canales es con-trarrestada por la inyectada mediante el electrodo de corriente. De esta forma es posible conocer lacorriente iónica que fluye a través de la membrana en cada instante. Mediante esta técnica es posi-ble evaluar la dependencia del voltaje de las distintas corrientes iónicas, la cinética y el curso tem-poral de las mismas.


o de K+ regulados por voltaje (Fig. 7.11).En este sentido, se ha observado que laaplicación de tetrodotoxina (TTX) al medioextracelular suprime la corriente de entradatemprana que se da en el potencial deacción. Dado que la tetrodotoxina es unagente que bloquea los canales de Na+

dependientes de voltaje, se puede inferirque el flujo de corriente inicial en el poten-cial de acción se debe a la entrada deiones de Na+. Asimismo, el efecto de la

aplicación de un agente que bloquea loscanales de K+ dependientes de voltaje, eltetraetilamonio (TEA), permite inferir que lacorriente tardía es debida a la salida deiones K+. Por tanto, aunque ambos tiposde canales se abren ante un estímulodespolarizante, difieren en su velocidad deapertura y su respuesta a la despolariza-ción prolongada.

Fases del potencial de acción

Durante el desarrollo de un potencial deacción se pueden distinguir cuatro fasesque se asocian a determinadas corrientesiónicas. Estas fases son: descarga delcondensador, despolarización, repolariza-ción y posthiperpolarización (Fig. 7.12).

Fase de descarga del condensador

Como se ha expuesto anteriormente, lamembrana neuronal actúa como uncondensador que separa cargas eléctricas.En el inicio de un potencial de acción,concretamente en el instante que antecedea la apertura de los canales de Na+ depen-dientes de voltaje, tiene lugar en lamembrana neuronal un desplazamientolateral de carga a través de circuitoslocales. Este movimiento local de cargasprovoca una descarga del condensadordebida a una corriente de salida, denomi-nada corriente capacitativa. Esta corrientepuede tener diferentes orígenes (propaga-ción de un potencial de acción, origensináptico o experimental, por ejemplo lainyección de pulsos de corriente). Tras ladescarga del condensador, siempre que sealcance un umbral determinado, denomi-nado umbral de excitación, se produce eldisparo del potencial de acción.

Fase de despolarización

Una vez alcanzado el umbral de excitaciónse inicia la fase de despolarización. Lasuperación del umbral de excitación

178

Figura 7.11. Separación de las corrientes iónicas queparticipan en el potencial de acción mediante el blo-queo selectivo de canales regulados por voltaje. A.Flujo de corriente iónica a través de la membrana celu-lar ante diferentes niveles de fijación de voltaje en

ausencia de fármacos. B. Corriente de K+ tregistrada

tras el bloqueo de los canales de Na+ dependientes devoltaje mediante el empleo de tetrodotoxina (TTX). C.Corriente de Na+ observada tras la aplicación de tetra-etilamonio (TEA), agente que bloquea selectivamente

los canales de K+ dependientes de voltaje y suprime la

corriente tardía de salida de iones K+. Modificado deHille (1977).


provoca la apertura de los canales de Na+

regulados por voltaje, produciéndose unaentrada masiva de Na+ en el interior celulary, por tanto, el incremento de la despolari-zación. Así pues, la fase de despolariza-ción se caracteriza por la existencia de unacorriente de entrada de iones Na+. En elmomento que los canales de sodio seabren, se inicia un ciclo de retroalimenta-ción positiva que se conoce con el nombrede Ciclo de Hodgkin (Fig. 7.13). Este buclefunciona de tal manera que llega incluso ahacer electropositiva la cara interna de lamembrana. Alcanzado un determinado

momento, el ciclo de Hodgkin deja defuncionar debido a los siguientes motivos:

• Inactivación de los canales de Na+ regu-lados por voltaje. Este tipo de canales secaracterizan por inactivarse una vez trans-currido un breve periodo de tiempo desdesu apertura, independientemente de quela célula siga despolarizada (Cuadro 7.4).

• Caída de la fuerza eléctrica que arrastraa los iones Na+ hacia el interior. A medidaque el Na+ entra en el interior de la célula,el potencial de membrana tiende a igua-larse al potencial de equilibrio del Na+.

179

Figura 7.12. Fases del potencial de acción. En la gráfica superior se muestra el voltaje de membrana durante unpotencial de acción. La gráfica inferior representa los cambios de conductancia para el Na+ (gNa+) y el K+ (gK+). Lacomparación de ambas gráficas permite asociar a cada fase del potencial de acción una corriente iónica determina-da. a, fase de descarga del condensador; b, fase de despolarización; c, fase de repolarización; d, fase de posthiper-polarización; EK+ , ENa+ potencial de equilibrio del potasio y el sodio, respectivamente. Modificado de Hodgkin yHuxley (1952).


• Apertura de los canales de K+ reguladospor voltaje. Pasado un cierto periodo detiempo desde la despolarización inicial,los canales K+ regulados por voltaje seabren permitiendo la salida de iones K+

hacia el exterior celular.

Fase de repolarización

La apertura de los canales de K+ regu-lados por voltaje permite que se genereuna corriente de salida de iones K+ . Estehecho, junto con el cierre de los canalesde Na+, hace que se produzca la repolari-zación de la célula y que la membrana sevuelva de nuevo electronegativa.

Fase de posthiperpolarización

La fase de posthiperpolarización se carac-teriza porque el potencial de membranaalcanza un valor más negativo que el delpotencial de reposo. Esto se debe al retrasocon el que los canales de K+ se cierran,lo que genera una pequeña corriente deescape de iones K+. Durante esta fase, lapermeabilidad de la membrana al K+ esmayor que durante el estado de reposo,por lo que el potencial de membrana se

acerca al valor del potencial de equilibriopara el K+.

Características funcionales del potencial de acción

El potencial de acción posee una serie depropiedades que lo caracterizan y quedeben ser conocidas para comprender elfenómeno completamente.

• El potencial de acción es un proceso todoo nada puesto que una vez superado elvalor umbral de despolarización, el fenó-meno iniciado no puede ser detenido.

• Tras un potencial de acción existe unperiodo de excitabilidad reducida en elque la probabilidad de que se vuelva aoriginar un nuevo potencial de acción esmínima. Este intervalo de tiempo es deno-minado periodo refractario y se divide endos: absoluto y relativo. Se denominaperiodo refractario absoluto al intervalotemporal en el que es imposible que laneurona genere un nuevo potencial deacción, independientemente de la esti-mulación. Este periodo comprende desdeel momento en que se origina el poten-cial de acción hasta aproximadamente untercio de la fase de repolarización y esuna consecuencia directa de la inactiva-ción de los canales de Na+ (Cuadro 7.4).Periodo refractario relativo es aquél en elque la generación de un potencial deacción requiere un estímulo de mayormagnitud de lo normal, puesto que lacélula se encuentra ligeramente hiperpo-larizada. Dentro de este periodo se puededistinguir un periodo refractario relativode excitabilidad supranormal y un periodorefractario relativo de excitabilidad infra-normal, en base a la facilidad con la quees posible inducir un nuevo potencial deacción.

• El potencial de acción viaja por el axón

180

Figura 7.13. Ciclo de Hodgkin. El ciclo comienzacon una despolarización de la membrana. Una vezsuperado el umbral, los canales de Na+ regulados porvoltaje se abren, iniciándose un ciclo de retroalimen-tación positiva responsable de la fase de ascenso delpotencial de acción. La línea discontinua indica ellugar en el que el ciclo puede ser interrumpido.

sin decrecer. A diferencia de lo que ocurrecon los potenciales locales o electrotó-nicos, el potencial de acción se regeneracada vez que se alcanza el umbral deexcitación en el segmento de membranasituado por delante del punto deocurrencia de la señal (Cuadro 7.5). Estapropagación es unidireccional, ya que elpotencial de acción no puede regresar a

una zona anterior porque ésta seencuentra en periodo refractario debido ala inactivación de los canales de sodio.

• En el potencial de acción se producencambios en la conductancia iónica pero,a diferencia de lo que ocurre con lospotenciales locales, los canales impli-cados en la generación del potencial de


Cuadro 7.4. El canal de Na+ regulado por voltaje

Los canales de Na+ y K+ sensibles al voltaje descritos por Hodgkin y Huxley en el axón gigante delcalamar también han sido identificados en las neuronas de la mayoría de las especies estudiadas. Enconcreto, la estructura y el funcionamiento del canal de Na+ regulado por voltaje son bastante cono-cidas.

Este canal está formado por una glicoproteína de membrana que debido al diámetro de su poro esaltamente selectiva para el ión Na+. La peculiaridad de este canal consiste en que puede encontrar-se en tres estados diferentes que determinan que el canal se encuentre cerrado, abierto o inactivo(A, B y C, respectivamente). El canal de Na+ regulado por voltaje posee dos compuertas denomi-nadas compuerta m (de activación) y compuerta h (de inactivación). Cuando el potencial de mem-brana tiene un valor de aproximadamente -60mV, el canal se encuentra cerrado debido a que lacompuerta m está cerrada. Al despolarizarse la membrana, el canal de sodio se abre puesto que lavariación en el voltaje provoca un cambio estructural en el canal que tiene como consecuencia laapertura de la compuerta m. Si se mantiene la despolarización y transcurrido un cierto periodo detiempo la compuerta h o de inactivación se cierra por lo que el canal pasa a un estado de inactiva-ción, en el que la célula deja de ser excitable. Por último, cuando la membrana se repolariza se vuel-ve a producir un cambio estructural en el canal que tiene como consecuencia el cierre de la com-puerta m y la apertura de la compuerta h, volviéndose así a la situación original.


acción son canales de Na+ y K+ regu-lados por voltaje, y por tanto, canalesactivos.

• El potencial de acción se produce deforma asimétrica ya que para que seorigine es necesaria una despolarizaciónde la membrana, pero no una hiperpola-rización.

• El potencial de acción no supone gastode energía para la célula. De hecho, elflujo de iones que se produce a través delos canales regulados por voltaje essiempre a favor del gradiente electroquí-mico.

182

Cuadro 7.5. La propagación del potencial de acción

La presión evolutiva ha modelado diferentes mecanismos de propagación del potencial de acciónen los organismos dotados de sistema nervioso. El mecanismo más básico de propagación delimpulso nervioso se denomina conducción continua puesto que, durante todo el proceso, los cana-les de sodio dependientes de voltaje de la membrana axonal se abren y se cierran de forma conti-nua, transmitiendo el impulso nervioso. Ante una despolarización inicial, la entrada de cationeshacia el interior celular y su difusión por el citoplasma inicia una cadena de despolarizaciones que,debido a los periodos refractarios de la membrana recién despolarizada, se transmitirá de forma uni-direccional a lo largo de todo el axón.

Las propiedades pasivas inherentes a la membrana suponen una limitación de la velocidad con quese propaga el potencial de acción. Por ello, durante el transcurso de la evolución, se han ido desa-rrollando diversas estrategias que han permitido optimizar la velocidad de la transmisión nerviosa.Una de estas estrategias consiste en incrementar el diámetro del axón, circunstancia que reduce con-siderablemente la resistencia al flujo de carga. En ese sentido, se puede afirmar que a mayor diá-metro de axón, mayor velocidad de conducción. Sin embargo, esta forma de incrementar la veloci-dad de propagación presenta un grave inconveniente ya que requiere células de gran tamaño y unelevado coste energético.

Sin embargo, la verdadera innovación evolutiva para incrementar la velocidad de conducción tuvolugar paralela al desarrollo de los vertebrados. Básicamente, la estrategia consistió en aislar median-te una sustancia lipídica denominada mielina ciertas regiones del axón. Esta sustancia recubre aintervalos regulares determinadas proyecciones axónicas de los representantes de este grupo zoo-lógico y deja zonas libres de bandas mielínicas, denominadas nódulos de Ranvier, que concentranun gran número de canales iónicos dependientes de voltaje. Cuando se genera un potencial deacción en un axón mielinizado, éste salta de nódulo a nódulo, motivo por el cual, a este tipo de pro-pagación se le denomina conducción saltatoria. Este tipo de conducción, dependiente de la con-ducción electrotónica en las porciones del axón aisladas con mielina, incrementa notablemente lavelocidad de propagación del potencial de acción y constituye una de las estrategias más avanza-das de la propagación del potencial de acción.



Bear, M.F., Connors, B.W., y Paradiso, M.A. (1998). Neurociencia. Explorando elcerebro. Masson-Williams and Wilkins. Madrid. pp. 46-90.

Carlson, N.R. (2002). Fisiología de la conducta. Ariel Neurociencia. Barcelona. pp. 39-81.

Eckert, R., Randall, D., Burggren, W. French, K. y Rusell, R. (2002). Fisiologíaanimal: Mecanismos y adaptaciones. Mc Graw-Hill. Madrid. pp. 101-133.

Hodgkin, A.L. y Huxley A.F. (1952). A quantitative description of membrane currentand its application to conduction and excitation in nerve. Journal of Physiology,(London) 117: 500-544

Kandel, E.R., Schwartz, J.H. y Jessell, T.M. (2001). Principios de Neurociencia.Mc Graw-Hill. Madrid. pp. 125-170.

El capítulo 7 del CD-ROM presenta animaciones y pantallas interactivas para el aprendiza-je de los procesos electrofisiológicos básicos de la membrana neuronal. Se describen lostipos de canales de la membrana, el equilibrio electroquímico, la Ecuación de Nernst, elpotencial de reposo, el funcionamiento de la bomba sodio-potasio, el circuito eléctrico equi-valente de la membrana neuronal, y los mecanismos de generación y propagación delpotencial de acción. El capítulo se complementa con un simulador neuronal que permitemanipular las propiedades de la membrana y los parámetros del estímulo, para facilitar lacomprensión y el aprendizaje de los procesos electrofisiológicos de la membrana neuronal.

El término sinapsis fue utilizado porprimera vez a principios del siglo XX porCharles Sherrington para definir la zonaespecializada de contacto entre neuronasen la que se produce la transmisión deinformación nerviosa. Teniendo en cuentaque una neurona de tamaño medio esta-blece unas 1000 conexiones sinápticas yque un cerebro humano contiene 1011

neuronas, es fácil advertir que nuestrocerebro contiene miles de millones desinapsis. A pesar de lo elevado de la cifra,la evolución ha determinado dos meca-nismos básicos para sustentar el perfectofuncionamiento de semejante red de comu-nicaciones: las sinapsis eléctricas y lassinapsis químicas. En las sinapsis eléc-tricas la corriente iónica se transmite direc-tamente de una célula a otra a través deuniones celulares intercomunicantes. Encambio, en las sinapsis químicas la comu-

nicación entre las neuronas se lleva a cabopor la liberación al espacio o hendidurasináptica de neurotransmisores o sustan-cias químicas que actúan sobre los recep-tores de la neurona postsináptica. En estecapítulo se estudian los mecanismosbásicos que subyacen a la sinapsisquímica y eléctrica, los tipos de receptoresque controlan la apertura de los canalesiónicos de la neurona postsináptica y losprocesos de integración sináptica de lasdistintas señales que recibe una neurona.El conocimiento de los procesos implicadosen la transmisión sináptica resulta de vitalimportancia para la comprensión de losmecanismos de acción de los psicofár-macos y las drogas, los trastornosmentales, las bases neurales del aprendi-zaje y la memoria y, en definitiva, para lacomprensión de todas las funciones delsistema nervioso.

8Transmisión sináptica

185


POTENCIALESSINÁPTICOS

Las sinapsis son uniones especializadasentre los botones terminales de un axón yla membrana de otra neurona. En unasinapsis, se denomina membrana presi-náptica al segmento de membrana locali-zado al final del botón terminal y situadofrente a la membrana de la neurona recep-tora (membrana postsináptica). Al espacioexistente entre ambas membranas se ledenomina espacio sináptico o hendidurasináptica. Durante la transmisión de infor-mación entre dos neuronas, la activacióndel componente presináptico induce uncambio en el potencial de membrana de lacélula postsináptica. En función de que elcambio en el potencial de membrana tiendaa acercarse o alejarse del umbral paragenerar un potencial de acción se habla depotencial postsináptico excitador o inhi-bidor. Si el cambio en el potencial demembrana es una despolarización,aumenta la probabilidad de que seproduzca un potencial de acción por lo queeste cambio se conoce como potencialpostsináptico excitador (PPSE). Por elcontrario, cuando en la célula postsinápticase produce una hiperpolarización dismi-nuye la probabilidad de que se produzcaun potencial de acción y este cambio devoltaje se denomina potencial postsinápticoinhibidor (PPSI).

TIPOS DE SINAPSIS

Las sinapsis se pueden clasificar en eléc-tricas y químicas, en base a sus caracte-rísticas estructurales y funcionales (Tabla8.1). La mayoría de las sinapsis existentesen los vertebrados y las más estudiadas,son de tipo químico, es decir, requieren deuna sustancia química que medie en latransmisión sináptica. Sin embargo, eninvertebrados y en determinadas estruc-turas del sistema nervioso de los verte-brados existen sinapsis eléctricas.Concretamente, este tipo de sinapsis escomún tanto en circuitos que requieren laacción sincronizada de sus neuronas comoen circuitos implicados en respuestas cuyoretraso debe ser mínimo.

Sinapsis eléctricas

En las sinapsis de tipo eléctrico lasmembranas de las células pre y postsi-nápticas están separadas por un espaciomuy estrecho y sus citoplasmas se comu-nican a través de canales especializadosque dejan pasar los iones de una célula aotra. Estos canales reciben el nombre deuniones celulares intercomunicantes ouniones tipo GAP. En las regiones de lasneuronas donde se dan estas uniones seproduce un aplanado de las membranas

186

Tabla 8.1. Características de las sinapsis eléctricas y químicas.

Transmisión sináptica

presináptica y postsináptica que recibe elnombre de unión hendida (Fig 8.1A). Uncanal tipo GAP está formado por doscomponentes simétricos denominadosconexones, que se sitúan respectivamenteen las membranas pre y postsináptica. Losconexones quedan enfrentados de talforma que constituyen un poro o canal debaja resistencia y, por tanto, de alta conduc-tancia, a través del cual las cargas eléc-tricas pueden fluir libremente (Fig. 8.1B yC). La aplicación de un pulso de corrientepositiva en la célula presináptica produceuna despolarización en la célula pre y post-sináptica. Si bien una parte de la corrienteinyectada en la célula presináptica escapaa través de los canales de reposo de lamembrana, otra parte de la corriente fluyea la célula postsináptica despolarizándola(Fig. 8.1A). Si la despolarización supera elumbral de excitación se produce un poten-cial de acción en la célula postsináptica.Entre los rasgos característicos de estetipo de sinapsis destacan la bidirecciona-lidad de la transmisión y la relación directaque existe entre el potencial postsinápticoy el cambio en el potencial de la membrana

presináptica. En este sentido, y a diferenciade lo que ocurre en las sinapsis químicas,la despolarización de la célula presináptica,incluso cuando no supera el umbral delpotencial de acción, provoca un cambio enel voltaje de la célula postsináptica. Unaúltima característica de la sinapsis eléctricaes la rapidez de la transmisión. De hecho,la corriente puede fluir desde la célulapresináptica a la postsináptica práctica-mente sin demora.

Sinapsis químicas

La sinapsis química se diferencia morfoló-gicamente de la sinapsis eléctrica por lainexistencia de continuidad entre el cito-plasma de la neurona presináptica y lapostsináptica. Es más, en este tipo desinapsis el espacio o hendidura sinápticaes mayor que en los lugares adyacentesno implicados en la sinapsis. Otra caracte-rística diferencial de la sinapsis química esla existencia de un retraso en el potencialpostsináptico. Este aumento en la latencia

187

Figura 8.1. Sinapsis eléctrica. A. Un pulso de corriente en la neurona presináptica provoca un cambio de potencialde membrana en las células pre y postsináptica. B. Las uniones hendidas están constituidas por poros o canales quecomunican directamente los citoplasmas de las dos células. C. Cada unión celular intercomunicante está formada pordos componentes simétricos denominados conexones.


se debe a que este tipo de sinapsis implicala transducción de la señal eléctrica en unaseñal química (Fig. 8.2 y Tabla 8.1). Así, lasinapsis química se inicia con la llegada deun potencial de acción al terminal axónicopresináptico. Esta señal eléctrica determinala liberación de un mensajero químicodenominado neurotransmisor al espaciosináptico (véase Cuadro 8.1). A continua-ción, el neurotransmisor se une a los recep-tores específicos que se encuentran en lamembrana postsinápica denominadosreceptores postsinápticos. La unión delneurotransmisor a este receptor induce unamodificación en los canales iónicos, alte-rando la conductancia y el potencial demembrana de la neurona postsináptica. Deesta manera se genera un potencial post-sináptico. A diferencia de lo que ocurre enla sinapsis eléctrica, en la sinapsis químicauna despolarización en la neurona presi-náptica que supera el umbral de excitación(potencial de acción) puede provocar en lacélula postsináptica una despolarización(PPSE) o una hiperpolarización (PPSI),dependiendo del tipo de receptor postsi-náptico al que se une el neurotransmisor.Cuando el cambio en el potencial demembrana de la neurona postsináptica seauna despolarización que supere su umbralde disparo se generará un potencial deacción.

TIPOS DE RECEPTORESPOSTSINÁPTICOS

Los receptores postsináticos tienen doscaracterísticas en común: son proteínastransmembrana en cuyo extremo extrace-lular se encuentra el lugar de reconoci-miento y unión al neurotransmisor einfluyen en la conductancia de lamembrana postsináptica, abriendo ocerrando los canales iónicos.

La apertura o cierre de los canales iónicospuede estar controlada de forma directa o

indirecta por los receptores postsinápticos.Los receptores que actúan directamentesobre los canales iónicos son denominadosreceptores ionotrópicos y los que provocanla apertura del canal indirectamente sedenominan receptores metabotrópicos.

188

Figura 8.2. Principales acontecimientos en las sinap-sis químicas.


Receptores ionotrópicos

Los receptores postsinápticos ionotrópicos,son proteínas integrales de membrana quecontrolan los canales iónicos de formadirecta. Estos receptores presentan undominio extracelular que constituye el lugarde unión para el neurotransmisor y undominio que atraviesa toda la membranaformando un poro o canal iónico. La unióndel neurotransmisor al dominio extracelular(función receptora) provoca un cambio deconformación de la proteína que tienecomo consecuencia la apertura del canal(función efectora; Fig. 8.3A). En este tipode receptores la función receptora y lafunción efectora se encuentran en la mismamolécula. Debido a su modo de acción,estos receptores están implicados enacciones relativamente rápidas, cuya dura-

ción generalmente oscila en el rango demilisegundos.

Receptores metabotrópicos

Los receptores que actúan de forma indi-recta sobre los canales iónicos son cono-cidos como receptores postsinápticosmetabotrópicos. La unión del neurotrans-misor a estos receptores facilita la produc-ción de una serie de metabolitos intracelu-lares de difusión libre. Estos metabolitosson denominados segundos mensajeros ysu función es activar distintas proteínasquinasas que, a su vez, fosforilan loscanales iónicos, provocando su apertura ocierre (Cuadro 8.2). A diferencia de losreceptores ionotrópicos, en los receptoresmetabotrópicos la función receptora y efec-

189

Figura 8.3. Receptores postsinápticos. A. Receptor ionotrópico. B. Receptor metabotrópico.

Cuadro 8.1. Naturaleza cuántica de las sinapsis químicas

En las sinapsis químicas, el neurotransmisor se encuentra almacenado en vesículas localizadas enel terminal presináptico. La llegada del potencial de acción origina la entrada de iones de Ca2+ haciadicho terminal, provocando la movilización de las vesículas sinápticas y la consiguiente liberaciónde su contenido al espacio sináptico. El contenido de una vesícula sináptica es de aproximadamen-te 50.000 moléculas de neurotransmisor, y es la cantidad mínima de neurotransmisor que puede serliberada al espacio sináptico. A esta cantidad se le denomina cuanto. El número de cuantos libera-dos a la hendidura sináptica viene determinado por la concentración de Ca2+ presente en el termi-nal presináptico. Cuando el incremento de la concentración de Ca2+ que tiene lugar durante unpotencial de acción moviliza a más de una vesícula sináptica, la cantidad de neurotransmisores libe-rados en la hendidura será siempre múltiplo del cuanto. Otros factores implicados en la comunica-ción sináptica también reflejan la naturaleza cuántica del fenómeno. Por ejemplo, tanto la amplituddel potencial postsináptico generado como el número de receptores activados son múltiplos del con-tenido de una sola vesícula.


tora es llevada a cabo por una moléculadiferente. Como se puede observar en laFigura 8.3B, existen varias moléculas impli-cadas en este proceso. Por este motivo, losreceptores metabotrópicos actúan de formamás lenta que los ionotrópicos y su acciónpersiste más en el tiempo (puede variardesde segundos a minutos). Generalmente,este tipo de receptores participa encircuitos neurales reguladores, por ejemploen el comportamiento sexual y en losprocesos de aprendizaje.

Naturaleza excitadora o inhibidorade las sinapsis

El efecto inhibidor o excitador del potencialsináptico no depende del tipo de neuro-transmisor liberado por la neurona presi-náptica sino de la naturaleza del canaliónico activado por el neurotransmisor enla neurona postsináptica. Por tanto, lassinapsis mediadas por receptores ionotró-picos y metabotrópicos pueden ser tantode naturaleza excitadora como inhibidora.

Las sinapsis ionotrópicas inhibidoras sonaquellas en las que la unión del neuro-transmisor al receptor postsinápticoprovoca la apertura de canales de K+ o deCl-. La apertura de los canales de Cl- sólocausa una inhibición en el caso de que lacélula se encuentre despolarizada ya queen la situación de reposo este ión seencuentra en equilibrio (ver capítulo 7). Enlas sinapsis ionotrópicas excitadoras launión del neurotransmisor al receptor dalugar a la apertura de canales de Na+ ode Ca2+. Por otra parte, las sinapsis meta-botrópicas inhibidoras tienen como conse-cuencia el cierre de los canales de Na+ ode Ca2+ mientras que las excitadorasprovocan el cierre de los canales de K+.En general, existen neurotransmisores queson reconocidos tanto por receptores exci-tadores como inhibidores. Sin embargo, enel cerebro de los vertebrados existenciertas excepciones a esta regla, en parti-cular, en relación con algunos neurotrans-misores aminoácidos (Cuadro 8.3). Porejemplo, existen neuronas que liberan elneurotransmisor glutamato, que normal-mente actúa sobre receptores excitadores,

190

Cuadro 8.2. Receptores asociados a la proteína G y segundos mensajeros

En los receptores metabotrópicos, la apertura o cierre de los canales iónicos está mediada por reac-ciones metabólicas intracelulares. Algunos receptores metabotrópicos se encuentran asociados auna proteína dependiente de GTP denominada proteína G. La unión del neurotransmisor al recep-tor asociado a la proteína G produce un cambio en la conformación del mismo y hace que la prote-ína G se una a las proteínas enzimáticas efectoras. Entre las proteínas efectoras más comunes seencuentran la adenilciclasa y la fosfolipasa. La activación de estas proteínas enzimáticas estimulala producción de pequeños metabolitos de difusión libre denominados segundos mensajeros. Enconcreto, la adenilciclasa transforma el ATP en AMPc mientras que la fosfolipasa produce el dia-cilglicerol (DAG) y el inositol trifosfato (IP3). Algunos de estos segundos mensajeros activan unaproteína quinasa que induce un cambio de conformación en los canales, modificando sus conduc-tancias. Como ejemplo, puede citarse la acción que provoca en las neuronas sensoriales la activa-ción de la proteína quinasa dependiente de AMPc o PKA por la unión del neurotransmisor seroto-nina a sus receptores. Una vez activada la PKA, se produce la adición de un grupo fosfato en loscanales de K+, inhibiéndose el canal. Esta cadena de acontecimientos hace que la repolarización quese produce tras la generación de un potencial de acción debido al flujo hacia el interior celular deiones K+ se retrase, prolongándose así la duración del potencial de acción. El sistema proteína G-segundos mensajeros es el responsable de la amplificación de la señal inicial que puede tener lugaren la sinapsis química. En ese sentido, cada receptor puede activar a más de una proteína G, que asu vez activarán a la adenilciclasa. La adenilciclasa produce cientos de moléculas de AMPc que seunirán a las proteínas quinasas. Por último, cada proteína quinasa puede fosforilar varios canales.


y neuronas que liberan GABA (ácido γ-aminobutírico) o glicina, neurotransmisoresque actúan sobre receptores inhibidores denaturaleza ionotrópica. Asimismo, general-mente las sinapsis glutamatérgicas excita-doras suelen ser sinapsis Tipo I, mientrasque las sinapsis gabaérgicas inhibidorasson sinapsis Tipo II (Cuadro 8.4).

INTEGRACIÓN SINÁPTICA

El término integración sináptica hace refe-rencia a los procesos mediante los cualesse suman las entradas excitatorias e inhi-bitorias que tienen lugar en la neuronapostsináptica. Si la integración de todas lasseñales que llegan a la célula postsináp-

tica produce una despolarización tal que sesupere el umbral de disparo, se generaráun potencial de acción. La integraciónneuronal refleja en cierta medida la "tomade decisiones" a nivel neuronal. En lasneuronas, la integración final de la infor-mación que desencadena o no un poten-cial de acción, tiene lugar en la porcióninicial del axón o cono axónico. Debido ala alta densidad de canales dependientesde voltaje que hay en esta región de laneurona, el umbral para la generación delpotencial de acción en el cono axónico esmás bajo que en las dendritas o el somaneuronal.

Puesto que el proceso de integración sináp-tica es un fenómeno en el que se sumandistintos potenciales sinápticos que se

191

Cuadro 8.3. Receptores de Glutamato

En ciertas sinapsis, el neurotransmisor liberado desde el terminal presináptico actúa sobre unapoblación homogénea de receptores postsinápticos. En otras ocasiones, por ejemplo en las sinapsisglutamatérgicas excitadoras, la población de receptores postsinápticos no es homogénea ya que enellas se pueden distinguir tanto receptores ionotrópicos como metabotrópicos. Los receptores deglutamato ionotrópicos se dividen en tres subtipos principales en función de los agonistas sintéti-cos capaces de activarlos. De este modo, se distinguen los receptores AMPA (activados por el α-amino-3 hidroxi-5-metilisoxanol-4-ácido propiónico), los receptores NMDA (activados por N-metil-D-aspartato) y los receptores Kainato (activados por Kainato). Estos receptores pueden blo-quearse por la acción de diferentes fármacos. Por ejemplo, el CNQX bloquea los receptores AMPAy Kainato mientras que el AP5 bloquea a los receptores NMDA. Por este motivo, los receptoresAMPA y Kainato también son denominados receptores no-NMDA. Asimismo, también existenreceptores metabotrópicos de glutamato responsables de la activación indirecta de los canales. Launión de glutamato a estos receptores activa la fosfolipasa C, enzima que induce la formación deuna serie de segundos mensajeros que modifican la conductancia de los canales iónicos. Esta hete-rogeneidad en la población de receptores postsinápticos para el glutamato explica la naturaleza dualde la corriente postsináptica glutamatérgica excitadora. El componente temprano de esta corrienteestá mediada por receptores no-NMDA que activan canales permeables al Na+ y al K+ y cuya con-ductancia es relativamente baja. Sin embargo, los receptores NMDA son los responsables del com-ponente tardío del PPSE y activan canales de alta conductancia permeables para el Na+, el K+ y elCa2+. El canal controlado por el receptor NMDA tiene un funcionamiento particular puesto que suapertura depende de ligando y del voltaje. La dependencia del voltaje se debe a que, en la condi-ción de reposo, el canal se encuentra bloqueado por un ión Mg2+, el cual sólo se desprende cuandola membrana se despolariza. De este modo, la despolarización de la membrana ocasionada por lacorriente temprana, provoca que el ión Mg2+ sea expulsado del canal mediante un fenómeno derepulsión electrostática. Por esta razón, la apertura del canal iónico asociado al receptor glutama-térgico NMDA depende de que exista glutamato en la hendidura sináptica y, además, de que la célu-la se encuentre despolarizada. Este hecho explica la escasa o nula aportación de los canales NMDAal componente temprano del PPSE en las sinapsis glutamatérgicas.


Figura 8.4. Mecanismos de integración sináptica mediante sumación temporal (A) yespacial (B).

Cuadro 8.4. Sinapsis tipo I y tipo II

Atendiendo a sus características morfológicas,E. George Gray diferenció dos tipos generalesde conexiones sinápticas: las sinapsis de Graytipo I y las sinapsis de Gray tipo II.Generalmente, las sinapsis tipo I son glutama-térgicas y por tanto, excitadoras.Morfológicamente, se caracterizan por unensanchamiento de la hendidura sináptica (hasta30 nm). La observación al microscopio electró-nico permite apreciar una zona activa presináp-tica de gran tamaño y una densidad sinápticaprominente tanto en la membrana presinápticacomo en la postsináptica. Además, se puedeobservar la forma redondeada característica delas vesículas sinápticas. En cambio, las sinapsistipo II son generalmente inhibitorias ya que elneurotransmisor implicado en la transmisión esel GABA. Este tipo de sinapsis se caracterizapor presentar una hendidura sináptica más estre-cha (aproximadamente 20 nm), una zona activamenor que las de tipo I y vesículas sinápticasovaladas y aplanadas.

Transmisión sináptica 193


Bear, M.F., Connors, B.W., y Paradiso, M.A. (1998). Neurociencia. Explorando elcerebro. Masson-Williams and Wilkins. Madrid. pp. 46-90.

Carlson, N.R. (2002). Fisiología de la conducta. Ariel Neurociencia. Barcelona. pp. 39-81.

Eckert, R., Randall, D., Burggren, W. French, K. y Rusell, R. (2002). Fisiologíaanimal: Mecanismos y adaptaciones. Mc Graw-Hill. Madrid. pp. 101-133.

Hodgkin, A.L. y Huxley A.F. (1952). A quantitative description of membrane currentand its application to conduction and excitation in nerve. Journal of Physiology,(London) 117: 500-544

Kandel, E.R., Schwartz, J.H. y Jessell, T.M. (2001). Principios de Neurociencia.Mc Graw-Hill. Madrid. pp. 125-170.

propagan pasivamente por la superficie dela membrana celular hasta la zona dedisparo, las propiedades pasivas de lamembrana, en concreto, las constantes deespacio y de tiempo juegan un papel funda-mental en los procesos de integraciónneuronal.

La sumación temporal es un fenómeno deintegración neuronal que supone la sumade los potenciales sinápticos producidos deforma consecutiva en un mismo punto dela célula postsináptica (Fig 8.4A). La cons-tante de tiempo de la neurona postsináp-tica afecta al curso temporal de la despo-larización producida por los potencialespostsinápticos. Por ello cuanto mayor seala constante de tiempo de una determinadaneurona, mayor será la probabilidad de quedos potenciales sinápticos consecutivos sesumen y, por tanto, mayor será la posibi-

lidad de que se alcance el umbral dedisparo de la célula.

Por otra parte, la propagación pasiva delos potenciales postsinápticos producidosen dos sitios distintos de la neurona post-sináptica depende también de la constantede espacio. En las células que presentanuna constante de espacio elevada, lapropagación de los potenciales postsináp-ticos ocurre con un decremento mínimo,dándose una mayor probabilidad de quedos potenciales sinápticos procedentes dedistintos lugares y coincidentes en eltiempo se puedan sumar. El proceso deintegración neuronal mediante el cual sesuman varios potenciales sinápticos quetienen lugar en distintos puntos de laneurona postsináptica se denomina suma-ción espacial (Fig 8.4B).

El capítulo 8 del CD-ROM presenta animaciones y pantallas interactivas para el aprendiza-je de los conceptos básicos de la transmisión sináptica. Se muestran las característicasestructurales y las propiedades neuroquímicas de las sinapsis eléctrica y química, el fun-cionamiento de los receptores ionotrópicos y metabotrópicos y su participación en la gene-ración de los potenciales sinápticos. Además, se incluye un simulador neuronal que permi-te replicar los mecanismos característicos de la comunicación interneuronal y la integraciónde los potenciales sinápticos.

A

Aberraciones cromáticas, 42-43, 47geométricas, 47ópticas, 47

Aceite de inmersión, 50-51Acueducto cerebral o de Silvio, 11, 29-30,

36, 87, 89, 103, 105, 119Adenilciclasa, 190Aferencias

excitatorias, 135, 139inhibitorias, 135

Agujerosde Monro, 10de Luschka o recesos laterales, 19, 20,

23, 107, 111Alocorteza, 148Alveus del hipocampo, 22, 29, 103, 119Amígdala, 29, 36, 91, 111Amplificador de voltaje, 164-165, 176-177Anastomosis, 3Ángulo

de incidencia, 64-65de liberación, 64

Anillo dióptico, 40Aniones, 164, 168Aparato estereotáxico, 88Apertura numérica, 43, 46Aracnoides, 3, 9Árbol dendrítico, 72, 133-137, 140, 144,

151, 175Arbor vitae del cerebelo, 18, 24, 130Arco cortical

excitador principal, 139inhibidor secundario, 139

Arcos terminales, 146, 149Área

amigdalohipocampal, 101, 103, 117basal del cerebro anterior, 28

cortical retroesplenial, 90de transición amígdalopiriforme, 103, 117hipotalámica

anterior, 99, 113lateral, 99, 103, 111, 113, 117

parte anterior, 99posterior, 101, 103, 117

parabigeminal, 119postrema, 108, 117preóptica, 28

lateral, 113medial, 91, 113

pretectal, 113, 119tegmental, 92

dorsomedial, 105, 107, 113, 117ventral, 103, 113

Arquipalio, 148Arteria basilar, 3Aspartato, 134, 191Asta

de Ammón, 21, 90del ventrículo lateral

anterior, 14, 16-18inferior, 14, 16-17, 91posterior, 14-18

Astigmatismo, 47Astrocito, 75, 141, 142Atlas

estereotáxico, 87-88fotográfico, 25, 27, 94

ATPasa, véase Bomba de sodio-potasioAumento

total, 45útil, 46

Autolisis celular, 58Axón gigante del calamar, 166, 176-177,

181Axón mielinizado, 69, 132Azul

luxol, 69, 79de toluidina, 67

Índice analítico

195


B

Bandade Baillarger, 154, 160diagonal de Broca, 27, 90de Genari, 160de Kaes-Bechterev, 154, 158

Base del microscopio, 41Bloque de parafina, 61, 63-64, 74Bomba

de perfusión, 58de sodio-potasio (ATPasa), 169, 171iónica, 168

Bouin, véase Solución deBrazo

del colículo inferior, 111, 119superior, 92, 103, 119

pontino, 105Bregma, 88Bulbo

olfatorio, 4, 11, 34, 86, 113, 117, 119raquídeo, 6, 11, 20, 34, 86-87

C

Calota mesencefálica, 12Cámara clara o tubo de dibujo, 53-55Campo

prerubral, 103retrorubral, 103, 113

Canal central de la médula o epéndimo, 10,11, 109

Canalesactivos, 165, 176-177, 181-182

dependientes de ligando, 165, 191regulados por voltaje, 178, 183

pasivos, 165, 168, 170, 172, 174Capa o estrato

de las células de los granos del cerebelo, 136, 141de las células polimorfas, 158, 160granular de la corteza cerebral

externa, 155-156interna, 158, 160

molecular del cerebelo, 130, 132, 134-142molecular o plexiforme de la corteza

cerebral, 150, 155piramidal

externa, 156, 157interna, 160

Capacitanciade entrada específica, 173de entrada total, 173de la membrana, 171-174

Cápsulaexterna, 28, 36, 90, 97, 99, 101, 103, 119extrema, 28, 36interna, 17-18, 27-29, 33, 36, 90, 97,

99, 101, 103, 111, 117, 119Cationes, 164, 182Caudado, véase Núcleo caudadoCaudado-putamen, véase Estriado Celoidina, 60, 73, 79, 80, 81Célula

bipenachada, 151-152, 155, 156bipolar, 152-153de axón ascendente, 159-160de axón corto, 148, 159de Betz, 148, 160de Golgi, 137, 139-142de los granos, 132, 136-137de Martinotti, 151, 160de Purkinje, 130, 132-133, 135-136,

139-142, 144en cesta, 130, 132-134, 136, 139-141estrellada, 72, 130, 132-135, 139-141,

148, 150-151, 155, 159-161fusiforme, 72, 151-152, 160glial, 68, 77, 141horizontal de Cajal, 150, 151, 155intrínseca o de asociación, 148, 155piramidal, 72, 146, 149, 151, 153,

155-163postsináptica, 186-189presináptica, 186-192

Cerebelo, 11, 33-35, 86-87, 105, 107-108,119

Cerebro medio, 9, 87Ciclo de Hodgkin, 179-180Cíngulo, 27-28, 35, 97, 99, 101, 103, 111,

113, 119Cintilla óptica, 20Circuito eléctrico equivalente, 171

196

Índice analítico

Circunvolución, 5, 86 cingulada, 11, 18, 27-28, 35subcallosa, 27

Cisura, 5 interhemisférica, 5, 11ongitudinal medial, 3-5, 9rinal, 27, 86

Claustro, 28, 36, 95, 97, 99, 111, 117, 119Colateral

axónica, 149, 152-153recurrente, 22, 135-136, 146de Schaffer, 22

Colículoinferior, 18, 20, 30, 34, 36, 87, 92, 105,

111, 113, 119superior, 11, 18, 20, 29-30, 34, 87, 92,

103,111, 113, 119Colorantes, 60, 67-70Columna

cortical, 154del fórnix, 28del microscopio, 41

Comisura anterior, 11, 20, 28, 87, 89, 97, 113, 117

parte anterior, 95, 97, 111, 117parte intrabulbar, 95, 113, 117parte posterior, 99, 111, 117

del colículo inferior, 105, 113, 119del fórnix, 21del hipocampo, 91

dorsal, 101, 103, 113, 119ventral, 99, 113, 119

habenular, 119posterior, 11, 29, 36, 103

Compuerta h o de inactivación, 181Compuerta m o de activación, 181Condensador, 171, 173-174, 178Condensador del microscopio, 44Conducción

continua, 182saltatoria, 182

Conductancia, 170-172, 176-177, 182Conexones, 187Cono axónico, 175,191Constante

de espacio, 175, 193de Faraday, 167

de los gases, 167, 170de tiempo, 173-174

Contraste, 48Contratinción, 69, 79Coordenadas estereotáxicas, 88Cópula piramidal, 111, 113Corona radiada, 27-28, 33-35Corriente

capacitativa, 174iónica, 174-175

Córtex, véase cortezaCorteza

agranular retroesplenial, 90, 99, 101, 103, 105

auditiva, 89, 101, 103del cerebelo, 130-144cingulada, 89, 91, 95, 97, 99ectorrinal, 101, 103, 105entorrinal, 6, 7, 90, 101, 103, 105, 114, 117, 119granular retroesplenial, 90, 99, 101, 103,

105heterotípica, 148homotípica, 148infralímbica, 95, 119insular, 89, 95, 97, 99, 101, 119límbica, 7motora, 89, 148, 159-160

primaria, 89, 95, 97, 99, 101secundaria, 89, 95, 97, 99, 101

olfatoria primaria, 7, 13, 148orbital, 95, 119

dorsolateral, 95lateral, 95medial, 95ventral, 95

parietal, 119de asociación, 101, 103

peririnal, 101, 103, 105, 119piriforme, 90, 95, 97, 99, 101, 103, 111,

117prelímbica, 89, 95somatosensorial, 7, 89, 54

primaria, 89, 95, 97, 99, 101, 103secundaria, 89, 97, 99, 101

temporal, 119 de asociación, 101, 103, 105

197


visual, 89 primaria, 103, 105secundaria, 103, 105

Cromación, 71, 75-77Crus 1 del lóbulo ansiforme, 111Crus 2 del lóbulo ansiforme, 111Cuanto, 189Cuarto ventrículo, 11, 18, 20, 23, 31-32, 36,

89, 105, 107, 113, 117, 119Cubreobjetos, 43, 49-50, 67-68, 74Cuerpo

calloso, 11, 17-18, 28-29, 34, 87, 90, 97, 99, 101, 111, 113, 119

trapezoideo, 6, 20, 31-32, 107, 111, 113Cuerpos mamilares, 6, 11, 20, 29Culmen, 23-24Culombios, 173Curvatura de campo, 43

D

Decusaciónde las pirámides, 9, 19-20, 86del pedúnculo cerebeloso superior, 117tegmental

dorsal, 117ventral, 103

Dendrita apical, 146, 149, 151, 160basal, 146, 149

Desarrollo embrionario, 9, 148, 154Deshidratación, 3, 63, 68,74, 76, 78Desparafinado, 63-64Despolarización, 165, 172, 176-182,

186-193Diacilglicerol, 190Diafragma

de campo, 45iris, 44

Dicromato potásico, 58-59, 72, 74-76, 79,80

Diencéfalo, 9-12, 19, 87, 91, 114-115Diferencia de potencial, 164-166, 171, 177Digitaciones del hipocampo, 21Disección sagital medial, 9-14, 24, 84,

86-87Doctrina neuronal, 74Duramadre, 3, 8

E

Ecuaciónde Goldman, 170de Nernst, 166-167

Ejedorso-ventral, 2latero-medial, 2rostro-caudal, 2, 89

Electrodode medida, 164de referencia, 164

Eminencia media, 91, 101Encastración, 60, 73-74, 79, 80-82Enfoque, 49-51Epéndimo, véase Canal central de la

médulaEpífisis, véase Glándula pinealEpitálamo, 9, 11, 13, 19, 86, 115Equilibrio electroquímico, 170Escala de Vernier, 53Escalas graduadas, 52-53Espacio

sináptico o hendidura sináptica, 186-189, 191-192

subaracnoideo, 3, 19Espinas dendríticas, 135-136, 138, 146,

148, 151Esplenio del cuerpo calloso, 11, 18, 29, 35,

90, 103, 113Estrato, véase CapaEstría

medular del tálamo, 18, 20, 29, 99, 101,113, 117, 119

terminal, 91, 97, 99, 101, 111, 113, 117, 119

Estriado o caudado-putamen, 90, 97, 99, 101, 111, 113, 117, 119

F

Faradios, 171, 173Fascículo

cuneado, 93, 108, 113cuneiforme, 20grácil, 20longitudinal medial, 30-32, 93, 103, 105,

198

Índice analítico

107, 113, 117, 119retroflexus de Meynert, 13, 92, 101, 103,

113, 117, 119subcalloso, 27

Fasciola cinereum, 119Fase

de descarga del condensador, 178-179de despolarización, 178de posthiperpolarización, 179-180de repolarización, 179-180

Fases del potencial de acción, 178-180Fibras

arqueadas, 12-13ascendentes del nervio facial, 113comisurales, 13-14, 153, 155, 157corticales, 13, 153,de asociación, 13-14, 155, 157, 161de proyección, 8, 13-14, 146, 153, 157,

160-161en U, 12-13intracorticales

de asociación cortas, 12de asociación largas, 12

musgosas, 137, 139-141, 143-144paralelas, 132-133, 135-142pontinas, 30-31radiales, 153tangenciales, 153transversas pontinas, 105, 113, 117trepadoras, 132, 139-140, 142-144

Fijación, 58Fijación de voltaje, 176-178Fijador, 58-59Filtros selectivos, 45Fimbria del hipocampo, 17-18, 21-22,

28-29, 36, 91, 99, 101, 111, 113, 117, 119

Fisura ansoparamediana, 111hipocampal, 101, 111, 117, 119intercrural, 111 posterolateral, 113preculminar, 111, 113prepiramidal, 111, 113primaria, 111, 113secundaria, 113superior posterior, 111, 113

Flóculo o flocculus, 4, 23, 107Folia cerebelosa, 12, 23-24, 93, 130, 132-

134, 136-137, 139-140, 142, 144Foramen interventricular, véase Agujeros

de MonroFórceps

mayor del cuerpo calloso, 90, 103, 111,113, 119

menor del cuerpo calloso, 90, 95, 97, 111, 113, 119

Formación reticular, 31-32, 92 mesencefálica, 11, 29, 36pontina, 30-32, 34

Formaldehído, 2, 58-60, 76, 80, 84Fórnix o trígono cerebral, 11, 18, 21, 28-

29, 36, 87, 91, 97, 99, 101, 113, 117, 119dorsal, 99, 101, 103, 119ventral, 36

Fosa interpeduncular, 6, 20Fotomicrografía, 53-54Fototubo, 53-54Fuente de iluminación, 44

G

GABA, 134, 151, 191-192Gelatina, 64Genus del cuerpo calloso, véase RodillaGirencefálico, 5Giro

dentado, 21-22, 36, 90, 99, 101, 103, 111, 113, 117, 119

ectomarginal, 4ectosilviano caudal, 4endomarginal, 4marginal, 4postcentral, 34precentral, 33-34precoronal, 4presilviano, 4silviano, 4suprasilviano, 4

caudal, 4rostral, 4

Glándula pineal o epífisis, 11, 18, 20, 29,86

199


Glía de Bergmann, 141-142Globo pálido, 28, 33-34, 36, 111, 117, 119

lateral, 97, 99, 101Glomérulo, 137, 139-141, 144Glutamato, 134, 151, 190-192Glutaraldehído, 59, 75-76, 79-80Goldman, David E, 170Golgi, Camilo, 74Golgi, véase Tinción de GolgiGradiente

de concentración, 166-167, 170-171químico, 167-168

Gray, George, 192

H

Habénula, 11, 20, 92, 101, 113lateral, 119medial, 119

Hazperforante, 22prosencefálico medial, 90, 95, 97, 99,

101, 103, 111, 113Hemisferio

cerebeloso, 4cerebral, 5-7, 9, 24, 84, 114

Hidratación, 3, 64Hidrólisis del ATP, 169Hilus del giro dentado, 103Hiperpolarización, 170, 172, 178, 180, 182,

186, 188Hipocampo, 17-18, 29-30, 33-36, 90Hipófisis, 8, 12, 91Hipotálamo, 9, 11-13, 19, 34, 86-87, 90-91Hipótesis del sodio, 176Hodgkin, Alan, 170, 177Huesos craneales, 5Huxley, Andrew, 176-177

I

Iluminación de Köhler, 51-52Imagen intermedia o aérea, 42Impregnación, 61, 71, 73-78Índice de refracción, 47,50Induración, 71, 73, 76-77, 80Induseum griseum, 97

Infundíbulo, 6, 20, 91, 101Inositol trifostato, 190Ínsula, 4, 6, 28Integración sináptica, 191-193Intensidad de corriente, 171-172Interneurona

excitadora, 151, 162inhibitoria, 139, 140, 161

Islas de Calleja, 117Isocorteza, 22, 148

K

Katz, Bernard, 170, 176Klüver-Barrera, véase Tinción deKöhler, véase Iluminación de

L

Lambda, 88Lámina

cuadrigémina, 9, 12, 16medular externa, 92, 101, 119

Leeuwenhoek, Anton Van, 42Lemnisco

lateral, 92-93, 105, 111, 117medial, 30-32, 93, 101, 103, 105, 107,

111, 113, 117, 119Lentes acromátricas, 47Lenticular, véase Núcleo lenticularLeptomeninge, 3Ley de Ohm, 172Língula, 23-24, 31Líquido cefalorraquídeo, 3, 10, 19 Lisencefálico, 7, 86Lóbulo

ansiforme, 4, 17, 23anterior, 17, 23, 35-36central, 24 del cerebelo, 24, 111-113frontal, 5-6, 33occipital, 5-6, 16, 33paramediano, 4, 23, 111parietal, 5-6, 33piriforme, 6posterior, 23simple, 17, 23-24, 111, 113

200

Índice analítico

temporal, 5-6, 16-18Lóbulos cerebrales, 5-6Locus coeruleus, 92, 105, 107Lorente de Nó, Rafael, 145, 161-162

M

Masa intermedia del tálamo, 11Médula

espinal, 4-6, 8, 10, 13, 19-20, 23, 70, 86

oblongada, 86-87Membrana plasmática, 164, 166, 171Meninges cerebrales, 3Mesencéfalo, 9-10, 12, 87, 92

profundo, 103, 105, 111, 113, 119Metencéfalo, 9-10, 12, 87, 93Micromanipulador, 88Micrómetro, 52, 53Microscopía, 42Microscopio óptico, 42Microtomo

de congelación, 65-67de deslizamiento, 61, 66de parafina, 61-64

Mielencéfalo, 9-10, 12, 87Mielina, 25, 69, 79, 136, 158, 182Montaje, 76, 78Mordentado, 71, 73, 76

N

Necrófagos, 58Neocorteza, 13, 145, 148, 154-155, 159Nernst, Walter, 166Nervio

abducens, 7-8, 86accesorio, 7-8facial, 7-8, 107, 111, 113, 117glosofaríngeo, 7-8hipogloso, 7-8, 95, 108oculomotor, 6-8, 93, 103, 119olfatorio, 7-10, 19, 89óptico, 7-9, 19, 86, 97, 117trigémino, 6-8, 18-19, 20, 31, 86troclear, 7-8vago, 7-8

vestibulococlear, 7-8, 107 Nervios craneales, 7-9Neuroglía, 141, 155Neuronas

bipolares, 72multipolares, 72unipolares, 72

Neurotransmisor, 188-192Nissl, véase Tinción deNitrato de plata, 71, 73-76, 79-80Nódulo del cerebelo, 24Nódulos de Ranvier, 182Nonious, 53Núcleo

accumbens, 90, 95, 97, 111, 113, 117ambiguo, 107-108arqueado del hipotálamo, 99, 101, 103,

117caudado, 17-18, 27-29, 34, 36, 90coclear, 20

dorsal, 107, 111, 117, 119ventral, 107, 117

cuneado,109, 113, 117externo, 107-108, 111, 113

cuneiforme, 20, 105, 113, 119, de Edinger Westphal, 103de la amígdala

basolateral, 99, 101, 103, 117basomedial, 99, 101, 117central, 99, 101cortical, 99, 101, 103, 117

posteromedial, 117lateral, 99, 101, 117medial, 99, 101, 117

de la banda diagonal, 90parte horizontal, 97, 99, 113, 117parte vertical, 97, 117

de la oliva, 6, 20, 32, 105, 111, 117inferior, 93, 107-108, 113, 139, 144superior, 93, 107

del cuerpo trapezoideo, 93, 107, 113, 117

del hipogloso, 93del lecho de la estría terminal, 91, 97,

99, 113, 117, 119parte intraamigdaloide, 101parte medial, 99

201


del lemnisco lateral, 105, 111, 117, 119del rafe, 29, 92

dorsal, 92, 105, 117, 119lineal, 117magnus, 92, 107medio, 92, 105, 117oscuro, 92, 107-108pálido, 107, 117paramediano, 108pontino, 92, 107

endopeduncular, 111endopiriforme, 89, 95, 97, 99, 101, 111,

117espinal del trigémino, 32, 93, 107-108,

111, 113, 117facial, 93, 107, 111, 117gelatinoso del tálamo, 117geniculado lateral, 18, 20, 29, 36, 92,

103, 111, 119dorsal, 101, 103, 119ventral, 101, 103

geniculado medial, 18, 20, 29, 36, 92, 103, 111, 119

grácil, 20, 108hipotalámico

dorsomedial, 91, 101, 117paraventricular, 99periventricular, 99, 117

anteroventral, 97ventromedial, 91, 99, 101, 111, 119

infundibular, 91interfascicular, 92, 103interpeduncular, 29, 92, 103interpositus del cerebelo, 93, 107, 111,

113, 119lateral del cerebelo o dentado, 93, 107,

111, 119lenticular, 18mamilar, 103, 113, 117medial del cerebelo o fastigial, 93, 107,

113, 119mesencefálico del trigémino, 103, 105,

113, 119motor del vago, 108motor del trigémino, 107, 111, 117olfatorio anterior, 95

dorsal, 95, 113, 119

lateral, 95, 111, 113medial, 95, 113posterior, 95, 113, 117ventral, 95, 113

parabraquial, 107lateral, 105, 111, 113, 119medial, 105, 111, 113

paratrigeminal, 93, 108peripeduncular, 103pontino, 105, 111, 113, 117precomisural, 103preóptico

anterior, 97lateral, 97, 99magnocelular, 97, 99, 111medial, 91, 99

prepositus, 107pretectal

anterior, 92, 103, 111, 113medial, 103olivar, 103posterior, 119

pulvinar del tálamo, 18, 29, 36reticular

gigantocelular, 107-108, 113, 117intermedio, 107lateral, 108, 111magnocelular, 107paragigantocelular, 107paramediano, 117parvocelular, 107-108, 111, 117pontino

parte caudal, 107, 113, 117parte oral, 105, 113, 117parte ventral, 113

medial, 91ventral, 108

reticulotegmental pontino, 105, 113rojo, 111, 113, 117sensorial del trigémino, 107sensorial principal del trigémino, 105,

111, 117septal, 21, 28, 36, 87, 90

lateral, 113, 117, 119dorsal, 97, 119intermedio, 97ventral, 97

202

Índice analítico

medial, 97, 119triangular, 99, 119

septohipocampal, 97, 113subcoreuleus, 105subtalámico, 101, 113supramamilar, 103supraóptico, 99, 111, 113, 117supraquiasmático, 99, 117supratrigeminal, 107talámico

anterior, 18, 20, 29, 91dorsal, 99, 119ventral, 99, 113, 119

anteromedial, 113, 117, 119central

lateral, 101, 119medial, 99, 101, 103, 117

lateral, 29, 92dorsal, 99, 101, 111, 113, 119posterior, 101, 103, 111, 113, 119

medial, 29 dorsal, 99, 101, 113, 119

paracentral, 101, 113parafascicular, 101, 103, 113, 117, 119paratenial, 99, 119paraventricular, 99, 101, 117, 119posterior, 101, 103, 111, 113, 119reticular, 99, 101, 111, 113, 117, 119Reuniens, 99, 101, 111, 113submedius, 101ventral, 18, 29, 36, 92, 119

anterior, 99lateral, 99, 101, 111, 113, 117, 119medial, 99, 101, 113, 117posterolateral, 99, 101, 111, 117posteromedial, 101, 103, 111, 117

tegmentaldorsal, 31, 105, 107, 113laterodorsal, 105, 107, 119microcelular, 111, 119pedúnculopontino, 105, 113, 119subpeduncular, 95ventral, 105

del tracto olfatorio lateral, 99, 117óptico, 111, 113, 119solitario, 32, 107-108, 113, 117

troclear, 119tuberal medial, 111tuberomamilar, 113vagal o del vago, 20, 93vestibular, 31-32, 93

espinal, 107, 111, 113, 117lateral, 107, 113, 117medial, 107, 113, 117superior, 111, 119

Nucleolo, 67-68Núcleos profundos del cerebelo, 32, 93,

136, 139, 143

O

Óbex, 20Objetivo, 42

acromático, 42apocromático, 42de campo plano o planacromático, 47de inmersión, 43planoapocromático, 43

Oculares, 43Oligodendrocito, 141-142Órgano

subcomisural, 103, 119subfornical, 119

Orificio de Magendie, 19Osciloscopio, 164-165

P

Paleopalio, 148Pálido ventral, 111, 113, 117Parafina, 59-60, 63, 73-74Paraflóculo o parafloculus, 4, 17, 23, 35,

86, 117Parasubiculum, 90, 105, 119Pedúnculo

cerebeloso, 18, 20, 34, 36inferior, 31-32, 93, 107, 111, 117, 119medio, 23, 30-31, 36, 93, 105, 111,

117superior, 31, 36, 93, 105, 111, 113,

117, 119cerebral, 6, 20, 29-30, 34, 36, 86, 92,

101, 103, 111, 113, 117, 119

203


Perfusión transcardíaca, 58, 60-61, 84Periodo refractario, 180-182

absoluto, 180relativo, 180

Permeabilidad selectiva, 165-167Piamadre, 3, 5, 142, 152Pilar

anterior del fórnix, 21posterior del fórnix, 21

Pirámide, 24Pirámides bulbares, 6, 20, 86Pituitaria, véase HipófisisPlano

coronal, 2, 24, 89, 132-133horizontal, 2, 114parlobular, 133, 138, 142sagital, 2, 132-133translobular, 132-133, 137, 139, 142

Platina, 41 de congelación, 65

Plexo coroideo, 29, 101, 103, 119Pocillo, 67Poder

de definición, 46de resolución, 46

Polígono de Willis, 3Polo

efector, 175receptor, 175

Portaobjetos, 41, 49-52, 63-64, 67-68Postsubiculum, 105Potencial

de acción, 165, 172, 175-182, 186-191de equilibrio, 165-168, 170, 180de membrana, 164-168, 170, 172, 174-

177, 180-181, 186-188de reposo, 164-166, 169-171, 176electrotónico o local, 165postsináptico, 186-189

excitador, 186, 190-192inhibidor, 186, 190-192

sináptico, 191, 193Presubiculum, 90, 111, 117, 119Profundidad

de campo, 46de foco, 46

Propagación del potencial de acción, 175-176, 178, 181-182

Propiedades eléctricas pasivas o electrotónicas 172, 174, 176, 182, 193

Prosencéfalo, 9, 89-90, 109Proteína

G, 190quinasa, 190

Protuberancia o puente, 6, 11, 20, 23, 30,34, 86-87

Pulvinar, véase Núcleo pulvinar del tálamoPutamen, 20, 28-29, 33-34, 36

Q

Quiasma óptico, 11, 20, 28, 86, 97, 99, 113, 117

R

Radiación acústica, 92, 103Raíz sensorial del trigémino, 105, 117Ramón y Cajal, Santiago, 74, 77Receptores

AMPA, 190de glutamato, 190-191ionotrópicos, 188-191kainato, 191metabotrópicos, 188-191NMDA, 191postsinápticos, 188-191

Recesoinfundibular, 91mamilar, 103pineal, 103, 119

Recesos laterales del cuarto ventrículo, véase Agujeros de Luschka

RegiónCA1 del hipocampo, 22, 101, 103, 111,

117CA2 del hipocampo, 22, 101, 103, 111,

117, 119CA3 del hipocampo, 22, 99, 101, 103,

111, 117, 119CA4 del hipocampo, 22

Resinas, 68, 74, 79-81

204

Índice analítico

Resistenciaaxial, 174-175de entrada, 172específica de membrana, 172, 175

Revólver portaobjetivos, 41Rodilla o genu del cuerpo calloso, 11, 17-

18, 27, 36, 90, 97, 113, 119Rojo neutro, 67, 69-70, 79Romboencéfalo, 8-10, 12, 19, 87, 93Roseta, 137, 144

S

Sacarosa, 65Segundos mensajeros, 189-191Seno

sagital superior, 3transversal, 5

Septum, 21, 28, 36, 87, 90Septum pellucidum, 28, 36Sherrington, Charles, 185Siemens, 170Sinapsis

axo-dendríticas, 139axo-somáticas, 139eléctricas, 186-188 químicas,187-190Tipo I, 191-192Tipo II, 191-192

Sistemalímbico, 91portal-hipofisario, 91ventricular, 10

Solucióncromadora, 73, 76de Bouin, 59-60tamponada 58-60, 80

Soma neuronal, 67-69, 72, 137, 174Subiculum, 21-22, 29-30, 90, 103, 105,

111, 117, 119Suelo del cuarto ventrículo, 18, 20Sumación

espacial, 192-193temporal, 192-193

Surcoansado, 4-6central, 5, 33-34

coronal, 4de Rolando, 5diagonal, 4, 5ectomarginal, 4ectosilviano

caudal, 4rostral, 4

endomarginal, 4marginal, 4presilviano, 4primario, 17, 23pseudosilviano, 5-6rinal, 4, 6, 95, 97, 99, 101, 103, 111,

117silviano, 4, 18suprasilviano, 4-6

Sustanciablanca, 9, 12-14, 16-17, 21, 24-25, 71,

84, 87, 90, 130,132, 136, 140, 141-144, 146, 149, 154, 159

de Nissl, 67-68gris, 12, 14, 17, 25, 71, 91-93, 130, 145

central, 113, 119periacueductal, 29-30, 36, 92, 103,

105, 117innominada, 99, 111, 113negra, 29, 92, 103, 111, 117

parte compacta, 103parte reticular, 103, 111, 113

T

Tálamo, 9, 11-12, 17-19, 21, 33-34, 86-87,90-92

Taurina, 134TEA, véase TetraetilamonioTectum o techo mesencefálico, 12, 92Tegmentum o suelo mesencefálico, 9, 12,

87, 92Telencéfalo, 7, 9-11, 84, 87, 89Tenia tectal, 113, 117

dorsal, 89, 95ventral, 89, 95

Teoría reticularista, 74Tercer ventrículo, 11, 18, 20, 28-29, 36, 89,

97, 99, 101, 103, 111, 117, 119parte dorsal, 99, 101, 117, 119

205


Tetraetilamonio TEA, 178Tetrodotoxina TTX, 178 Tetróxido de osmio, 76-77, 80Tinción

de Golgi, 71-75, 19-81, 130, 132, 135-138, 142, 144, 146, 148, 151, 156

de Golgi-aldehído, 75de Golgi-Colonier, 75, 79de Golgi-hidrato de cloral, 77, 80de Golgi-triple impregnación, 77de Klüver-Barrera, 69-71, 79, 131, 132,

142, 146de Nissl, 67-68, 78de Weigert, 153, 160

Tornillosdel portaobjetos, 41macrométrico, 41micrométrico, 41

Tracto corticobulbar, 30corticoespinal, 30, 117descendente del fórnix, 29espinal del trigémino, 31-32, 93, 105,

107-108, 111, 117espinocerebeloso

dorsal, 108ventral, 107-108

habénulo-interpeduncular, 36mamilotalámico, 29, 36, 92, 101, 103,

113, 117olfatorio, 27, 89

lateral, 4, 6, 95, 97, 99, 111, 113, 117medial, 6

óptico, 6, 29, 36, 99, 101, 103, 111, 113, 117, 119

piramidal, 32, 93, 105, 107-108, 113rubroespinal, 93, 105septohipotalámico, 36septotubercular, 36solitario, 113tegmental

central, 103dorsal, 103,113lateral, 103

trigémino mesencefálico, 111Transmisión sináptica, 186-187Trígono, véase Fórnix

TTX, véase TetrodotoxinaTuber cinereum, 6, 20, 91, 99, 101, 113Tuber vermis, 24Tubérculo olfatorio, 6, 87, 89, 95, 97, 111,

113, 117Tubo

de dibujo, véase Cámara claradel microscopio, 41

U

Umbral de excitación, 178-179, 187-188Uncus, 6Ungulado, 5-6Unión celular intercomunicante o tipo GAP,

186-187Unión hendida, 187Úvula, 23-24

V

Valencia iónica,167Vascularización cerebral, 3, 5Vellosidades vasculares, 10Ventrículo lateral, 11, 17-18, 27-30, 33-36,

89, 97, 99, 101, 103, 111, 113, 117, 119

Vermis del cerebelo, 4, 17, 23, 31, 133Vernier, véase Escala deVesícula sináptica, 189, 192Vestíbulocerebelo, 136Violeta de cresilo, 67, 78

W

Weigert, véase Tinción de

X

Xilol, 68, 74, 78-81

Z

Zona incierta, 99, 101, 103, 111, 113dorsal, 101, 117ventral, 101

206

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