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Capítulo 10 Metodología diagnostica Animales de laboratorio
Capítulo 10 Metodología diagnostica Animales de laboratorio
METODOLOGIA DIAGNOSTICA ANIMALES DE LABORATORIO
Introducción
Antecedentes
Ronda d einstalaciones
Verificación del ambiente
Manejo físico de animales d elaboratorio
Métodos de contensión física
Manejo químico
Vías de sangrado
Vías de aplicación de medicamentos
Verificación d einstalaciones
Ronda clínica
Detección de animales enfermos
Toma de muestras
Pruebas de laboratorio
Integración del diagnóstico
Diagnóstico definitivo
Caso clínico
Literatura consultada
METODOLOGIA DIAGNOSTICA ANIMALES DE LABORATORIO
Dr. Carlos A. Tena Betancourt
Dr. F. Eduardo Tena Betancourt
INTRODUCCIÓN
En la investigación de cualquier problema relacionado con la salud de los animales el
médico veterinario, debe llevar a cabo necesariamente un cuidadoso y completo
examen físico e historia clínica, los que consideran la información referente al pasado,
las circunstancias inmediatas, el manejo, ambiente, alojamiento, además del
comportamiento animal mostrado, entre otras facetas, lo anterior, con objeto de
conocer la naturaleza de la afección y poder establecer un tratamiento eficaz y cuando
sea aplicable adoptar las medidas necesarias de vigilancia y control. Es menester
recordar que los datos clínicos, son la base más segura para desarrollar pericia y
experiencia, en donde la aplicación sistemática de los métodos clínicos aunado al
conocimiento etológico del animal en cuestión, permite al médico veterinario, conocer
la diferencia entre un animal enfermo y uno sano. Figura 38
Generalmente la enfermedad se manifiesta con cambios en la estructura de un
órgano o tejido, o en su función, así como en el comportamiento del organismo, en
donde tales cambios pueden ser cuantitativos, cualitativos o ambas a la vez, los que
pueden ser descritos como signos clínicos de la enfermedad y el proceso de deducir, a
partir de ellos la naturaleza de la enfermedad existente, se llama “Hacer un
Diagnóstico.”
Siempre que sea posible, el diagnóstico debe basarse en una consideración
racional de todos los datos evidentes a partir de características que presenta una
situación anormal en la salud del individuo, aunada a una conclusión razonada que
proporcionará la ayuda más útil para llegar al diagnóstico. En ocasiones en medicina
veterinaria el diagnóstico se hace sobre la base de experiencias anteriores; empero
este método puede fallar, cuando las características clínicas de una enfermedad son
atípicas o cuando se presenta por primera vez una enfermedad nueva.
“Formular un pronóstico” significa expresar una opinión respecto a la
probable duración y desenlace de una enfermedad. Generalmente siempre estamos
interesados en el pronóstico, es decir, deseamos conocer si se puede esperar una
pronta mejoría o si se restablecerá totalmente. Sin embargo, para el médico
veterinario, la mayor importancia radica en el diagnóstico, ya que sólo su conocimiento
le permitirá formular el pronóstico requerido y cuando sea necesario prescribir el
tratamiento adecuado y/o establecer las medidas profilácticas oportunas.
No siempre es posible hacer un diagnóstico exacto, es decir, determinar la
causa y naturaleza de la anormalidad o enfermedad, por lo que en ocasiones se
establece un Diagnóstico etiológico, esto es, determinar la causa de la enfermedad.
Figura 37.
Si la enfermedad no se puede identificar con certeza, se dice entonces, que el
“Diagnóstico es tentativo o presuntivo”. Si existe un signo particularmente
destacado, pero se desconoce el origen y la causa de la anormalidad primaria, puede
denominarse “Diagnóstico sintomático”, por ejemplo, la ictericia no es una
enfermedad, sino sólo un signo clínico de varios trastornos que pueden ocasionarla,
tales como la obstrucción del conducto biliar, anemias hemolíticas producidas entre
otras causas por ciertas infestaciones protozoarias de sangre y algunas afecciones
que causan lesiones al hígado.
Existen muy pocos signos clínicos con los que, por sí solos, se pueda
establecer un diagnóstico correcto, los cuales constituirán los Signos
patognomónicos, por ejemplo; el pulso venoso positivo en la insuficiencia de la
válvula tricúspide, el prolapso de la membrana nictitante en el tétanos de equinos.
Ahora bien, sí sólo se tuviera que tomar en consideración los signos patognomónicos,
la técnica de diagnóstico clínico se denominaría fácilmente, sin embargo, como la
mayoría de los signos pueden deberse a varias causas, el Diagnóstico requiere en
cada caso la aplicación de conocimientos precisos, junto con la experiencia práctica,
de lo cual se deduce, que el estudio de los signos y circunstancias presentes en una
enfermedad como tales, (propedéutica clínica o metodología diagnóstica) es un
antecedente necesario para realizar el diagnóstico. Por lo que, revierte importancia
conocer el comportamiento y la forma en que se presentan los signos y los métodos
para poder ponerlos de manifiesto o deducirlos, considerando su posible origen e
importancia.
De ahí, que la metodología diagnóstica (propedéutica clínica) sea una parte
esencial y básica en la práctica de la medicina veterinaria, ya que brinda al médico las
herramientas necesarias para poder complementar y expedir un correcto diagnóstico,
inicialmente en forma de pronóstico o diagnóstico presuntivo, para que al
complementar la información obtenida basada en evidencias, pueda integrar e
interpretar los resultados obtenidos y poder emitir así un Diagnóstico definitivo,
apoyado en evidencias. Figura 1.
ANTECEDENTES
Es requisito indispensable establecer una correcto diagnóstico, basado en aquellos
factores de manejo que pueden afectar el bienestar y la productividad de los animales
alojados en el Bioterio. Si tomamos en consideración, que por definición el manejo es
“Un conjunto de normas prácticas encaminadas a obtener una mayor
producción, proporcionando al animal el confort, seguridad y un desarrollo
corporal adecuado acorde a su fin zootécnico”. Ya que situaciones adversas, su
modificación o ausencia de alguna de éstas, ocasionarán disturbios y problemas,
repercutiendo en un estado que es considerado como estrés.
A su vez el estrés puede ser definido como “Un conjunto de reacciones
internas de tipo fisiológico, inmunológico y de comportamiento que el animal
pone en funcionamiento como respuesta ha cualquier factor o causa externa al
organismo, que intente modificar su estado de bienestar psicofísico u
homeostasis, alejándolo de su estado normal”.
De acuerdo con Stott, los factores contrarios al bienestar animal, que
intervienen en la presencia de estrés pueden ser clasificados desde cinco aspectos:
a) Factor Humano
Quizás el más importante de todos, en vista de que los animales de un Bioterio
dependen totalmente del trabajo y la calidad de las actividades desarrolladas en la
atención y cuidado diario proporcionados, entre las cuales se encuentran:
1) Alimentación
El alimento suministrado debe ser acorde a la especie o estirpe alojada. Otro
aspecto, que puede influir es el referente al propósito experimental, en el cual, el
sujeto experimental puede ser sometido a dietas diversas tales como dieta baja en
sodio, con alto contenido de grasa o proteína, entre otros o simplemente podría
requerir de una dieta especial (purificada o semipurificada).
Otro aspecto a considerar es la calidad y la digestibilidad de la dieta, ya que el
consumo de alimento proporcionado puede variar en base a la calidad de la misma.
Por otro lado, es necesario evitar cambios imprevistos de dieta o privaciones de
alimento (conejo) y agua, salvo que el bioensayo lo contemple por cortos periodos
de tiempo (ayuno), lo cual podría ocasionar hipoglucemia en los animales.
2) Higiene
Es otro aspecto importante que tiene por objeto eliminar la polución generada
durante la operación diaria y programada.
La rutina de limpieza diaria incluirá; la desinfección del alojamiento animal,
equipo accesorio (comederos, bebederos, etc.), además del cambio de material de
cama o lecho. La limpieza programada deberá de incluir; fumigaciones, limpieza de
las áreas de alojamiento primario (piso, paredes, etc.), así como del encierro
secundario o áreas anexas. La limpieza y desinfección estará determinada acuerdo
al nivel de bioseguridad o calidad microbial de los sujetos experimentales alojados y
bajo un estricto apego al manual de operación del bioterio, (descripción de las
actividades del personal). Por último, debe llevarse a cabo la rotación de
desinfectantes, considerando para ello el tipo, características y capacidad residual
de los desinfectantes empleados. Figura 3
3) Alojamiento
Incluye las jaulas, el encierro primario o cuartos de alojamiento y el encierro
secundario. Estos revierten importancia, ya que brindarán bienestar y un adecuado
desarrollo corporal y reproductivo. Este deberá ser acorde a la especie (roedores,
lagomorfos, etc.) y a los lineamientos establecidos en la normatividad respectiva
para espacio físico. Por otro lado, el encierro primario, puede estar influenciado por
la distribución, características de la construcción (paredes, techos, pisos, etc.), así
como del tipo de equipamiento, el sistema de ventilación y su distribución dentro del
encierro primario. Por último, deberá de considerarse las medidas de control de
insectos y roedores silvestres.
4) Manipulación de animales
Aspecto que debe ser realizado de acuerdo a la especie, ya que una manipulación
proporcionada a una especie determinada no corresponderá a otra, además de que
si ésta es inadecuada, puede afectar en la salud, conducta y reproducción del
sujeto experimental, además de repercutir en el procedimiento experimental. Este
tema será abordado más adelante con detalle. Figura 2
b) Factores Físicos
Están determinados por las condiciones del macroambiente, el cual a su vez
determinará el microclima prevaleciente dentro de la jaula, el cual es un factor
preponderante para el bienestar animal. Figura 4. El macroambiente esta conformado
por los siguientes parámetros:
1) Temperatura
2) Humedad relativa
3) Ventilación o reciclaje de aire
4) Iluminación
5) Ruido
Estos parámetros serán abordados ampliamente en la sección correspondiente a la
ronda de instalaciones.
c) Factores químicos
Son producto de la interacción de factores humanos y físicos, derivados de un
deficiente desarrollo de las actividades por la presencia y acumulo de
fermentaciones generadas por la presencia de cama, excretas, detritus y alimento
acumulado. Dentro de la polución provocada se encuentran la presencia de vapores
y/o gases de CO2, SH3, NH3, (Bióxido de carbono, ácido sulfhídrico, amoníaco),
entre otros, que se incorporan al medio ambiente. Asimismo, se debe considerar los
químicos que son empleados durante la rutina diaria como insecticidas,
desinfectantes o de los que se incorporan al agua de bebida y/o alimento.
d) Factores Patológicos
Predispuesto por la presencia y prevalencia de agentes infecciosos y parasitarios
presentes en una colonia determinada, que pueden ser originados por distintas
causas como las deficiencias de manejo, inadecuada rutina de trabajo (higiene), la
falta de acatamiento en las disposiciones sobre medicina preventiva (intromisión de
animales de nuevo ingreso), falta de previsión en los procesos de esterilización o
de desinfección de material de cama, del área física, o por la presencia de estrés,
los que ocasionarán alteración en la homeostasis de los animales.
d) Factores Fisiológicos o Sociales
Esta determinado por la estimulación que se ejerce sobre los diferentes órganos
olfativos, visuales, auditivos y táctiles del animal, los cuales le permiten al animal
relacionarse con el entorno y sus congéneres en la jaula. Sobrepasar la capacidad
física del alojamiento (cuarto/jaula), propicia estrés en los animales, derivado de
la sobrepoblación (síndrome Whytten, Bruce), lo que predispondrá al
establecimiento de jerarquías, agresiones e infertilidad, generado por competencia
por el espacio vital, alimentación, agua, etcétera, lo cual modificará el
comportamiento y con ello el bienestar animal. Figura 30
Dichos factores se encuentran interactuando constantemente y una forma
de controlarlas o corregirlos es implementar un manual de operación y
procedimientos, que esté apoyado en el desarrollo tecnológico y los avances en la
zootecnia, que han determinado el paso de bioterios de tipo convencionales a
bioterios de barrera con diferentes niveles en su estatus microbiológico.
Es común encontrar en Bioterios de laboratorios, centros de investigación,
docencia y empresas comerciales que producen y multiplican sujetos de prueba y
para experimentación que están expuestos a una mayor densidad poblacional,
llevándolos ha exigencias productivas casi al limite de sus posibilidades
fisiológicas, con mayores ritmos reproductivos, entre otros.
Asimismo existen especies que son más sensibles al estrés, como el ratón
DBA/2 cobayos y los jerbos, que debido a sus hábitos crepusculares o al instinto
de vivir en madrigueras subterráneas, presentan un carácter tímido y miedoso.
Otro ejemplo, pueden ser el conejo y roedores, los cuales presentan un elevado
metabolismo, que les permite incrementos ponderadles en los primeros días de
vida (3 primeros meses), los cuales son superiores a los de cualquier mamífero
doméstico. De igual forma, el denso pelaje en el caso del conejo es un serio
problema, ya que no cuenta con glándulas sudoríparas, haciéndolo más
susceptible a las altas temperaturas, que afectan el bienestar.
Es por ello, que para mantener estas exigencias productivas y sanitarias, así
como garantizar su bienestar, los animales de laboratorio requieren de condiciones
ambientales y de manejo óptimos, las cuales al verse modificadas o carecer de
ellas, repercutirán ocasionando incomodidades, disturbios, tensión y estrés que
conlleven a cambios conductuales y productivos, incluso de tipo aberrante.
RONDA DE INSTALACIONES
El examen clínico es efectuado por medio de los sentidos como la vista, el tacto, oído
e incluso el olfato y comprende dos partes:
a) Examen general y particular incluyendo la primera inspección
b) Examen físico
La inspección preliminar o ronda de instalaciones, debe iniciarse estableciendo
un canal de comunicación (médico veterinario, personal e investigador), para recabar
los antecedentes del problema. Posteriormente se verifica el entorno, el cual incluirá la
inspección a distancia de los animales, considerándose el aspecto físico, postura,
comportamiento y su desplazamiento en la jaula. Figura 30
La información podrá ser reunida a través de un sencillo interrogatorio con
preguntas orientadas hacia el problema, el manejo entre otros aspectos de manejo.
Dicho listado puede ser orientado a los aspectos de manejo, higiene, alimentación,
reproductivos o productivos, sanitarios.
El siguiente listado podría servir de guía, aunque las preguntas pueden variar
dependiendo de las circunstancias presentes, tipo de Bioterio y causas que lo
ocasionan.
1. ¿Identificar cual puede ser el problema?
2. ¿Cuando se inició el problema?
3. ¿E posible establecer la causa del problema?
4. ¿Cuantos animales presentan el problema?
5. ¿Se a difundido a otros animales?
6. ¿Qué tan rápido y como se ha difundido?
7. ¿Qué cambios clínicos se ha observado en los animales?
8. ¿Ha habido animales muertos?
9. ¿Cuántos animales han muerto?
10. ¿Cómo se disponen de los cadáveres?
11. ¿Se implementaron medidas o tratamientos para solucionar el problema?
12. ¿Ingresan personas ajenas a las áreas de alojamiento animal?
13. ¿Existe control sobre el ambiente?
14. ¿Existe manejo reproductivo de las colonias?
15. ¿El sistema reproductivo implementado corresponde a la cepa o estirpe genética
reproducida?
16. ¿Quién es responsable de aplicar y manejar el sistema reproductivo?
17. ¿Qué medidas de control sanitario se implementaron?
18. ¿Las medidas sanitarias son acordes al tipo de bioterio y/o estatus microbiológico
de la estirpe o cepa?
19. ¿Se cumplen con las medidas de control sanitario?
20. ¿Son supervisadas las rutinas de trabajo desarrolladas?
21. ¿Existe control de fauna nociva?
22. ¿Qué fauna nociva ha sido capturadas y donde?
23. ¿Qué tipo de alimentación es empleado?
24. ¿El alimento proporcionado es específico para la especie?
25. ¿Siempre es suministrado el mismo tipo y marca de alimento?
26. ¿Cómo es suministrado el alimento a los animales?
27. ¿Dónde y como es almacenado el alimento?
28. En caso de proporcionar forrajes:
a) ¿Qué tipo de forraje se proporciona?
b) ¿En donde y cómo es almacenado el forraje?
c) ¿Se toma alguna medida sanitaria con el forraje?
d) ¿A que especies se les proporciona?
28. ¿De donde se abastece de agua suministrada?
29. ¿El agua se almacena en cisterna o tinacos?
a) ¿Cada cuando se limpian y desinfectan éstos?
30. ¿Recibe algún tratamiento de potabilización al agua antes de utilizarla?
31. ¿Cómo se administra el agua a los animales?
En caso de sistema automatizado o semiautomático
a) ¿A qué intervalos se limpian y desinfectan las líneas de abastecimiento o
botellas, chupones de agua?
32. ¿El equipo es acorde a la especie que aloja?
33. ¿Cuál es la frecuencia de limpieza y/o desinfección del equipo?
34. ¿Frecuencia de limpieza y/o desinfección del encierro primario?
35. ¿Frecuencia del cambio de material de cama o lecho?
36. ¿Cuál es el destino final de los residuos biológico-infecciosos?
37. ¿El procedimiento experimental interfiere en la salud del animal?
VERIFICACION DEL AMBIENTE
Recabada la información, se procede ha realizar el recorrido por las instalaciones con
el objeto de determinar y constatar las condiciones imperantes, incluyendo un análisis
de las condiciones ambientales (temperatura, humedad relativa, ventilación y
luminosidad, ruido), las actividades del personal y flujos, así como las características
físicas del alojamiento, la distribución de áreas funcionales, (drenaje), higiene y
manipulación de animales. Los aspectos básicos que deben ser evaluados en una
verificación son:
1. Condiciones ambientales
La evaluación del ambiente del bioterio es básico, ya que éstos son totalmente
cerrados y requieren tener un control total del ambiente, a efecto de evitar
fluctuaciones en las condiciones del ambiente que puedan interferir o afectar la el
bienestar animal y repercutir en su reproducción o en el procedimiento
experimental. Los bioterios son instalaciones que cuentan con sistemas de aire
acondicionado con distintas grados de sofisticación (con o sin filtrado en diferentes
grados), de acuerdo al tipo o características de los animales alojados en el bioterio.
Figura 31
Los parámetros a evaluar comprenden:
a) Temperatura
La temperatura, humedad relativa y ventilación se encuentran íntimamente
relacionados e interactúan entre sí, ya que sí uno de ellos es afectado, los otros
parámetros se verán modificados. Es por ello, que se requiere verificar el
registro de control de temperatura, asimismo, se estima necesario conocer el
número y la distribución de las rejillas de inyección y extracción de aire dentro
de las áreas funcionales.
Otro aspecto a verificar es sí el sistema ambiental cuenta con la
capacidad para mantener rangos de temperatura, humedad y ventilación de
acuerdo a las especies alojadas en forma independiente o general. En el caso
de que el equipo no tenga ésa capacidad, entonces se deberá considerar
establecer un rango intermedio, a fin de mantener el confort de las distintas
especies.
La densidad poblacional, el diseño de la jaula, la presencia o no de
filtros en la jaula, así como el tamaño de los cuartos y la distribución o
localización de las rejillas de inyección y extracción de aire dentro del
alojamiento animal, son causas a considerar para establecer el volumen,
velocidad del aire y el rango de temperatura más adecuado, dado que estos
aspectos son variables que pueden modificar o influenciar el microclima o el
ambiente animal. Por ejemplo, en jaulas de alojamiento para roedores con tapa
filtros, la temperatura se incrementará de 0.55 a 2.2º C por arriba del ambiente
del cuarto, así también, una elevación cercana a los 30º C, puede predisponer a
la muerte por golpe de calor o temperaturas bajas a la presencia de problemas
respiratorios o hipotermia. Asimismo, puede producir alteraciones metabólicas,
cambios fisiológicos y conductuales, repercutiendo y modificando en los
resultados experimentales del sujeto experimental. Figura 30
Las modificaciones de temperatura ventilación y humedad, ocasionan
generalmente cambios conductuales y físicos, esto con el objeto de llevar a
cabo la regulación física, química y conductual de la temperatura corporal. Esta
regulación puede verse reflejada en disminución o incremento de la ingesta de
alimento, agua, modificaciones en la posición del animal (enconchados o
estirados sobre el piso o revolcándose sobre sus excretas, entre otros), o puede
incluso llegar a modificar la termogénesis con o sin presencia de
estremecimientos musculares, a efecto de compensar las variaciones de
temperatura ambiental.
Los rangos temperatura que se deberán observarse como normales podrán
depender de la especie en cuestión:
a) ESPECIE RANGO
Ratón 22 – 25º C
Rata 20 – 25º C
Hamster 21 – 24º C
Cobayo 16 – 20º C
Conejo 15 – 20º C
Cuadro 1. Temperatura ambiental
b) Humedad relativa
Puede ser mantenida a través del uso de humidificadores portátiles o por medio de
un sistema de aire acondicionado automatizado. Dicho tipo de equipo proporcionará
una gran estabilidad ambiental. La presencia de una sobrepoblación en el cuarto,
podrá elevar los niveles de amoníaco (20 o + ppm), y del bióxido de carbono
ambiental (CO2), lo que ocasionará un incremento en la humedad relativa
ambiental, lo cual predispondrá a la presencia de “Rinitis, o procesos respiratorios,
así como a micosis cutáneas o superficiales” (tiña). Por otro lado, cuando se
presentan disminuciones acentuadas en el porcentaje de humedad relativa del
ambiente, está predispondrá a un padecimiento en ratas conocido como “Cola
Anillada.”
El rango de humedad relativa, puede variar con la especie de acuerdo al siguiente
cuadro:
b) ESPECIE RANGO
Ratón 50 – 70 %
Rata 50 – 55 %
Hamster 45 – 65 %
Cobayo 50 – 60 %
Conejo 40 – 50 %
Cuadro 2. Humedad relativa.
c) Ventilación
El objetivo principal de la ventilación es asegurar la oxigenación y sustituir el
aire viciado por gases nocivos, generados en un área, debido a la presencia de
fermentaciones del alimento, material de cama, polvo, CO2, NH3, entre otros. La
ventilación dinámica es esencial en el bioterio, ya que éste es una instalación
cerrada, por lo que necesariamente se requerirá de un sistema de intercambio
gaseoso eficiente, con capacidad preservar la temperatura, humedad, además
de que puede incluir preferentemente el filtrado del aire, acorde al nivel del
bioterio y estatus microbiológico de los animales.
a. Cuando el sistema de ventilación resulta deficiente, lo primero que se
incrementará será el nivel de NH3 y CO2, más allá de los niveles
permisibles (+ 8 - 10 ppm). Para mantener éste rango, se requiere
forzosamente de un correcto número de cambios de aire por hora, y
regular la temperatura y humedad relativa
En la ventilación dinámica, es necesario considerar que un caudal de
ventilación alto, obliga a una mayor velocidad de aire, lo que ocasiona; menor
temperatura y humedad relativa dentro del cuarto, por lo que este tipo de
caudales de ventilación precisará de temperaturas elevadas y de una
higrometría también alta. Asimismo, es esencial considerar el gradiente de
presión dentro de las áreas funcionales, ya que éste puede fungir como barrera
física, de acuerdo al flujo o volumen inyectado (presión +) o extraído (presión -),
aunado al cual número y distribución de las rejillas de inyección y extracción de
aire. De igual forma la ubicación permitirá un barrido longitudinal adecuado y
evitar así la formación de zonas grises u oscuras dentro de las áreas. Cuando
las rejillas de inyección quedan por encima de las jaulas de alojamiento animal,
predisponen a la prevalencia de procesos respiratorios en los animales,
(corriente continua).
Los aspectos a evaluar, deberán de contemplar; la concentración de gases o
de vapores ambientales en el área (NH3, CO2), la polución generada de la
operación diaria (polvo, partículas, pelos), mantenimiento de los gradientes de
presión, estado o capacidad de filtrado del aire, además de determinar el barrido y
la densidad poblacional del área.
El avance en la tecnología en el ámbito de la ciencia en los animales de
laboratorio e investigación, ha permitido la implementación de sofisticados sistemas
de alojamiento animal, los cuales proveen al animal de un microambiente dotado de
barrera ambiental o tapas filtros, así como el filtrado de aire, con filtros de alta
eficiencia tipo HEPA, mismos que garantizan el estatus microbial o esterilidad del
entorno animal, manteniendo de esta forma la barrera de bioseguridad, misma que
se realiza a través de un flujo aire de entrada y de salida estéril, al tiempo de
regular la temperatura y humedad relativa. El manejo de este tipo animales requiere
del uso de de campanas de flujo laminar con filtrado de tipo HEPA (99.97% de
filtrado). Figura 37
Estos equipos, permiten mantener un microambiente estéril, de tal forma que
no se requiere de aire acondicionado con capacidad de filtración alta (tipo HEPA),
los cuales facilitan y mantienen la barrera. Figura 37
El control y eficiencia de gradientes de presión y del flujo de aire, es llevado a
cabo a través de barómetros y anemómetros. Los cambios de aire por hora
recomendados acorde a la especie se describen a continuación:
c) ESPECIE RANGO
Ratón 8 – 12
Rata 10 – 20
Hamster 6 – 12
Cobayo 4 – 8
Conejo 10 –20
Cuadro 3. Cambios de aire/hora.
d) Iluminación
Durante la inspección es necesario determinar si los animales alojados son
estacionales o no estacionales, a efecto de considerar el fotoperíodo es el
correcto. De igual forma se debe observar la fotointensidad, para determinar la
calidad del espectro lumínico, acorde a la especie.
Por ejemplo, la rata, el ratón y el hámster son animales no estacionales
y tienden a presentar ciclos estrales normales durante todo el año, además de
que dichas especies muestran respuestas importantes a las variaciones en la
intensidad lumínica y al fotoperíodo, por tal motivo, es importante evitar que las
luces del alumbrado público o de pasillos del bioterio no interfieran durante la
noche con el ciclo circadiano de los animales, (interferencias en el fotoperíodo).
Asimismo, lograr una difusión homogénea del haz o arco de luz dentro de las
áreas, evitará la presencia de zonas grises u oscuras, que también afectarán el
ciclo.
Los ciclos de luz/oscuridad pueden ser de 14 x 10 hrs. o de 12 x 12 hrs.
de acuerdo a la especie. En algunas especies como el conejo, pueden ser de 8
x 14 (gazapos) o 16 x 8 hrs. (reproductora), el control de los dichos ciclos
pueden ser logrados a través del empleo de relojes de tiempo programables
(timers), que determinarán las horas luz/oscuridad y pueden ser eléctricos,
digitales y electromecánicos.
En relación a la intensidad de luz (fotointensidad) en el alojamiento
animal, es determina por medio de la unidad de medida conocida como lumens
o bujía pie a 1 metro del piso, a través de dimmers, éste generalmente depende
del número de focos e intensidad (watts), así como por su distribución en el
área. En cuanto al espectro lumínico, éste tendrá que tener preferentemente
una calidad similar al espectro solar o la luz de día, con el objeto de no afectar
los procesos reproductivos y fisiológicos de los animales. Figura 39
Asimismo, se debe evitar que el haz de luz se proyecte directamente
sobre las jaulas de los animales, con el objeto de evitar una sobre exposición
lumínica, sobretodo en cepas de roedores albinas. Ztotzer en 1970 y Greenman
y colaboradores, en 1982, demostraron que niveles de 806 a 1076 lúmenes (lx)
o bujía pie (a 1 mt. del piso), son consideradas como una iluminación adecuada
para el humano, pero no así, en el caso de ratas y ratones albinos, ya que se
ocasiona degeneración retinal debido a la presencia de dichos lúmenes, por lo
que éstos no deberán de exceder los 323 lúmenes, a un metro del piso alojados
en cajas y/o racks (100 bujías pie).
Por lo que, es necesario determinar si las lámparas se encuentran
ubicadas preferentemente sobre los pasillos, de tal forma que el haz de luz que
forma permita un ángulo o arco de luz se distribuya diagonalmente hacia los
estantes con jaulas, logrando así una distribución más homogénea dentro del
cuarto y se evita que la luz quede directamente sobre los animales del bioterio.
Cabe señalar, que las lámparas de luz incandescente no se recomiendan en los
cuartos de alojamiento animal, ya que éstos varían la temperatura ambiental del
cuarto, derivado del calor generado por la incandescencia.
e) Ruido
Factor que influirá directamente el bienestar animal y modificará el proceso
reproductivo y el comportamiento, derivando del estado de alerta o estrés que
ocasionará en los animales. De acuerdo con estudios realizados por Peterson y
colaboradores, el ruido, es capas de impactar en los parámetros metabólicos y
de tipo endocrino, provocando incrementos en la presión arterial, por ejemplo, en
primates. Otro aspecto a considerar, es el alojamiento de especies antagónicas
o enemigos naturales, así cuando especies demasiado ruidosas (perros,
primates, gatos), lo que constituye un factor estresante para roedores y
lagomorfos, los cuales normalmente son silenciosos. También se tiene que
considerar el ruido, que es atribuible a las actividades de las rutinas de trabajo
diario (manejo de equipo, racks, jaulas), así como por el ocasionado por el
personal (chiflidos, gritos, música, etc.).
Existen reportes, como el de Anthony y colaboradores, que mencionan
la capacidad de daño que ocasiona el ruido y éste es medible en decibeles. Los
decibeles se traducen en presión de sonido, que dependiendo de la intensidad y
exposición puede ocasionar desde daño mecánico en oído (+ 160 db), hasta
lesiones por exposición prolongada (100 db), como las ocasionadas por el ratón
DBA/2, el cual sufre de convulsiones audiogénicas a exposición de ruidos
superiores a los 85 decibles de presión de sonido.
Es necesario considerar que los animales toleran ruidos acústicos
similares a los tolerados por el humano, motivo por el cual, es menester verificar
el tipo de especie alojada, las rutinas de trabajo y la distribución de la planta
física del bioterio, para verificar si las áreas cuentan con un adecuado
asilamiento acústico, ya sea a través de la presencia de trampas de aire,
puertas (o doble puerta), paredes, (con buena densidad), pasillos y materiales
diversos que proporcionan un correcto asilamiento acústico.
2. Manejo físico de animales
El manejo de animales requiere que el personal cuente con la técnica y destreza
necesaria para manipular a los animales, acorde a la especie en cuestión.
Durante el manejo se deben considerar tres aspectos básicos, consistentes en
capturar, manipular y levantar, además el manejo esta condicionado acorde a la
ocasión, la especie y el temperamento del animal, considerando para ello la actitud
y comportamiento mostrado por el animal durante el acercamiento previo al manejo.
Uno de los objetivos del manejo es la de proveer al manejador de un acceso al
área de auscultación, evitando una excesiva manipulación, estrés, dolor o que
influencie cambios de conducta. Asimismo, el manejo debe estar regido por tres
premisas básicas, mismas que se mencionan a continuación: firmeza, cuidado o
gentileza y seguridad.
La manipulación física, permite realizar diagnóstico de preñez, revisiones
clínicas, obtención y administración de líquidos corporales, el manejo de animales y
procedimientos experimentales. En ocasiones un método físico inicial permitirá la
inducción de un método químico, que facilite la manipulación o sujeción del animal.
A continuación se mencionan diferentes técnicas para la manipulación física de los
animales de laboratorio.
MANEJO FÍSICO DE ANIMALES DE LABORATORIO
a) Ratón:
• Sujetando de la parte media o base de la cola, por medio de los dedos
índice y pulgar o por el empleo de pinzas con punta ahulada.
• Por retracción o repliegue de la piel de la espalda y/o el cuello, con
sujeción de la cola. Figuras 5 y 6
b) Rata:
• Sujetando la cola, en su porción media o base, utilizando para ello los
dedos índice y pulgar.
• Se sujeta inicialmente la cola en zona media o base con los dedos índice
y pulgar, colocándola sobre una superficie áspera (que se afiance), y
haciendo una ligera pero firme tracción hacia atrás, se emplea la otra
mano para colocar el dedo índice sobre el hombro, mientras el pulgar se
desliza por la axila del lado contrario al dedo índice y los dedos medio,
anular y meñique, son colocados por debajo de la otra axila, permitiendo
rodear el tórax de la rata. Por último la cola se coloca entre el dedo
meñique y anular de la misma mano que sujeta a la rata.
• Sosteniendo el cuerpo (tórax y abdomen) en posición dorso-ventral, sin
ejercer presión excesiva durante el proceso de traslado a otra jaula en el
cambio de cama. Figuras 7,8,9,10
c) Hámster:
• Aprovechando su naturaleza curiosa, el hámster puede ser manejado
introduciendo un bote colocando dentro de la jaula, para que se introduzca
en él.
• Formando una oquedad con ambas manos e introduciéndolas dentro de la
jaula para que se introduzca por curiosidad.
• Por medio del repliegue de la piel de la espalda y cuello, empleando para
ello, el dedo pulgar e índice y junto con los demás dedos se repliegan
sosteniendo la piel contra la palma de la mano.
d) Cobayo:
• Se coloca al cuyo sentado sobre la palma de la mano, dejando que la
espalda y grupa del animal, se recargue sobre la palma de la mano.
(animales pequeños)
• Se sujeta al cobayo por el tórax por debajo de las axilas, soportando el
peso del animal en la palma de la otra mano. (animales adultos y
gestantes)
• Sujetando al animal alrededor del cuerpo (tórax y abdomen), sin
presionarlo excesivamente, para trasladarlo a otra jaula durante la rutina.
Figura 11,12,13
MÉTODOS DE CONTENCIÓN FÍSICOS
a) Cepos o restrictores de contención física para roedores
Son dispositivos que permiten la introducción de roedores o lagomorfos. En el
caso de roedores, la cola queda fuera del cepo y en la base del mismo presenta
orificios que permiten tener acceso al cuerpo del animal. Los cepos para
conejos, exponen básicamente la cabeza del animal. Existen diferentes diseños
y son manufacturados diversos materiales como plástico (acrílico o
policarbonato) o metal. Esto permite tener las manos libres para realizar diversos
procedimientos (inyecciones, sangrado, toma de presiones o constantes
fisiológicas).Figura 14
b) Bases de inmovilización o para uso quirúrgico
Los restrictores permiten sujetar al animal por las extremidades en una posición
dorso-ventral o en decúbito ventral, (con o sin anestesia). Este procedimiento
permite realizar diversos procedimientos técnico-quirúrgicos o experimentales,
tales como laparotomías, punciones cardíacas, entubado endotraqueal,
curaciones, entre otros. Estos dispositivos son generalmente manufacturados en
distintos materiales. Figura 40.
MANEJO QUÍMICO
El empleo de sustancias químicas deberá ser utilizado cuando el manejo o
procedimiento experimental pueda ocasionar estrés, dolor, malestar o altere el
bienestar del sujeto experimental, siempre y cuando el empleo de éste no afecte
o interfiera en o los resultados del procedimiento experimental. El manejo
químico, requerirá de una sujeción física previa a la inducción química. Figura
40. Los tipos de sustancias que se pueden emplear son:
1) Anestésicos Inhalados
Este tipo de anestesia deberá de realizarse a través de diferentes vías como
el goteo en cono abierto, campana de anestesia, cámara de anestesia o
equipo de anestesia inhalada, los cuales evitarán la inhalación de vapores por
parte del personal y animales.
• Eter
• Halotano (no emplear en cobayos produce hepatoxicidad)
• Metoxiflurano
• Enfluorano, entre otros.
2) Anestésicos inyectables
El uso de éste tipo de anestésicos requiere de habilidad y el conocimiento
técnico de las diferentes vías de administración de acuerdo a la especie en
cuestión. El tipo de sedante dependerá de la especie, cepa y vía de
administración.
a) Tranquilizantes
• Xilacina o rompúm
• Clorhidrato de ketamina
• Acepromacina
• Droperidol (no emplear en cobayos, produce necrosis muscular)
b) Anestésicos
• Tiopental sódico
• Pentobarbital sódico
• Fenobarbital sódico,
• Clorhidrato de ketamina
• Hidrato de coral
d) ESPECIE Corazón
*
Vena
Safena
Vena
Oreja
Vena
Cola
Seno
Orbital*
Vena
Facial**
Dedo
del
pie
Ratón x x x x x
Rata x x x x x x
Hamster x x
Cobayo x x x
Conejo x x x
Cuadro 4. Vías de Sangrado.
* Procedimiento requiere de anestesi)
(** Vía que sustituye al plexo venoso del seno orbital)
Figuras 19,20,21,22,23,24
e)
f) ESPECIE
Oral
H2O
Alimento
Intragástrica
SC
Dorso-
lateral
y nuca
IM
Bíceps
femoral
Músculos
glúteo
IP
Ratón X X x x
Rata X X x x
Hámster X X x x
Cobayo X X x x
Conejo X X x x
Cuadro 5. Vías de administración.
(SC= subcutânea, IM= Intramuscular, IP= Intraperitoneal, IV = Intravenosa o endovenosa).
Figuras 15,16,17,18
g) Ubicación
Ratón Rata Hamster Cobayo Conejo
Vena Cola x x
Vena Safena x x x x
Vena Marginal Auricular x
Vena Lateral Metatarsiana x x x
Venas Yugulares x
Cuadro 6. Vías de administración endovenosa.
VERIFICACIÓN DE INSTALACIONES
3. Infraestructura del bioterio
Los bioterios, son instalaciones totalmente cerradas y dotadas de una
infraestructura básica con diferentes grados de sofisticación y con control del
ambiente animal. El sistema de ventilación del aire acondicionado deberá de estar
protegido de la presencia de vientos dominantes para que no entorpezcan la
eficiencia y funcionamiento del equipo. Figura 36
Las instalaciones, equipamiento y manejo del bioterio, dependerán
esencialmente de su propósito, el estatus microbiológico de los animales y en su
defecto de la duración del procedimiento experimental. Los bioterios pueden ser
clasificados:
a) De acuerdo al propósito
• Centro de producción
• Centros de experimentación
• Centros de producción y experimentación (mixtos)
b) Acorde al tipo de barreras, restricciones y controles físicos y
microbiológicos del ambiente.
Determinado por el estatus microbiológico de los animales, grado de
sofisticación de las barreras, manejo y tipo de experimentación. Figura 35, 36
• Axénicos
• Gnotobióticos
• Libres de patógenos específicos
• Convencionales.
c) Duración del procedimiento experimental que se realiza.
• Experimentación de corto plazo
• Experimentación de largo plazo
Características de diseño de un bioterio que deben ser consideradas:
1) Características de las instalaciones
2) Capacidad física por área funcional
3) Categoría del bioterio
4) Especies alojadas y características genéticas
5) Tipo de barreras implementadas y estatus microbiológico de los animales
6) Diagramas de flujos
7) Desarrollo de actividades del personal. Figura 29
A continuación se describen los aspectos que deben ser considerados durante
la evaluación.
2) a) Instalaciones
Están formadas por áreas denominadas funcionales, que incluyen el área de
lavado o servicios, de alojamiento animal (producción y experimentación), de
aislamiento (recepción y cuarentena), áreas especiales o de bioseguridad área
administrativa, vestidores de personal, bodegas, almacenes, área técnica
(equipos), pasillos básicamente. La presencia de barreras en un bioterio esta
determinado por el diseño de construcción, acabados, equipamiento, medidas de
control y manejo, características microbiológicas de los animales alojados y tipo
de experimentación o propósito del bioterio, aunado a la eficiencia en el
desarrollo de las actividades del personal. Figura 34
La inspección deberá de incluir los acabados y características de
paredes, techos, pisos, puertas, lámparas y tubería, distribución de las áreas,
incluyendo el equipo de control ambiental y las rejillas de inyección y extracción
de aire (condiciones ambientales). De igual forma se evaluara el asilamiento de
tipo acústico y lumínico de las áreas, así como la capacidad física del cuarto y
por unidad de jaula y las especies alojadas (evitar distintas especies o cepas en
el mismo alojamiento). Figura 28
El área de lavado, constituye un área de servicio esencial para el
bioterio, ya que es donde se realiza todo el proceso de descontaminación del
equipo empleado, implementado en el manual de operaciones. Es necesario que
dicha zona cuente con secciones y la implementación de barreras físicas, para
mantener un correcto flujo de circulación, (puertas de apertura en solo sentido),
así como el manejo de gradientes de presión (presiones +/-), e intercambio
gaseoso adecuado. Figura 29
Se deberá considerar en la evaluación de paredes, techos o plafones y
el piso, que éstos sean de tipo monolítico resistentes a la humedad y con
presencia de cuervas sanitarias que faciliten su limpieza.
Es necesario determinar la presencia o no de pisos técnicos Relativo al
techo, es necesario considerar sí se cuenta o no con un piso técnico, de tal
forma que éste facilite realizar las reparaciones necesarias, sin necesidad de
que el personal ingrese a las distintas áreas y contamine. La altura recomendada
oscila entre 2.15 a 2.50 m. El piso, deberá de ser de acabado monolítico y con
resistencia química y mecánica al impacto además de presentar curva sanitaria y
evitar la presencia de coladeras que contaminen. Figura 25
Las puertas, deben tener una amplitud que oscile entre 1.00 a 1.20 m, y
con una altura promedio de 1.90 a 2.30 m, dependiendo del equipo. Deberá de
presentar un empalme correcto y constituir una barrera física (lumínica,
ambiental, acústica). Los pasillos, permitirán un adecuado flujo de circulación y
del personal, debiendo contar con una amplitud que puede oscilar entre 1.20 m a
2.00 m. Con relación a los gradientes de presión en pasillos, se sugiere que
éstos presenten un gradiente de tipo negativo, con relación a los cuartos de
alojamiento, con el objeto de evitar que la contaminación penetre a las áreas de
alojamiento animal. Figura 27
b) Zonas aisladas y de bioseguridad
Las zonas aisladas son áreas que permiten mantener animales en
asilamiento o en observación, de animales de nuevo ingreso (cuarentena),
enfermos o en experimentación. Dicha área deberá de contar con la misma
infraestructura que el resto del bioterio y el manejo deberá de ser realizado al
final de la rutina, además de estar ubicados preferentemente a la entrada o
salida del bioterio, estando lo más retirado o asilado posible de las colonias.
Figura 33
El área de bioseguridad, es una zona de barrera prioritaria, en donde se
alojan o producen sujetos experimentales con un estatus microbiológico alto
(SPE, gnotióticos, axénicos), que requieren de alta seguridad biológica y de
una atención y cuidados especiales, que incluyen esterilidad y estrictas
restricciones de acceso. Éste tipo de áreas, mantienen sujetos experimentales
sometidos a procedimientos experimentales de alto riesgo biológico (vacunas,
estudio de enfermedades infecciosas) que pueden implicar en momento dado
un alto riesgo para la salud pública o de tipo epizoótico. Así mismo, el personal
deberá de contar con equipo de protección especial, que proporcione
aislamiento y evite contaminación de los animales o del ambiente. Figura 26
La inspección de dichas áreas deberá de realizarse en estricto apego a
las restricciones y lineamientos de bioseguridad establecidos al efecto. Los
implementos de limpieza y personal deberán de ser diferentes a los empleados
en otras áreas, para evitar una posible contaminación.
c) El flujo de circulación
Se considera la circulación del equipo y del personal que se lleva a
cabo a través de pasillos existentes (limpio y sucio), acorde al diseño de la
planta física y en concordancia con el manual de operación del bioterio. Se
entiende por pasillo limpio, aquel por donde transita el equipo limpio proveniente
del área de lavado de la zona de preparación y se dirige hacia el área de
alojamiento animal. El pasillo sucio, permitirá el traslado del equipo sucio
proveniente de las áreas funcionales hacia el área de lavado en la zona de
desenvaine. Generalmente la circulación incluye también el transito del
personal, de tal forma que permita un desarrollo higiénico de las rutinas de
trabajo y coadyuva a respetar el flujo recirculación, así como las barreras y
restricciones implementadas. Existen bioterios con un flujo bidireccional (un
pasillo), el cual implica que el personal y equipo deberán transitar por el mismo
pasillo. La inspección de este aspecto abarcará su amplitud, acabados, remate
de piso con paredes y techo (zoclo sanitario), puertas y la ausencia de objetos
sobrepuestos, con excepción de protector de pared. Figura 27,28
d) Desarrollo de actividades del personal
Las actividades del personal deben ser siempre supervisadas, ya que pueden
constituir un factor capaz de provocar factores adversos de tipo no experimental,
los cuales pueden ocasionar estrés, procesos infecciosos entre otros, los cuales
se pueden derivar de la falta de higiene o de condiciones ambientales
inadecuadas.
Los aspectos a revisar deberán de incluir:
1) Manipulación de animales
Aspecto desarrollado durante la revisión clínica de animales y en la rutina de
trabajo diario, dado que una manipulación inadecuada, excesiva o deficiente,
propiciará estrés, lesiones, así como cambios en la conducta de los animales,
además con la posibilidad de un posible abandono de críos o pérdida de los
mismos sobre todo durante el cambio de cama. Otro aspecto a evaluar, es el
manejo de controles y registros reproductivos de donde se pueden obtener
información relativa a la eficiencia reproductiva, curvas de crecimientos,
mortalidad y datos clínicos.
2) Higiene
Deberá de incluir tanto el equipo de alojamiento animal, así como las
instalaciones y la del personal. De esta forma se podrá abatir la carga
bacteriana. Este aspecto también reencuentra en relación directa con el estatus
microbiológico y clasificación del bioterio y deberá estar implícito en los
manuales de operación estándar del bioterio. De esta forma se evitará un posible
problema de salud ocupacional (zoonosis) o de epizootias. (estreptococias,
estafilococias, pseudomoniasis, micoplasmosis, legioneliosis, salmonelosis,
leptospirosis, parasitosis, etc.). Figura 32
RONDA CLINICA
La ronda clínica es un proceso clínico propedéutico auxiliar, que permite al médico
veterinario determinar de forma rápida y sencilla el estado de salud de los animales,
así como de las condiciones prevalecientes de ambiente, equipamiento e instalación
animal. Dicho aspecto involucra la visita de las diferentes áreas del bioterio y
observando a distancia, a los animales detectando cambios de comportamiento,
postura, actitud y presencia de signos evidentes de enfermedad (presencia de
secreciones o exudados, tumoraciones, abscesos, diarreas, desnutrición, entre otras),
así como el posible deterioro de instalaciones o fluctuaciones en las condiciones del
ambiente animal. De esta forma se optimiza el tiempo y esfuerzo del médico o
responsable para la implementación de tratamientos, asilamiento de enfermos y
corrección de fallas.
Asimismo, se deberá observar el material de cama, charolas o parrillas en
busca de la presencia de cambios en las deyecciones (diarrea, en forma de rosario,
sangre o secreciones mucopurulentas o sanguinolentas). También se determinará la
densidad poblacional, en base a la capacidad física del área y del equipo de
alojamiento animal existente. El espacio físico estará determinado con base a las
características de la especie a alojar. A continuación, se mencionan la superficie
requerida por especie:
El no cumplir con las especificaciones de espacio físico vital, puede
predisponer a jerarquizar y peleas, trastornos nutricionales (rechazos), menor
crecimiento, nerviosismo y problemas de viabilidad de camadas y muerte, de igual
forma se presentará ingesta de pelo, y estrés, entre otros.
a) ESPECIE SUPERFICIE cm2
Ratón 39 – 97
Rata 110 – 552
Hámster 65 – 123
Cobayo 387 – 652
Conejo 0.37 – 0.46 m2
Cuadro 7. Área de superficie de piso.
DETECCIÓN DE ANIMALES ENFERMOS
Posterior a la ronda clínica y habiendo realizado la lista maestra, en la cual se debe
haber detectado a los enfermos, se procederá a su revisión clínica, para ello se
verificará la integridad y características del pelaje (hirsuto, enmarañado de pelo, entre
otras), asimismo, si la especie lo permite se tomará la temperatura corporal vía rectal y
se palpará la conformación corporal y la cadena ganglionar superficiales del animal
(masa muscular y esqueleto), tratando de detectar la presencia de protuberancias,
abscesos, heridas. Figura 38
Inmediatamente después, se inspeccionará los orificios naturales, para buscar
la presencia de inflamación, exudados o secreciones, asimismo, se auscultarán los
órganos huecos (corazón, pulmones, etc.) siempre y cuando la especie lo permita, por
último, se revisará el abdomen por palpación y percusión, en busca de inflamación
abdominal, cuerpos extraños o dolor. Durante éste proceso, se determinará si se
requiere la toma de muestras para envió al laboratorio o de histopatología, o si el caso
lo amerita, se enviará para necropsia los cadáveres o animales enfermos vivos.
TOMA DE MUESTRAS
La toma de muestras de animales enfermos es una herramienta básica que provee al
Médico Veterinario Zootecnista del medio para corroborar a través del laboratorio ó por
métodos diagnósticos clínicos y ofrecer un diagnóstico veraz.
La toma de muestras debe incluir: la selección, recolección, manejo,
identificación y envío de muestras, acompañado de un resumen clínico que incluya un
diagnóstico presuntivo. Estos pasos a seguir permitirá obtener resultados veraces y
confiables, evitando posibles confusiones con los resultados y diagnóstico final.
a) Selección de muestras
Las muestras recolectadas deben ser previamente seleccionadas según la
enfermedad ó servicio que se solicite, seleccionando las lesiones representativas.
La muestra ideal es el animal completo, aunque en algunas ocasiones no es posible
ó no es necesario hacerlo.
La muestra debe tomarse de un caso clínico que sea representativo de la
enfermedad que afecta a la población, seleccionando al animal que haya muerto
recientemente y que no esté en estado de descomposición. En ocasiones para
conocer el origen de un problema de una población y poder prevenirlo será,
necesario tomar también muestras de alimento, agua y ambiente del entorno
animal (hisopos de paredes, comederos, etcétera, así como colocación de cajas de
Petri abiertas en los alojamientos).
b) Manejo de muestras
El manejo de muestras incluirá: la toma y empaquetado de la misma. Una vez
seleccionada, ésta se recolectará considerando que la muestra sea de tamaño
adecuado y representativo, obteniéndola en condiciones asépticas para evitar
contaminaciones ó cambios posmortem que alteren ó enmascaren los hallazgos. El
tiempo que tarde la muestra en llegar al laboratorio, puede determinar predisponer
a posibles alteraciones y a resultados falsos.
Las muestras se deben guardar según el tipo, ya sea en frascos o tubos con
cerrado hermético (tapón de rosca) ó en bolsas de plástico que sea cerradas con
calor o con liga o bien por cerrado hermético, debiendo ser empacados para evitar
su ruptura o perforación y facilitar en sus caso su refrigeración y traslado.
La preservación de las muestras, tiene por objeto conservar y evitar la
descomposición de tejidos o la proliferación de microorganismos que contaminen.
Entre los métodos de preservación se encuentra, la refrigeración entre los 5 y 10º
C, la congelación la cual se da por debajo la temperatura de refrigeración (hielo
seco), tomando en consideración que existen muestras como leche y sangre que se
descomponen con la congelación, por lo que solo se refrigeran. Las muestras
deberán ser empaquetadas preferentemente en cajas de polietileno con cierre
hermético acompañadas de refrigerantes y un poco de aserrín ó productos similares
para evitar que se golpeen, rompan o pierdan. Otro método de preservación, podría
ser el formol al 10 % (en frasco de boca ancha). El tipo de conservador debe de
elegirse de acuerdo con el tipo de muestra y análisis que se va a solicitar.
Para la toma de muestras se requerirá de material limpio y estéril. El
material que se requiere será: material de vidrio (frescos y tubos), jeringas y equipo
de cirugía (bisturí, tijeras, pinzas, entre otros)
c) Identificación y envío de muestras
Toda muestra enviada al laboratorio deberá de proporcionar una mínima
información consistente en:
1) Nombre, dirección y teléfono del remitente o propietario.
2) Descripción del animal: especie, raza, sexo, edad, entre otros.
3) Fecha de la muerte.
4) Fecha y hora de recolección de la muestra.
5) Descripción de la muestra y conservador usado.
6) Tipo de análisis que se solicita.
7) Resumen clínico:
Fecha de inicio de la enfermedad
Número de animales afectados
Edad de los animales
Índice de morbilidad
Índice de mortalidad
Tratamientos efectuados en su caso
Diagnóstico presuntivo emitido por el Médico Veterinario responsable
PRUEBAS DE LABORATORIO
Constituyen una herramienta valiosa que coadyuva para poder emitir un diagnóstico
definitivo y veraz basado en evidencias. Existen diferentes tipos de análisis de
laboratorio, entre las pruebas de laboratorio que pueden ser realizadas se encuentran;
anatomopatalogía, histopatología, botánica, bromatología, toxicología, hematología,
bioquímica clínica, bacteriología, urianálisis, parasitología, micología, serología,
virología e enmunofluorescencia. Los métodos de diagnóstico podrán incluir: rayos X,
resonancia magnética, tomografía computarizada, endoscopia diagnóstica,
cateterismo, gamagrafía con el empleo de hisopos radiactivos, entre otros, los cuales
son de poco uso en el animales de laboratorio, salvo cunado el procedimiento
experimental lo amerite.
Al respecto, cabe señalar que en el ámbito de la producción de animales de
laboratorio, algunas de estas pruebas de laboratorio no son generalmente empleados,
en parte por el alto costo de éstos (costo-beneficio) o por que son imprácticos por el
tamaño de la especie, aunque algunas ocasiones son desarrolladas con fines
experimentales
Dentro de las pruebas de laboratorio que se pueden realizar se encuentran:
1. Anatomopatológico
Tiene por objeto realizar estudios de lesiones típicas de las enfermedades tratando
de determinar el proceso patológico que causó la muerte del animal. Estos datos
podrán orientar al Médico Veterinario respecto a que exámenes de laboratorio
complementarios se necesitan para llegar a un diagnóstico final. En ocasiones se
llega a omitir éste tipo de estudio, sin que para ello exista impedimento para poder
realizar otras pruebas de laboratorio, que permitan llegar a integrar un buen
diagnóstico.
2. Histopatología
Se centra en detectar los cambios básicos microscópicos presentes en un proceso
patológico. Las muestras se obtienen durante la necropsia de los animales
utilizando instrumental preferentemente estéril en cortes en forma de cubo de 1 cm.
x 1 cm. x 5 cm. de cada lesión seleccionada incluyendo parte del tejido sano
circundante. La muestra se coloca en un frasco de boca ancha que contenga formol
al 10 % como conservador para cubrirlos totalmente.
3. Botánica
Este tipo de pruebas se emplea para identificar plantas o forrajes que hayan
causado algún problema al ser ingeridas por los animales. Las muestras deberán
de incluir varias plantas del mismo tipo, para su identificación (si es chica se
recolecta completa, incluyendo la raíz). Si la planta presenta frutos se podrá enviar
completos o cortes. Cuando la planta es grande se toman las partes terminales con
las flores o los frutos incluyendo hojas adultas. El material recolectado se coloca en
una hoja de papel periódico procurando no maltratar hojas, flores o frutos (se puede
doblar con cuidado) además la muestra se colocará entre dos papeles secantes
(cartoncillo de 48 x 30 cm.) y posteriormente se ata entre dos cartones corrugados.
Dicho tipo de estudio requiere de anexar cierta información a cerca de la
localización de la planta (estado, municipio, rancho o predio y distancia en
kilómetros a la población más cercana). Si el mismo tipo de planta se localiza en
diferente zonas se deberá de anexar otra hoja de datos para hacer estudios sobre
la distribución de la planta.
4. Bromatología
Permite conocer los valores nutritivos del alimento, pastos y forrajes. Conociendo
las carencias nutritivas de los alimentos, permite determinar si existen trastornos
carenciales y evitar que la producción decaiga o se presente enfermedades. Las
muestras deberán de enviarse en frascos o bolsas limpias y secas.
5. Toxicología
Este tipo de estudios permiten analizar las substancias que son causa de
intoxicaciones en los animales. Los principios tóxicos de ciertas plantas,
insecticidas, herbicidas, medicamentos y otras substancias cuando son ingeridas en
exceso causan serios trastornos e incluso la muerte de los animales por
envenenamiento o bio-acumulación. Dicha prueba permitirá conocer la terapia
específica y controlar así la situación. Las muestras requeridas son alimentos y
forrajes enviados en frascos o bolsas de plástico limpias y secas. Todas las
muestras de órganos se recolectarán por separado en frascos o bolsas de plástico
limpias y secas, enviándose congelados sin adicción de conservadores.
Si la muestra es de origen animal se debe de enviar:
a) Si hay signos nerviosos se enviarán: cerebelo, cerebro y médula.
b) Si hay problemas digestivos, diarreas, vomito, entre otros, se enviará: intestinos,
bazo, hígado, riñón y estómago.
c) Si hay alteraciones respiratorias enviar pulmón y tráquea.
6. Hematología
Permite conocer un proceso patológico a través de las alteraciones que sufren los
diferentes elementos que constituyen la sangre. Este tipo de pruebas, se realiza a
través de sangre con anticoagulante. La muestra se obtiene a través de las venas
superficiales del animal y una vez obtenida se le debe dar un movimiento rotatorio
suave para que la sangre se mezcle perfectamente con el anticoagulante (EDTA,
heparina), debiendo ser depositada lentamente en un tubo. La muestra deberá de
ser remitida después de 8 horas máximo de haberse tomado la muestra.
Generalmente con éste tipo de muestras se acompañan de un frotis.
7. Bioquímica clínica
Permite el diagnóstico, pronóstico y terapéutica a seguir en deficiencias
nutricionales o alteraciones del metabolismo. La muestra requerida para éste
estudio es el suero sanguíneo no hemolizado y centrifugado en una cantidad no
menor de 5 mL. La muestra será obtenida a través de las venas accesibles del
animal, llenado el tubo en sus dos terceras partes, si se obtiene el suero, este
puede ser congelado para su preservación o envío.
8. Bacteriología
Se pueden obtener muestras de órganos, tejidos, líquidos orgánicos (leche, orina,
líquido peritoneal, semen), así como de exudados, excremento, forrajes,
concentrados, agua e hisopos de bebederos, comederos, jaulas. Las muestras para
éste tipo de estudios, deben tomarse a lo sumo una hora después de la muerte del
animal y deberá de ser enviada sin conservadores, procurando que vayan
refrigeradas. Sí se van a tardar en enviar la muestra, evitar lo posible que
sobrepase el límite máximo de 10 horas. Las muestras deben de enviarse cada una
por separado para evitar contaminación de la muestra. Las tomas de muestras se
realizarán de acuerdo al tipo de muestra a evaluar, entre las cuales se encuentran:
a) Órganos y tejidos
Se toman muestras representativas de la lesión, abarcando una zona sana
circundante, guardándolos en frascos limpios de boca ancha. No se deben
almacenar órganos o tejidos diferentes juntos, para evitar contaminaciones.
b) Excremento y exudados de órganos genitales
Se recomienda la toma de muestras a través de hisopos estériles, vía rectal,
vaginal o prepucial (previa desinfección del entorno). Una vez obtenida la
muestra se coloca dentro de un tubo con o sin medio de transporte y tapón de
rosca, evitando dejar dentro del tubo la zona de donde se manejo el hisopo.
c) Líquidos corporales
♦ Orina
La muestra deberá de tomarse preferentemente a primera hora, evitando
contacto con el exterior
♦ Leche
Cuando se observa o sospecha de la presencia de mastitis, podrá ser
tomada una muestra, desinfectando el pezón y zona aledaña con alcohol al
70 % o benzal, eliminando la primera leche que salga, recolectando la mayor
cantidad posible (hasta 10 mL), acorde a la especie.
♦ Otros líquidos
Se puede recolectar sangre, líquido cefalorraquídeo y ascítico, en cuanto al
cadáver se puede obtener líquido pleural, peritoneal, hidropericárdico y
contenido estomacal, los cuales pueden ser recolectados con hisopos o con
jeringa estéril y colocados en frascos estériles, herméticos y mantenidos en
refrigeración.
d) Alimento y agua
Se toma una pequeña cantidad de alimento principalmente del que los animales
tienen acceso y se introduce en una frasco estéril. En el caso del agua se
recomienda esterilizar (flameado) la salida de la toma de donde se tomará la
muestra, dejando correr un poco del agua antes de la toma, depositándolo en un
frasco estéril, sellándolo con cinta adhesiva. Estas muestras deberán de enviarse
rápidamente al laboratorio y refrigerarlas. (si el agua estaba clorinada, se puede
inactivar el cloro con 1 mL de una solución al 10 % de tiosulfato de sodio)
9. Urianálisis
Esta prueba permite detectar no sólo trastornos en riñones, vejiga y órganos
accesorios urinarios, sino también del hígado y estudios de bacteriología. La
muestra debe ser recolecta en un frasco estéril o limpio y deberá de ser
preferentemente la primera de la mañana, permitiendo que salga una muestra
inicial y pequeña de orina, para después recolectar la muestra, evitando el contacto
con las manos del operador y con otras partes del cuerpo o con excretas.
10. Parasitología
Determinar la presencia de diferentes tipos de parásitos que pueden estar
presentes en el conejo.
Las pruebas pueden involucrar la toma de muestras de:
a) Excremento
La toma se deberá depositar en un frasco limpio y seco, procurando
preferentemente que la muestra no caiga al suelo o tomarla directamente del
ano. En el caso de conejos y roedores es común que durante la manipulación
éstos defequen.
b) Raspado de piel
La muestra es tomada de la orilla de la lesión con una navaja de mango y mojada
en glicerina, raspando hasta que aparezcan puntos rojos, depositándola en
recipiente limpio y seco.
c) Vísceras
Las vísceras empleadas incluyen: hígado, pulmones y tracto gastrointestinal, los
cuales pueden obtenerse durante la necropsia. Asimismo, se puede enviar
exudado de prepucio o de vagina.
11. Micología
Determinar la presencia de hongos que puedan estar infectando un animal de
laboratorio y provocan diversos tipos de lesiones que pueden ser confundidos por
bacterias, sobretodo si el animal no ha respondido al tratamiento con antibióticos.
La recolección de la muestra se realiza por medio un raspado de piel, que incluya
pelos de la zona aledaña y parte de piel sana, depositándola en un frasco limpio y
seco.
12. Serología
Se emplea cuando una enfermedad no puede ser diagnosticada por medio del
asilamiento e identificación del agente causal, se tendrá que recurrir a pruebas en el
suero sanguíneo de animales afectados. La muestra se obtiene a través de la
sangre obtenida de venas accesibles. El tubo es llenado a sus dos terceras partes
(nunca menor a 2 mL) y se deja en posición inclinada a temperatura ambiente, para
que forme el coágulo. Una vez formado, se vacía el suero a un tubo limpio y se
congela para enviarse al laboratorio.
13. Virología
Permite comprobar la presencia de enfermedades virales a través de cultivo de
tejidos. Para éste tipo de estudios, es preferible tener al animal vivo que muerto,
pero cuando esto no es posible, se envían las vísceras afectadas. Es importante
considerar que los virus se inactivan más rápidamente que las bacterias, por lo que
deben ser enviados lo antes posible. Las muestras pueden ser conservadas en
refrigeración, congeladas o en una solución de glicerina fosfatada o de glicerina al
50n %.
14. Inmunofluorescencia
Es una prueba muy exacta y rápida que es empleada para el diagnóstico de rabia,
aunque puede ser empleada para otras enfermedades. La muestra podrá variar de
acuerdo a la enfermedad, entre las que se encuentran:
1) Rabia: encéfalo (cerebro)
2) Laringotraqueitis: tráquea
3) Newcastle: improntas de córnea fijadas en acetona durante 10 min.
4) Cólera: ganglios, placas amigdalinas, bazo y riñón.
5) Aujesky: cerebro, tejido celular subcutáneo.
Las muestras se enviarán en frascos limpios con glicerina al 50 % (mitad agua
y mitad glicerina) para evitar su descomposición.
INTEGRACIÓN DEL DIAGNÓSTICO
La integración consiste en recopilar y analizar la información obtenida durante el
cuestionamiento de la visita, incorporando las observaciones realizadas durante la
ronda clínica de instalaciones, la revisión clínica de los animales, aunado a los
resultados obtenidos de los exámenes de laboratorio llevados a cabo.
DIAGNÓSTICO DEFINITIVO
Se fundamenta en la integración de la información proporcionada, así como del
análisis racional de los factores que interactúan en la causa del problema o
enfermedad, a través de las observaciones hechas durante la ronda, información
obtenida, así como del examen físico realizado y la interpretación de los resultados de
pruebas de laboratorio, a los cuales se aplicarán los conocimientos y criterio
profesional, que permita emitir un diagnostico veraz y confiable, que este basado en
evidencias verificables, con el objeto de implementar la terapéutica apropiada e
implementar las medidas preventivas o sanitarias necesarias a efecto.
LITERATURA CITADA
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México: El Manual Moderno, 2002.
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1979.
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de laboratorio. Tesis de Licenciatura FMVZ., México, DF., 1997.
Pacheco Cruz Pacheco, González PR, Propedéutica clínica veterinaria. México:
Compañía Editorial Continental,1991.
Sharp Patrick E, Marie C. LaRegina. The laboratory rat. New Cork: CRC Press,
2003.
Zuñiga, JM, Tur MJA, Milocco SN, Piñeiro R. Ciencia y tecnología en protección y
experimentación animal. España: McGraw – Hill Interamericana, 2001.
FIGURAS INCLUIDAS
FFiigg.. 11.. BBaasseess ppaarraa eell ddiiaaggnnóóssttiiccoo,, mmiiccrroossccooppiioo eelleeccttrróónniiccoo Fig.2. Factor humano manejo de primate. ccoommppuuttaarriizzaaddoo ddee bbaarrrriiddoo,, eessttrruuccttuurraass ttrriiddiimmeennssiioonnaalleess..
Fig. 3. Higiene, factor humano. Fig. 4. Condiciones ambientales área funcional
de alojamiento animal.
Figura 5. Procedimiento de sujeción del ratón Figura 6. Ratón sujetado por piel del dorso. por piel y cola.
Figura 7. Sujeción rata por cuello. Figura 8. Tracción de cola para sujeción de cuello de rata.
Figura 9. Sujeción de rata a dos manos por el cuello Figura 10. Sujeción de ratón por cola con pinzas ahuladas. con guante de carnaza.
Figura 11. Sujeción de cobayo por torso a Figura 12. Sujeción de cobayo por torso con guante. dos manos.
Figura 13. Sujeción de cobayo envuelto en trapo. Figura 14. Cepo de contención, procedimiento de introducción.
Figura 15. Administración intragástrica en ratón. Figura 16. Administración subcutánea en ratón.
Figura 17. Administración subcutánea en conejos. Figura 18. Administración intraperitoneal ratón.
Figura 19. Sangrado plexo venoso orbital en ratón. Figura 20. Sangrado plexo venoso orbital en ratón.
Figura 21. Sangrado vía cardiaca en ratón. Figura 22. Sangrado en vena metatarsiana en ratón.
Figura 23. Sangrado en vena metatarsiana Figura 24. Delimitación de arteria y venas marginales en conejo. en ratón.
Figura 25. Pasillo con zoclo sanitario. Figura 26. Área restringida.
Figura 27. Pasillo limpio, amplitud 2 m y características monolíticas.
Figura 28.Pasillo bidireccional, amplitud 1.50 m, características no monolíticas.
Figura 29. Desarrollo de actividades del personal área de lavado sin secciones delimitadas.
Figura 30. Jaulas de polietileno blanco densidad poblacional.
Figura 31. Deterioro plafón. Figura 32. Equipamiento de personal, área de lavado.
Figura 33. Área de aislamiento. Figura 34. Protector muro de pasillo.
Figura 35. Piso técnico instalaciones. Figura 36. Control computarizado de ambiente.
Figura 37. Equipos ventilados automatizados. Figura 38. Rata con signos evidentes de
enfermedad.
Figura 39. Hembra con críos. Figura 40. Proceso experimental en rata.
Gebril 15 – 24º C
Perro 18 – 21º C
Gato 20 – 22º C
Temperatura Ambiental
Gebril 40 – 50 %
Perro 45 – 55 %
Gato 45 – 60 %
Humedad relativa
Gebril 8 – 10
Perro 8 – 12
Gato 10 – 18
Cambios de Aire /hora
