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Tesis Doctoral
Optimización del crecimiento y laOptimización del crecimiento y lasupervivencia de juveniles de lasupervivencia de juveniles de la
langosta de agua dulce Cheraxlangosta de agua dulce Cheraxquadricarinatus mediante elquadricarinatus mediante el
mejoramiento del hábitatmejoramiento del hábitat
Viau, Verónica Elizabeth
2010-05-28
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Cita tipo APA:
Viau, Verónica Elizabeth. (2010-05-28). Optimización del crecimiento y la supervivencia dejuveniles de la langosta de agua dulce Cherax quadricarinatus mediante el mejoramiento delhábitat. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad de Buenos Aires.
Cita tipo Chicago:
Viau, Verónica Elizabeth. "Optimización del crecimiento y la supervivencia de juveniles de lalangosta de agua dulce Cherax quadricarinatus mediante el mejoramiento del hábitat".Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad de Buenos Aires. 2010-05-28.
UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES
Facultad de Ciencias Exactas y Naturales
Departamento de Biodiversidad y Biología Experimental
OPTIMIZACION DEL CRECIMIENTO Y LA SUPERVIVENCIA
DE JUVENILES DE LA LANGOSTA DE AGUA DULCE
Cherax quadricarinatus MEDIANTE EL
MEJORAMIENTO DEL HABITAT
Tesis presentada para optar al título de Doctor de la Universidad de Buenos Aires
en el área de Ciencias Biológicas
Lic. Verónica Elizabeth Viau
Director de tesis: Dr. Enrique M. Rodríguez
Consejero de Estudios: Dr. Enrique M. Rodríguez Lugar de trabajo: Laboratorio de Fisiología Animal Comparada, Departamento de Biodiversidad y
Biología Experimental, FCEyN, UBA.
Buenos Aires, 2010
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Optimización del crecimiento y la supervivencia de juveniles de la langosta de agua dulce Cherax quadricarinatus mediante el mejoramiento del hábitat
La langosta de agua dulce Cherax quadricarinatus (Crustacea, Decapoda, Parastacidae),
originaria de los ríos del norte de Australia, ofrece grandes ventajas para la cría comercial,
siendo cultivada en varios países del mundo. En Argentina se la cultiva desde hace algunas
décadas, si bien no posee un clima óptimo para su cría, por lo cual se hace necesario
desarrollar estrategias compensatorias que maximicen la producción en criadero. En el
cultivo de esta especie, los primeros estadios de vida son esenciales para conseguir un buen
rendimiento en la producción final, siendo las fases de hatchery (juveniles tempranos de
hasta 1 gramo de peso corporal) y de nursery (juveniles avanzados de pre-engorde, de 1 a 5
gramos de peso corporal) de extrema importancia ya que durante éstas se presentan
elevadas tasas de mortalidad, siendo entonces necesario optimizar las condiciones
específicas de cultivo. En el presente trabajo se evaluaron diferentes tipos de sustratos,
refugios y fuentes de alimentación en el cultivo de juveniles tempranos y avanzados, a fin
de optimizar el crecimiento y la supervivencia. A partir de los resultados obtenidos, se
recomienda complejizar el hábitat, es decir, utilizar un sustrato que otorgue sostén y
resguardo durante la ecdisis (como piedras o canto rodado) y un refugio vertical (diseño
tipo torre) que optimice la disponibilidad de lugares de amparo, aprovechando toda la
columna de agua del acuario de cultivo; esta metodología demostró mejorar
significativamente la supervivencia y el crecimiento de los juveniles tempranos, que
resultaron ser los más susceptibles durante el cultivo. Además, utilizando un refugio
vertical durante esta fase del desarrollo, se podría incrementar la densidad de siembra, sin
afectar el crecimiento y la sobrevida de los juveniles. Por otro lado, la Artemia sp. como
fuente de alimentación resultó favorable para el crecimiento y sobrevida de los juveniles
tempranos, pudiendo reemplazar al costoso alimento balanceado que se utiliza actualmente
en los criaderos. Asimismo, la incorporación al cultivo de biofilm adherido a un sustrato
artificial, resultó beneficiosa para ambos tipos de juveniles cuando se lo administró como
fuente complementaria de alimento, manteniendo la calidad del agua y resultando en un
incremento en la sobrevida de los animales. Los avances obtenidos en la presente Tesis
podrían ser transferidos al ámbito productivo, a fin de ofrecer soluciones concretas a
problemas reales que manifiestan los mismos productores. Palabras claves: Cherax quadricarinatus, crecimiento, sustrato, refugio, hábitat, biofilm.
Optimize the growth and survival of juveniles of the freshwater crayfish Cherax
quadricarinatus throughout improving the habitat and food source
The freshwater crayfish Cherax quadricarinatus (Crustacea, Decapoda, Parastacidae),
native form northern Australia, presents very good conditions for its commercial culture,
which in fact takes place in several countries. This species is cultured in Argentina since
some decades ago, even when the climate is marginal for its culturing; therefore, some
compensatory strategies leading to maximize its production in farms should be developed.
Successful development of the first juvenile instars is a critical step to achieve a high final
yield, being both the hatchery (early juveniles having up to 1 g of body weight) and the
nursery (advanced, pre-growing juveniles up to 5 g of body weight) the most important
phases where both survival and growth are concerned. In this study, different kind of
substrates, refuges and feed sources were assayed, both on early and advanced juveniles, in
order to optimize their survival and growing A complex habitat, i.e., a substrate offering
support and protection during molting (such as little stones), and also vertical refuges
(tower design) that optimize the shielding sites throughout the entire column water, have
shown to be the best options for improving both survival and growth of early juveniles, the
more susceptible instars during the culture. Besides, by using vertical refuges, an
increment of juvenile density is possible, without affecting growth or survival. Concerning
feeding, cultured Artemia sp. produced good results, showed to be a good replacement for
the expensive pellet food commonly used in farms. Incorporation of biofilm to culture
tanks, added to an artificial substrate, result in benefit for both early and advanced
juveniles when administering as a complementary feed source; it is especially relevant for
maintain water quality, resulting in a higher juvenile survival. Strategies developed by this
Thesis could be transferred to the productive sector, since they represent practical solutions
to real problems claimed by farmers.
Keywords: Cherax quadricarinatus, growth, substrate, refuge, habitat, biofilm.
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AGRADECIMIENTOS
Al Conicet, por su sistema de becas internas doctorales de iniciación y
perfeccionamiento que me permitió realizar este trabajo de investigación durante los
últimos 5 años, dando culminación a una primera y esencial etapa de formación.
A la Universidad de Buenos Aires por su apoyo constante a la investigación y por
brindarme una vez más la oportunidad de pertenecer a esta gran Casa de Estudios. Y
particularmente agradezco a la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, por haber sido el
lugar en el que desarrollé mis actividades científico-académicas con plena libertad y
satisfacción, otorgándome todos los conocimientos que hoy me permiten nuevamente
alcanzar la meta.
Al MINCyT y a Capes por haberme brindado durante los últimos dos años la
oportunidad de trabajar en el exterior, adquiriendo nuevos conocimientos con el objetivo
de implementarlos en mi trabajo de Tesis. Y también agradezco a todos los colegas
carcinólogos brasileros por su entera predisposición ante todas mis inquietudes.
A mi director de Tesis, Enrique Rodríguez, por permitirme una vez más
incorporarme y trabajar en su laboratorio.
A todos los integrantes del laboratorio (a los viejos, a los nuevos y a los de siempre)
que me acompañaron en este camino: Dani, Anu, Ale, Naty, Lili, Laurita, Jime, Mati,
Carito, Naty, Anita, Fer, Lia, Juan, Marco, Vane, Natacha y Flor. A estos locos lindos que
me dieron su apoyo y cariño día a día. Quienes confiaron en mí y en los que pude confiar
sin especular. Quienes me ayudaron siempre que lo necesité contando con su
predisposición permanente. Quienes me alentaron en los momentos difíciles y me
extendieron una mano de auxilio. Gracias a todos ustedes por hacer que el trabajo diario
sea placentero. Hoy puedo asegurar que gané grandes amigos en este camino recorrido.
Muchas gracias langostólogos!!!
A Dani, quiero agradecerle particularmente por haber estado presente siempre que
necesité una mano. Por su optimismo, buena onda y por contagiarnos día a día tanta
alegría. Gracias Mede! (se habrá terminado la tortura…o continuará?)
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A Juan, agradezco enormemente la mano que me dio en esta última etapa de mi
Tesis. Espero que este comienzo de sus frutos….vamos por más!
A Toli, por la gran ayuda que me dió con la determinación de los microorganismos.
A todos los docentes y compañeros de la facultad por su colaboración, aportando
ideas y conocimiento durante esta etapa, ayudando a mi formación científica. Y a todos
aquellos que conocí durante estos años (docencia, investigación, cursos, congresos), que de
una u otra forma me acompañaron brindándome apoyo logístico y hasta placenteras charlas
y mateadas en los pasillos del 4° piso.
A Marce, por haber llegado juntos hasta el final de esta gran etapa de aprendizaje y
formación. Por haberme brindado ayuda y apoyo, encontrando una solución a muchos
problemas que para mí resultaban imposibles. Esta tesis te la debo en gran parte a vos!
Agradezco también el haberme enseñado una visión realista, concreta y práctica de lo
cotidiano, ayudándome muchas veces a encontrar una respuesta y superar momentos de
incertidumbre, tanto académicos como personales. Gracias por siempre Gordo!
Finalmente, agradezco a mis Seres queridos quienes siempre me apuntalaron y me
guiaron en este maravilloso mundo del conocimiento. Quienes me apoyaron en todas mis
decisiones sin cuestionamiento alguno. Quienes me brindaron indiscutidamente sustento
bancando mis tiempos. A esos seres incondicionales, a Mis Viejos, les digo nuevamente
Gracias Eternas!!!
Agradezco también, a mis hermanos, Gabi y Ro, y a Lili, a Caro, a Fran y Ali, a
Marcelo y Bety, y mi adorable “Enano”, quienes me acompañaron en este trayecto
brindándome apoyo absoluto.
Y a un ser muy especial, quien me acompañó durante toda mi carrera, quien
indagaba con curiosidad mis apuntes y mis libros, queriendo saber todo y sorprendiéndose
con cuanta anécdota le contara. Quien siguió de cerca mi investigación que me otorgó el
título de Licenciada, llorando desconsoladamente aquel inolvidable día; y que si hoy
estuviera presente volvería a repetirse. Cuánta falta me hicieron tus dulces mates en esta
etapa! Porque sé que estás y me acompañas día a día, porque sos una guía en mi vida.
Gracias Abu por haberme enseñado a ser “buena gente” y valorar lo cotidiano. Esta Tesis
también es para vos…
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- ÍNDICE -
RESUMEN............................................................................................................................2
ABSTRACT ..........................................................................................................................3
AGRADECIMIENTOS .......................................................................................................4
INTRODUCCIÓN GENERAL .........................................................................................11
Breve introducción a la acuicultura...............................................................................12
Biología de Cherax quadricarinatus y su cultivo.........................................................16
Biología general.................................................................................................18
Ciclo de vida......................................................................................................22
Características principales que favorecen su cultivo….....................................23
Ciclo de producción en criadero........................................................................27
Problemática actual de su cultivo......................................................................35
Objetivo General...........................................................................................................38
CAPITULO I : Evaluación del tipo de sustrato y refugio para el cultivo de juveniles
tempranos y avanzados de Cherax quadricarinatus, bajo condiciones de laboratorio.
Introducción..................................................................................................................40
Objetivos.......................................................................................................................47
Hipótesis........................................................................................................................48
Evaluación del tipo de sustrato.......................................................................49
Materiales y Métodos............................................................................49
Resultados.............................................................................................53
Elección del tipo de sustrato...........................................................................58
Materiales y Métodos............................................................................58
Resultados.............................................................................................60
Evaluación del tipo de refugio........................................................................62
Materiales y Métodos............................................................................62
Resultados.............................................................................................65
Evaluación del tipo de refugio sobre la densidad de siembra.........................70
Materiales y Métodos............................................................................70
7
Resultados.............................................................................................72
Combinación de refugio y sustrato.................................................................76
Materiales y Métodos............................................................................76
Resultados.............................................................................................78
Evaluación de la distribución del alimento en el espacio...............................81
Materiales y Métodos............................................................................81
Resultados..............................................................................................83
Discusión.......................................................................................................................92
CAPITULO II : Evaluación de la fuente de alimento y su distribución en el espacio sobre
el crecimiento y supervivencia de juveniles de Cherax quadricarinatus, y sobre la calidad
del agua de cultivo bajo condiciones de laboratorio.
Intruducción................................................................................................................110
Objetivos.....................................................................................................................122
Hipótesis......................................................................................................................123
Evaluación del tipo de alimento...................................................................124
Materiales y Métodos..........................................................................124
Resultados...........................................................................................127
Evaluación del uso de biofilm en el cultivo..................................................130
Materiales y Métodos..........................................................................130
Resultados............................................................................................138
Discusión.....................................................................................................................160
Evaluación del tipo de alimento...................................................................160
Evaluación del uso de biofilm en el cultivo.................................................167
RESUMEN Y CONCLUSIONES.................................................................................178
BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................182
8
La contribución de la acuicultura al desarrollo rural es reconocida a nivel mundial.
Se trata de una interesante actividad productiva de alimentos
para comercializar en mercados internos y externos.
Presenta además, la oportunidad de generar empleo y economía de producción.
Dadas estas condiciones propicias y el interés demostrado en nuestro país
acerca de su desarrollo, serán esenciales el aporte
tanto del sector político como el de la comunidad científica
para brindar el apoyo necesario al potencial productor en diferentes aspectos;
ayudándolo a visualizar el camino para un desarrollo armónico de la actividad,
en su propio beneficio y en la seguridad de que sólo planificadamente
se arribará al objetivo deseado.
9
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10
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OPTIMIZE THE GROWTH AND SURVIVAL OF JUVENILES OF THE
FRESHWATER CRAYFISH Cherax quadricarinatus
THROUGHOUT IMPROVING THE HABITAT
- Lic. Verónica Elizabeth Viau -
11
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12
BREVE INTRODUCCIÓN A LA ACUICULTURA
Acuicultura se define como la producción, procesado y mercadeo de organismos
biológicos incluyendo peces, crustáceos, moluscos, anfibios y plantas, criados en
cautiverio en sistemas acuáticos manejados por el hombre (Bardach et al., 1972). El cultivo
de tales organismos es una actividad ancestral que actualmente se encuentra en pleno
desarrollo, siendo durante las últimas décadas la actividad de mayor crecimiento en
comparación con otros sectores de producción de alimentos (FAO, 2009). El éxito de esta
industria se basa en la selección de especies con características adecuadas y ventajosas
para la producción comercial.
En las últimas décadas se ha verificado una disminución en el consumo de carnes
rojas y blancas, debido a la aparición de enfermedades tales como la fiebre aftosa, “el mal
de la vaca loca” y la gripe aviar, entre otras. Se observa por otro lado una desvalorización
cultural de las mismas, así como una clara tendencia hacia el consumo de productos
alimenticios con menor tenor graso. Todos estos factores, condujeron en estos últimos 50
años a un gran incremento de la acuicultura mundial, debido a la fuerte demanda de
productos acuáticos, principalmente peces y crustáceos. Asimismo, las cifras informadas
en el último reporte publicado por la Organización de las Naciones Unidas para la
Agricultura y la Alimentación (FAO), indican que es factible que la demanda mundial de
productos acuáticos (pesqueros y acuícolas) continúe aumentando, siguiendo el patrón de
los últimos decenios.
Por otro lado, diversos estudios revelaron que la producción pesquera se encuentra
próxima a su rendimiento máximo sustentable, al mismo tiempo que la población mundial
13
continúa en constante crecimiento (FAO, 2009). Históricamente la pesca de captura
procuró una parte substancial del suministro de alimentos para consumo humano,
proporcionó empleo e ingresos a millones de personas en todo el mundo y desempeñó una
función importante en la economía de muchos países. Sin embargo, la pesca excesiva, la
modificación del hábitat como resultado de prácticas pesqueras destructivas y la captura
incidental de especies amenazadas durante las últimas décadas han convertido a la pesca en
la principal culpable de una crisis ecológica de dimensiones mundiales. El análisis del
comportamiento futuro estima que la población seguirá aumentando, generándose entonces
un consecuente aumento de la demanda de productos acuáticos, principalmente en pos de
cubrir los requerimientos proteicos básicos. Dado entonces que la extracción por
pesquerías habrá alcanzado su máximo, se espera que en el futuro la captura por pesca no
pueda suplir la intensa demanda de productos acuáticos generada por la población mundial
en constante crecimiento. Por consiguiente, este déficit deberá ser reemplazado por la
acuicultura, lo cual exigirá un radical incremento de su producción.
De acuerdo con la reciente información suministrada por la FAO (2009), las cifras
obtenidas han demostrado que la contribución de la acuicultura al suministro mundial de
pescado, crustáceos, moluscos y otros animales acuáticos ha seguido aumentando, pasando
de un 3,9 % de la producción total en peso (en términos de millones de toneladas) en 1970
a un 36,0 % en 2006. En el mismo periodo, el crecimiento de la producción acuícola fue
más rápido que el de la población, y así el suministro acuícola per cápita paso de los 0,7 kg
en 1970 a los 7,8 kg en 2006, lo cual supone un crecimiento medio anual del 7,0 %. En la
década de 1970, la acuicultura proporcionó alrededor del 6 % del pescado disponible para
el consumo humano; en 2006 esta cifra era del 47 %, hallándose por primera vez en
disposición de proporcionar la mitad del pescado consumido por la población humana
14
mundial. Asimismo, su contribución al suministro mundial de crustáceos ha crecido
rápidamente en la última década, y ha alcanzado el 42 % de la producción mundial en
2006. La mayor parte de la producción acuícola de pescado, crustáceos y moluscos
proviene de aguas continentales, contribuyendo en un 58 % a la producción total, mientras
que la producción marina contribuye en un 34 % y la producción de aguas salobres en un 8
% de la producción total en 2006 (FAO, 2009).
El incremento contundente de la acuicultura mundial en los últimos 50 años es un
reflejo de la vitalidad de esta industria en las sociedades del mundo. Desde una producción
de menos de un millón de toneladas a comienzos de la década de 1950, en 2006 se registró
una producción de 51,7 millones de toneladas con un valor de 78.800 millones de USD
(FAO, 2009). En países tales como China e Israel, en los cuales existe una acuicultura
desarrollada, normalmente se obtienen producciones de peces que superan las 5 toneladas
anuales por hectárea. Se ha registrado que en el 2006 China produjo el 67 % del total
mundial de la producción acuícola (FAO, 2009). Asimismo, dentro de los productos
derivados de la acuicultura, el camarón representa un elevado valor económico para las
economías regionales, debido a la elevada rentabilidad de su producción. En las últimas
décadas, el interés en su cultivo ha crecido en todo el mundo. En 2006, la acuicultura de
crustáceos ha proporcionado el 70 % de los camarones y langostinos producidos en el
mundo. Si bien los países asiáticos, como Tailandia, Filipinas, Singapur, Vietnam,
Indonesia e India, son los principales productores mundiales de este crustáceo, varios
países americanos han incrementado notoriamente su producción en los últimos años. A
fines de los 90, Ecuador y México alcanzaron una producción de alrededor de 132 mil
toneladas anuales. En el caso particular de Brasil, la producción de camarones ha
aumentado de 3.600 toneladas en 1997 a 90.000 toneladas en 2003, ubicándose como el
15
mayor productor del hemisferio occidental, y en sexto lugar a nivel mundial (Rocha et al.,
2004).
Por otro lado, la pesca y la acuicultura, bien de manera directa o indirecta,
desempeñan un papel fundamental en los medios de subsistencia de millones de personas
en todo el mundo. La acuicultura puede constituir un importante medio de subsistencia
para la población rural de escasos recursos, ya que permite generar ingresos mediante la
venta directa de productos acuáticos, así como mediante la elaboración y la prestación de
servicios auxiliares, resultando en una importante fuente de empleo y de ingresos. Sin
embargo, para generar un desarrollo sostenido del sector acuícola debe existir un soporte
tanto sociopolítico como científico que garanticen una rentabilidad de las inversiones y un
mayor rendimiento del esfuerzo producido por los acuicultores. La comprensión de la
acuicultura con una base científica es particularmente importante en regiones en las cuáles
el sector se encuentra en desarrollo. El flujo del conocimiento entre los científicos y los
acuicultores permitirá la elaboración de estrategias de manejo que ayudarán a los
acuicultores a superar los obstáculos que se produzcan, permitiendo así una sustentabilidad
económica del sector.
La Argentina es un país privilegiado debido a la inmensidad de sus riquezas
naturales, presentando una gran diversidad de recursos acuáticos dada por extensas áreas
ocupadas por lagunas, esteros, ríos, embalses, lagos naturales y artificiales, que lo hacen un
potencial productor acuícola. Si bien la riqueza de sus campos lo ha perfilado como un país
agrícola-ganadero por excelencia, la degradación progresiva de sus suelos debido al
constante desarrollo de monocultivos (principalmente soja), las sequías cada vez más
frecuentes debido al cambio climático global, y el hecho de que nos encontramos en un
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momento de crisis para las actividades agrícolas tradicionales, hacen que el desarrollo
aplicado de las ciencias del agua dirigidas hacia la acuicultura pueda significar un
invalorable auxilio para las erosionadas economías regionales.
BIOLOGÍA DE LA ESPECIE Y SU CULTIVO
De las investigaciones en el ámbito mundial que se han realizado en torno al cultivo
de crustáceos decápodos, se ha puesto especial atención a las langostas de agua dulce que
pertenecen a tres familias: Cambaridae, Astacidae y Parastacidae, distribuyéndose las dos
primeras en el hemisferio norte, mientras que la última se restringe al hemisferio sur
(Ponce et al., 1999).
La familia Parastacidae contiene 14 géneros diferentes de los cuales 10 se
encuentran en Australia. Tres de ellos, Astacopsis, Euastacus y Cherax contienen las
especies de langostas de agua dulce más grandes en el mundo, siendo consecuentemente
atractivas para su desarrollo en acuicultura (Morrissy et al., 1990). Dentro del género
Cherax, solamente tres especies han sido evaluadas como candidatas para la producción: la
langosta “marrón” (Cherax tenuimanus), la “yabbie” (Cherax destructor) (Mills, 1989;
Morrissy et al., 1990) y la “red claw” (Cherax quadricarinatus), demostrando esta última
mejores condiciones que las anteriores.
Las investigaciones revelaron que la “red claw” es una especie que presenta un
rápido crecimiento en unos pocos meses de cultivo y tolera altas temperaturas y
relativamente bajas concentraciones de oxígeno disuelto, en relación a la langosta
“marrón”, la cual presenta un lento crecimiento anual y una estrecha tolerancia a las
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condiciones ambientales. Además, tolera condiciones de cultivo a densidades de siembra
relativamente altas y se la considera como no excavadora, al contrario que la “yabbie”, la
cual presenta un importante comportamiento excavatorio y agresivo, permitiendo sólo su
cultivo a bajas densidades. Si bien la “yabbie” se cultiva extensamente en Australia, su
introducción está prohibida en muchos países del mundo, incluyendo Argentina, debido a
su marcado hábito excavador. Por tanto, las ventajas físicas y biológicas que presenta
entonces la “red claw”, frente a otras especies del mismo género, hicieron que fuera
considerada una excelente opción para la acuicultura, mostrándose como la especie de
langosta más promisoria para su cultivo.
En la actualidad, C. quadricarinatus se está cultivando no sólo en su lugar de
origen, Australia, sino también en Nueva Zelanda, el Sudeste Asiático, China, Israel,
África, América Central (Cuba y México), Sudamérica (Ecuador, Argentina y Uruguay,
entre otros) y Norteamérica (Estados Unidos) (Masser & Rouse, 1997; García-Guerrero et
al., 2003; Dirección de Acuicultura, 2004). Existe actualmente en la Argentina un gran
interés por la cría comercial de esta especie, sin bien la mayor parte de nuestro País no
presenta las condiciones climáticas óptimas para su cultivo. Desde hace más de una
década, el cultivo de esta langosta ha sido introducido en el país con explotaciones a baja y
mediana escala en las provincias de Mendoza, San Luis, Córdoba (Cuesta Blanca), Buenos
Aires, Entre Ríos, Santa Fe, Corrientes, Misiones y Tucumán. Sin embargo, su producción
no prosperó en las provincias con clima templado, debido a que las bajas temperaturas
registradas durante otoño e invierno han resultado desfavorables para el cultivo de la
especie.
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Desde hace unos años están siendo desarrollados diversos estudios en el laboratorio
de Fisiología de Crustáceos, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de
Buenos Aires, a fin de desarrollar diversas estrategias que permitan enfrentar las
dificultades que presenta el cultivo de la especie, optimizando por consiguiente su
producción en nuestro país.
Biología general de Cherax quadricarinatus
La ubicación taxonómica de C. quadricarinatus de acuerdo con Hobb (1988) y
Brusca y Brusca (1990) es la siguiente:
Phylum: Artropoda
Subphylum: Crustacea
Clase: Malacostraca
Subclase: Eumalacostraca
Superorden: Eucarida
Orden: Decapoda
Suborden: Pleocyemata
Infraorden: Astacidea
Superfamilia: Parastacoidea
Familia: Parastacidae
Género: Cherax
Especie: Cherax quadricarinatus
La langosta de agua dulce C. quadricarinatus, también conocida como langosta de
“pinzas rojas” o “red claw”, por la presencia del red patch o mancha roja en la cara externa
de las quelas de los machos (Figura 1), es una especie nativa del norte de Australia, donde
el clima es tropical. Se distribuye en los sistemas fluviales de Queensland y en los ríos del
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Territorio del Norte que desembocan en el Golfo de Carpentaria, así como en los ríos del
cabo Norte y de Nueva Guinea (Figura 2).
Figura 1. Ejemplares de la langosta de agua dulce Cherax quadricarinatus: A, Macho adulto con
red patch en la cara externa de la quela; B, Hembra ovígera (con huevos en el abdomen); C, juvenil
temprano; D y E, ejemplares adultos de talla comercial.
Figura 2. Mapa de Australia, indicando las regiones de distribución de la langosta de agua dulce
Cherax quadricarinatus: ríos de Queensland y Territorio del Norte que desembocan en el Golfo de
Carpentaria; y ríos del cabo Norte y de Nueva Guinea.
C D
A B
E
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Se cultiva en su país de origen desde 1985, y las investigaciones destinadas a
conocer su potencial cultivo se iniciaron en Estados Unidos a partir de 1989, donde se
mostró un fuerte interés por el conocimiento de su biología y su aplicación a la industria
acuícola.
Las características anatómicas de la langosta C. quadricarinatus se muestran en la
Figura 3. De acuerdo con la información detallada sobre la biología de la especie
presentada en las publicaciones de Holdich y Lowery (1988) y Mills (1989), podemos
resumir el siguiente patrón corporal básico: el cuerpo se encuentra cubierto por un
exoesqueleto de quitina y carbonato de calcio que protege a los órganos internos, y
dividido en un cefalotórax (resultante de la fusión del tórax y céfalon) y un abdomen (o
pleon). El cefalotórax está armado en su extremo anterior con una fuerte y puntiaguda
prolongación llamada rostro (o rostrum), y posee como apéndices un par de quelípedos
ateriores y 4 pares de patas caminadoras, denominados pereiópodos (5 pares en total). Las
piezas bucales están conformadas por un par de mandíbulas y dos pares de maxilas
implicadas en la selección, trituración e ingesta del alimento. Los quelípedos en el macho
presentan robustas quelas y exhiben la mancha roja o red patch en su cara externa, carácter
sexual secundario considerado como una característica distintiva de la especie; mientras
que en la hembra las quelas son más pequeñas y dicho parche está ausente. No se conoce
aún con certeza la función del “red patch”, pero se piensa que está involucrado en el
comportamiento social y en el apareamiento, actuando como un potencial indicador del
estatus del individuo. La diferenciación sexual también puede observarse por la
localización de las aberturas genitales, ubicándose en la base del tercer par de pereiópodos
en las hembras y en la base del quinto par en los machos.
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Aunque las langostas tienen ojos pedunculados prominentes presentan una vista
poco desarrollada, siendo las antenas y anténulas los órganos sensoriales más importantes.
Las primeras son utilizadas principalmente como órganos táctiles, mientras que las
segundas son utilizadas principalmente como sensores químicos, particularmente en la
localización del alimento y en el censado de ciertos parámetros físico-químicos del agua,
tales como temperatura y salinidad.
El abdomen está compuesto por seis segmentos, de los cuales los cinco primeros
portan cada uno un par de apéndices nadadores o pleópodos, mientras que el sexto se
modifica formando los urópodos. Entre éstos últimos se ubica el telson, y ambas
estructuras en conjunto forman el abanico caudal, cuya función es proveer estabilidad
Quela
Anténula Antena
Rostro
Cefalotórax Abdomen (o pleon)
Urópodos Telson
Pleópodos
Pedúnculos oculares
Pereiópodoss
Figura 3. Esquema general de la anatomía externa en vista dorsal (izquierda) y ventral
(derecha) de Cherax quadricarinatus.
22
durante la natación. En la hembra ovígera, los pleópodos presentan numerosas setas que
con apariencia plumosa, que sirven como sustrato de fijación para los huevos fecundados.
Durante este periodo de incubación, los huevos permanecen aferrados a los pleópodos,
manteniendo la hembra el abdomen curvado para formar una “canastilla o cámara de
incubación”, a fin de proteger los huevos desovados hasta el momento de la eclosión.
El crecimiento de las langostas, al igual que en el resto de los crustáceos, implica el
cambio del exoesqueleto cuticular por uno nuevo mediante un proceso denominado muda o
ecdisis. Este proceso ocurre en etapas discretas y varía con la edad del organismo, siendo
más frecuente durante los primeros meses de vida. Inicialmente, los pequeños juveniles
mudan cada dos días; a medida que crecen el periodo de intermuda se va haciendo más
largo y cuando alcanzan la madurez sexual sólo mudan una o dos veces al año. La muda es
un proceso traumático, ya que se producen cambios tanto morfológicos como fisiológicos.
El exoesqueleto del animal recién mudado se mantiene blando durante varias horas
haciéndolo extremadamente vulnerable. La muerte es un evento muy frecuente durante este
periodo, pudiendo producirse durante el mismo momento de muda por causas inherentes al
animal o bien por causas externas, como ser alteraciones en alguno de los parámetros
físico-químicos del agua o canibalismo, que suele ser también importante en la posmuda
temprana, cuando el animal todavía está blando.
Ciclo de vida
La mayor ventaja que presenta el cultivo de langostas frente a otros crustáceos y
peces, se relaciona con su desarrollo directo, es decir, no existen estadios larvales de vida
libre; por el contrario, los individuos recién eclosionados son juveniles morfológicamente
23
semejantes a un adulto. Los huevos desovados y fecundados durante la cópula
permanecerán en el abdomen de la hembra durante todo el desarrollo embrionario La
incubación dura entre 6 a 10 semanas, periodo en el cual los pequeños organismos
atraviesan diversos estadios larvales en el interior de los huevos que la hembra ovígera, se
encarga de mantener cuidadosamente limpios y aireados, batiendo regularmente los
pleópodos para oxigenarlos. Al cabo de este periodo se produce la eclosión de los juveniles
(con un peso corporal promedio de 11 mg) quienes permanecen refugiados en el abdomen
y entre los pereiópodos de la madre durante 10 a 15 días posteriores a la eclosión. Durante
este lapso de tiempo, los pequeños juveniles realizan salidas exploratorias por los
alrededores de la hembra hasta lograr su completa independencia, que se verifica en el
estadío de juvenil III. A partir de este momento, los juveniles independizados comienzan a
alimentarse por su propia cuenta, buscando refugio en pequeños huecos en el sustrato
(piedras, hojas, ramas, etc.) para disminuir el riesgo de predación. En condiciones óptimas
de recursos (alimento y refugio) los juveniles mudan frecuentemente durante los primeros
meses de vida, alcanzando la madurez sexual durante el primer año de vida. La
reproducción ocurre durante los meses más cálidos del año, pudiendo conseguir múltiples
desoves (dos o más) por hembra durante las estaciones de primavera y verano.
Características principales de C. quadricarinatus que favorecen su cultivo:
A continuación se resumen las características más importantes y las condiciones
ambientales favorables que hacen de la langosta de agua dulce C. quadricarinatus una
especie potencialmente cultivable (Jones, 1997; Masser y Rouse, 1997; Dirección de
Acuicultura, 2004; Villarreal Colmenares y Naranjo Páramo, 2008):
24
Presenta un rápido crecimiento anual, alcanzando la talla comercial mínima (50
gramos) en aproximadamente 6 a 8 meses, bajo condiciones óptimas de cultivo. En su
hábitat natural, puede alcanzar un peso corporal de hasta 400 gramos, aunque en cautiverio
difícilmente supere los 250 - 300 gramos.
Presenta un alto porcentaje de carne útil, generando una producción en carne
comestible del 50 al 60 % de su peso corporal, concentrada en la cola (abdomen) y quelas.
El producto puede comercializarse en forma viva, cocida o congelada, dependiendo del
interés y la demanda de los consumidores.
En condiciones favorables de cultivo, alcanza la madurez sexual en el primer año
de vida. Su capacidad reproductiva es relativamente alta, presentando múltiples desoves
durante la estación reproductiva, consiguiendose así una producción de hasta tres o cuatro
camadas de juveniles por hembra y por año.
La fecundidad es elevada, comparada con otros crustáceos de la misma familia.
Cada hembra produce entre 100 a 1000 huevos por desove, dependiendo de su talla, edad y
estado sanitario. En general, los primeros desoves en las hembras jóvenes son de unas
pocas decenas de huevos, incrementándose el tamaño del desove con el tamaño de la
hembra, si bien la frecuencia de desoves tiende a disminuir con la edad. La incubación de
los huevos puede comprender de 6 a 10 semanas, dependiendo de la temperatura del agua
de cultivo (a menor temperatura mayor tiempo de incubación).
25
Presenta desarrollo directo, transcurriendo el estadio larval enteramente dentro del
huevo. El estadio que eclosiona es el primer juvenil (semejante morfológicamente al
adulto, pero sin madurez sexual).
Existe un cuidado parental que ejerce la hembra sobre los juveniles recién
eclosionados, durante un periodo de entre 10 y 15 días post-eclosión, en el cual los
juveniles se mantienen refugiados en la hembra hasta alcanzar su completa independencia.
Tal característica resulta beneficiosa frente a otros crustáceos cultivables carentes de ésta,
ya que minimiza las pérdidas por predación durante las primeras semanas de vida.
Pueden cavar en sustratos pedregosos y arenosos, o bien enterrarse en ellos para
refugiarse de potenciales predadores, aunque no realizan profundas cuevas como en el caso
de C. destructor. Comparada con otros crayfish, C. quadricarinatus es una especie de baja
agresividad, aunque puede observarse canibalismo desde sus primeras fases de vida,
particularmente si hay superpoblación o escasez de recursos, como ser alimento y/o
refugio.
Presentan un hábito alimentario omnívoro-detritívoro. Bajo condiciones de
cultivo, la especie acepta rápidamente una amplia variedad de alimentos. Si bien su
alimentación puede ser económica, el mercado actual muestra una tendencia hacia el
suministro de alimento de alta calidad, llevando al acuicultor a incluir dietas formuladas
(diseñadas para peces o camarones) de elevado costo de producción, generando por tanto
substanciales gastos de inversión.
26
No se han detectado enfermedades potencialmente serias para su cultivo, al
menos en nuestro país. Las más comunes, encontradas en el género Cherax, son las
infecciones causadas por bacterias, hongos, protozoarios, vermes (internos y externos)
y virus (Withnall, 2000). Estas enfermedades no tienen impacto sobre el ser humano.
Posee una alta tolerancia fisiológica a las condiciones ambientales de cautiverio,
particularmente a la temperatura, oxígeno disuelto y salinidad. Los parámetros físico-
químicos más apropiados para el cultivo de esta especie son los siguientes (resumido de
Boyd, 1982; Masser y Rouse, 1997; García Guerrero et al., 2003; Dirección de
Acuicultura, 2004; y Villarreal-Colmenares y Naranjo-Páramo, 2008):
(* ) Los adultos demuestran una muy buena tolerancia a concentraciones de oxígeno tan
bajas como 1 mg/litro, pero los juveniles son muy sensibles a bajas concentraciones,
mostrando efectos adversos. Es importante destacar que fuera de los límites recomendados
se producen efectos indeseados para el cultivo, como ser: la reducción tanto del
crecimiento como de la reproducción, y el incremento de la mortalidad.
Parámetro Valores recomendados Valores aceptables
Temperatura (ºC) 27 entre 22 y 32
Oxígeno disuelto (mg/l) mayor a 5 entre 1 y 4 *
Amonio total (mg/l) menor que 0,5 hasta 1,0
Nitritos (mg/l) menor que 0,3 hasta 0,5
pH entre 7 y 9 entre 6,5 y 9,3
Alcalinidad total (mg/l) mayor a 50 entre 15 y 300
Dureza total (mg/l) mayor a 50 entre 20 y 300
Salinidad (ups) menor a 6
27
Ciclo de producción en criadero
A continuación se describen brevemente las diferentes fases del cultivo de la
langosta C. quadricarinatus. La siguiente información se basa en las publicaciones de
Jones (1997), Masser y Rouse (1997), Dirección de Acuicultura (2004) y Villarreal-
Colmenares y Naranjo-Páramo (2008). Estas fases o etapas del cultivo se esquematizan en
la Figura 4.
ii .. Fase de Reproducción
Se lleva a cabo en estanques externos excavados durante los meses más cálidos del
año, cuando la temperatura del agua supera los 20 °C, comenzando en primavera y
finalizando al término del verano. Los estanques suelen ser rectangulares de grandes
dimensiones, aproximadamente 1600 m2 (80 x 20 m) o de mayores proporciones, con un
fondo de tierra, eventualmente recubierto con una membrana plástica. La profundidad del
agua varía entre 30 a 90 cm, requiriendo de un recambio continuo de agua, aireación
constante; como refugios para los animales, se utilizan generalmente ladrillos huecos.
En algunos criaderos, sobre todo en climas templados, los estanques de
reproductores se encuentran bajo techo, a fin de controlar mejor la temperatura y otras
variables ambientales. La densidad de siembra varía de acuerdo con el tipo de cultivo
empleado, requiriendo de menor cantidad de animales por metro cuadrado para un cultivo
extensivo (3 adultos / m2), e incrementando considerablemente el número si se desea
realizar un cultivo intensivo (33 adultos / m2). Se recomienda seleccionar los adultos
reproductores previamente a la siembra, en base a su tamaño (generalmente mayor a los 50
28
g de peso corporal), vigor y estado sanitario. La relación de sexos recomendada es de 3
hembras por cada macho.
La nutrición es muy importante, debiendo suministrar a los reproductores alimento
balanceado formulado (pellets) a una ración aproximadamente del 3 % de la biomasa.
También pueden incorporarse plantas acuáticas sumergibles, ya que los adultos presentan
un hábito alimentario detritívoro. La calidad del agua de cultivo debe monitorearse, aunque
no es necesario hacerlo frecuentemente debido a que los adultos presentan una elevada
tolerancia fisiológica a cambios ambientales. Periódicamente (cada 2 ó 3 semanas) los
estanques con reproductores deben ser monitoreados a fin de detectar la aparición de
hembras ovígeras, las cuales deben ser separadas y transferidas a nuevos tanques bajo
techo hasta la eclosión de los juveniles.
ii ii .. Fase de Hatchery (cría de juveniles tempranos)
En esta fase, las hembras ovígeras de los estanques externos de reproducción son
transferidas a tanques internos (bajo techo). Esta separación se realiza para evitar que una
vez eclosionados los juveniles tempranos, éstos sean canibalizados por los adultos que
ocupan los estanques de reproductores. Generalmente se agrupa a las hembras ovígeras en
los tanques de acuerdo con la similitud en el desarrollo de los huevos, desarrollo que puede
observarse a simple vista por la coloración que adquieren los huevos en el transcurso de los
días (variando desde verde oliva al comienzo del estadio embrionario hasta anaranjado al
finalizar el mismo). Los tanques internos de cría pueden ser rectangulares o circulares, de
dimensión variable de acuerdo con el espacio disponible bajo techo; generalmente son de
fibra de vidrio o cemento, con una profundidad de agua de 15 a 30 cm, que es
29
continuamente recambiada a través de un sistema de filtros especialmente diseñados,
aunque también se puede trabajar bajo un sistema cerrado (sin recirculación de agua)
controlando constantemente la calidad del agua. Se requiere siempre de aireación constante
y de una cantidad significativa de refugios para los juveniles, utilizando generalmente
ladrillos huecos, tubos de PVC y/o redes de tipo cebollera.
Luego de producida la eclosión de los juveniles, la hembra es retirada del tanque de
cría y devuelta al estanque de reproductores, a fin de evitar el canibalismo sobre la cría.
Eventualmente, la hembra ovígera es colocada en una trampa (vulgarmente denominada
“paridera”) que permite el escape de los juveniles hacia el resto del estanque. Los juveniles
tempranos son mantenidos en los tanques, alimentados con alimento formulado con alto
contenido proteico (cercano al 40 %) a una ración diaria del 20 al 30 % de la biomasa total.
Durante esta fase, el mantenimiento de la calidad del agua de cultivo es necesario e
importante para un correcto desarrollo de los individuos, debiendo realizarse monitoreos
semanales, ya que los juveniles tempranos responden negativamente a pequeños cambios
en los parámetros físico-químicos del agua.
Es común encontrar en el mismo tanque de cultivo individuos de tamaño
considerablemente mayor a otros, incluso dentro de la misma camada. Como el
canibalismo se exhibe desde temprana edad, es frecuente que los juveniles más grandes
preden sobre los más pequeños. Por ello, una vez que los juveniles tempranos alcanzan el
gramo de peso corporal son cosechados mediante la utilización de redes y transferidos a los
tanques de pre-engorde, donde transcurre la fase de nursery.
30
ii ii ii .. Fase de Nursery (pre-engorde de juveniles avanzados)
Durante esta fase se prepara a los juveniles avanzados para el posterior engorde en
los estanques externos de cultivo. La fase de nursery o de pre-engorde de juveniles se lleva
a cabo en tanques internos (bajo techo) bajo los mismos requerimientos estructurales que
los empleados durante la fase de hatchery, aunque los tanques utilizados suelen ser de
mayor dimensión. La densidad de siembra varía de acuerdo con el tipo de cultivo
empleado, siendo para un cultivo extensivo de 15 juveniles / m2, e incrementando su
número a 110 juveniles / m2 si se desea realizar un cultivo intensivo (aunque se
recomienda utilizar un máximo de 50 juveniles / m2 para conseguir una mayor
producción).
Durante el cultivo los juveniles son alimentados con una dieta formulada de alto
contenido proteico (mayor al 30%) a una ración de aproximadamente 10 al 15 % de la
biomasa total. El exceso de alimento produce deterioro de la calidad del agua, por lo que es
muy importante realizar un seguimiento semanal de los diversos parámetros físico-
químicos del agua de los tanques. Una vez que los juveniles alcanzan la talla apta para el
engorde (aproximadamente 5 gramos de peso corporal), son transferidos a estanques
externos para el engorde mediante la utilización de redes o manualmente.
iivv.. Fase de engorde
Los juveniles avanzados que alcanzaron los 5 gramos de peso corporal durante la
fase de nursery son transferidos a estanques externos, excavados en tierra y frecuentemente
fertilizados a fin de asegurarles la provisión natural de zooplancton. En general, esta fase
31
de engorde comprende de 6 a 8 meses, abarcando principalmente las estaciones de otoño e
invierno. Cuando las condiciones ambientales son adversas, este periodo se extiende unos
meses más.
Para esta fase se utilizan estanques rectangulares de grandes dimensiones,
aproximadamente 400 m2 (40 x 10 m) o aún mayores, con fondo de tierra eventualmente
recubierto con una membrana plástica; la profundidad del agua debe mantenerse entre 30 a
90 cm, requiriéndose un recambio continuo de agua, aireación constante y refugios para los
animales, para lo cual se utilizan comúnmente ladrillos huecos y/o redes de pesca. La
densidad de siembra varía de acuerdo con el tipo de cultivo empleado, siendo de 10
juveniles / m2 para un cultivo extensivo, y de hasta 100 juveniles / m2 para un cultivo
intensivo. Además del alimento natural, la dieta de los juveniles se complementa con
alimento balanceado formulado, con un contenido proteico del 25 al 30 %, menor al
utilizado durante las fases de hatchery y nursery, siendo la ración diaria del 5 al 10 % de la
biomasa total. Durante esta fase, no es necesario un seguimiento exhaustivo de la calidad
del agua de cultivo, como sí lo es para las fases previas, ya que los juveniles avanzados o
pre-adultos son más resistentes a los cambios ambientales. Al término de esta fase,
encontramos animales sexualmente maduros y que además alcanzaron la talla comercial
mínima de 50 gramos. La cosecha se realiza por medio de redes y/o manualmente, aunque
frecuentemente se utiliza el vaciado parcial o total de los tanques, así como de los refugios,
de manera de asegurarse la recolección total de los animales. Luego de la cosecha se
seleccionan, por un lado, los adultos de mayor tamaño (de aproximadamente 100 g) para
transferirlos a los estanques de reproducción, y por otro lado a los ejemplares de entre 50 a
100 gramos para su comercialización.
32
vv.. Fase de procesado y comercialización
Posteriormente a la cosecha en los estanques de engorde, se seleccionan a los
animales para su ulterior comercialización. Esta variedad de langosta australiana ha ganado
en la última década protagonismo en los restaurantes y hoteles de todo el mundo, debido a
su carne abundante, muy buena textura, excelente sabor y versatilidad para la preparación
de diferentes manjares.
En Argentina, la mayor parte de su producción se vende a intermediarios
mayoristas (como grandes cadenas de supermercados), aunque una parte apreciable se
vende directamente para el mercado gourmet (restaurantes y hoteles selectos, servicios de
catering y pescaderías con exhibición de exquisiteces), y en menor proporción a los
consumidores minoristas. Para el mercado interno, el producto puede prepararse según la
demanda, ofreciendo diversas alternativas: empaque vivo, congelado crudo y entero,
congelado previamente cocido, entero o solamente las colas, pelado, enlatado, etc. En
general, una gran proporción de las ventas internas son de langosta viva. Mientras que para
el mercado internacional no todos los países aceptan el empaque vivo, siendo éste el
producto de mayor calidad entre todos los existentes.
Dado que la demanda del mercado favorece a los animales grandes, la selección por
tallas se ha convertido en una práctica de rutina para algunos clientes. Basado en
condiciones de mercado y producción, la langosta se clasifica en varios tamaños (pequeño:
50-70 g; mediano: 70-90 g; grande: 90-120 g; y jumbo: mayor a 120 g). Generalmente los
ejemplares de mayor talla se venden a restaurantes de especialidades y hoteles selectos,
mientras que los animales de menor tamaño se venden a minoristas o se procesan para
33
extraer la carne abdominal o se mezclan con animales menores para las ventas en volumen.
Previo a la comercialización, las langostas pueden someterse a “baños” con sal que les
conferirá un mayor sabor.
Por otro lado, los adultos pueden venderse como animales ornamentales. El
relativamente gran tamaño que pueden adquirir, así como la coloración verde-azulina de su
caparazón o la presencia del red patch en los machos, lo convierten en un producto único
para los entusiastas del acuarismo.
34
Eclosión
Incubación
Fase de Reproducción
Apareamiento
Fase de Hatchery (juveniles tempranos)
Crecimiento
Fase de Nursery (juveniles avanzados)
Fase de Incubación
en hatcheries
Fase de Engorde
(pre-adultos)
Madurez sexual
Crecimiento
Procesado
Figura 4. Diagrama ilustrativo representando el ciclo de vida (negro) y el ciclo de producción en criadero (rojo) de Cherax quadricarinatus. Figura 4. Diagrama ilustrativo representando el ciclo de vida (flechas negras) y el ciclo de producción en criadero (flechas rojas) de Cherax quadricarinatus.
Cosecha
35
Problemática actual del cultivo de C. quadricarinatus
Con el desarrollo del cultivo de crustáceos en la industria acuícola, se emprendieron
en las últimas décadas una serie de investigaciones a fin de conocer los requerimientos
necesarios para el manejo de las especies cultivables, con el objetivo de maximizar su
producción. Por otro lado, la demanda de un producto de calidad exigió a los acuicultores
optimizar y estandarizar los procedimientos de cultivo, a fin de obtener ejemplares con un
mejor rendimiento, de manera sostenida y confiable.
En el cultivo de langostas, los primeros estadios de vida son esenciales para
conseguir un buen rendimiento en la producción final, siendo los procedimientos llevados
a cabo durante las fases de hatchery y de nursery de extrema importancia, teniendo en
cuenta las elevadas tasas de mortalidad que comúnmente se alcanzan durante estas etapas
(D’Abramo et al., 1985; Celada et al., 1989 y 1993; Gydemo y Westin, 1989; Jones, 1995;
Sáez-Royuela et al., 1995 y 1996; Barki et al., 1997; entre otros). El éxito del cultivo
durante estas fases, se ve afectado por numerosos factores incluyendo la adecuada
provisión de tanques de cultivo, la formulación de dietas específicas, el mantenimiento de
la calidad del agua y la provisión de un hábitat apropiado (sustrato y refugios). La densidad
de siembra también ha sido considerada una variable relevante a tener en cuenta en el
cultivo, especialmente para los sistemas intensivos en los cuales el objetivo es maximizar
el número de animales en un espacio limitado. Sin embargo, el efecto de congregar un alto
número de animales en un área confinada puede ocasionar efectos negativos, tales como
deterioro de la calidad del agua, estrés en los animales (que conduzca a la aparición de
enfermedades) y disminución en el crecimiento (Aiken y Waddy, 1992; Mills y McCloud,
1983; Morrissy, 1992; Morrissy et al., 1995; Verhoef y Austin; 1999 a, b; Jones y Ruscoe,
36
2000; Naranjo-Páramo et al., 2004; Barki et al., 2006, entre otros), así como un incremento
en la frecuencia de interacciones sociales agresivas entre los individuos (Aiken y Waddy,
1992). El impacto del factor social resulta especialmente importante, debido a que el
proceso de muda o ecdisis de los juveniles los hace altamente vulnerables al canibalismo.
Además, el comportamiento agresivo entre los individuos ha sido considerado un grave
problema para el cultivo, pudiendo resultar en la aparición de marcas, heridas en el cuerpo
o pérdida de las quelas, reduciéndose así su valor en el mercado (Holdich, 1993), mientras
que una baja en la supervivencia puede ocasionar importantes pérdidas en la producción.
Wickins y Lee (2002) reportaron que la inmovilización de las quelas de los animales
cultivados, así como la administración de drogas para disminuir el comportamiento
agresivo incrementaron el riesgo a enfermedades y disminuyeron el fitness de los
individuos; además de representar un intenso y costoso trabajo operacional. Este problema
es aún más pronunciado con especies bentónicas que no utilizan la columna de agua, sino
que están confinadas exclusivamente al uso del fondo del acuario o tanque de cultivo,
como naturalmente es el caso de C. quadricarinatus.
Por otro lado, la producción de juveniles de langosta no es en Australia un factor
limitante, a pesar de la elevada mortalidad que se genera durante los primeros meses de
cultivo, debido a que la producción de animales, tanto en el ambiente natural como en
criaderos, se da durante todo el año. La situación es diferente en países con clima
templado, como es el caso de Argentina, donde los juveniles se producen estacionalmente,
siendo su disponibilidad un factor limitante.
Bajo estas circunstancias, la baja supervivencia de los primeros estadios de vida es
una de las problemáticas principales que se presenta en el cultivo de langostas. Por
37
consiguiente, el conocimiento de las condiciones específicas y los procedimientos
adecuados que garanticen un óptimo desarrollo de las fases iniciales del cultivo resulta de
particular importancia para los acuicultores locales.
38
OBJETIVO GENERAL
El objetivo general de la presente Tesis Doctoral fue desarrollar metodologías que
permitan optimizar la sobreviva y el crecimiento de juveniles tempranos y avanzados de
Cherax quadricarinatus (correspondientes a las fases de hatchery y nursery en criadero,
respectivamente), a fin de mejorar la producción final. Se evaluó el uso de diferentes tipos
de sustratos y refugios, así como la fuente de alimentación.
Los avances obtenidos en el presente trabajo de investigación podrían ser
directamente transferidos y desarrollados al ámbito productivo, dado el gran interés que
presenta nuestro país por el cultivo de esta especie.
39
CCCAAAPPPIIITTTUUULLLOOO III
Evaluación del tipo de sustrato y refugio
para el cultivo de juveniles tempranos y avanzados
de Cherax quadricarinatus, bajo condiciones de laboratorio
40
INTRODUCCION
La importancia del hábitat para el cultivo
La cría de C. quadricarinatus a nivel mundial se inició en Australia y tiene una
historia de varias décadas. En sus orígenes, la acuicultura australiana de varias especies de
langostas de agua dulce (Cherax sp.) se desarrollaba con un mínimo manejo, sin la
necesidad de utilizar condiciones específicas y controladas para cada etapa de producción.
El desarrollo de los animales durante los primeros estadios de vida era realizado bajo la
presunción de que esta etapa requería de las mismas condiciones y prácticas de manejo
empleadas para los adultos. De esta manera, la producción de juveniles de C.
quadricarinatus era llevada a cabo en los mismos estanques externos de tierra donde eran
mantenidos los animales reproductores, siendo periódicamente cosechados mediante la
extracción de extensas redes, colocadas como “refugios” para que los juveniles evitaran el
ataque de predadores (como aves, sapos e insectos acuáticos) e incluso el canibalismo por
parte de los adultos reproductores sembrados en el mismo estanque. Sin embargo, este
sistema de cultivo y cosecha de juveniles implicaba una baja supervivencia final,
obteniendo apenas un 10 % de la cantidad inicial sembrada en los estanques de cultivo.
Con el desarrollo de la acuicultura en Australia, la comercialización de esta especie
se vio incrementada, generándose una mayor demanda de juveniles a fin de obtener una
mayor producción final de ejemplares. La necesidad de obtener juveniles de alta calidad,
de tamaño uniforme al momento de la cosecha y sin enfermedades, así como la posibilidad
de generar un stock lo suficientemente elevado para garantizar la disponibilidad posterior
de adultos que suplan la demanda del mercado, condujeron al desarrollo de procedimientos
41
de cultivo específicos para la cría y pre-engorde de juveniles. Como señalaron Verhoef y
Austin (1999 a y b), las primeras fases del ciclo de vida son las más adecuadas para la
intensificación del cultivo de C. quadricarinatus, así como de otras especies del género,
debido a que los juveniles pueden ser mantenidos a densidades relativamente altas con una
mínima demanda de espacio, a diferencia de lo que ocurre durante las fases de engorde y
de reproducción, en los cuales el espacio es un factor limitante para el desenvolvimiento de
los animales. Sin embargo, para que el cultivo intensivo de los juveniles sea viable, tanto el
crecimiento como la supervivencia necesitan ser maximizados, controlando entre otros
factores las condiciones ambientales del cultivo. Un ejemplo concreto se observa en el
cultivo de la langosta C. destructor, de comportamiento altamente agresivo y caníbal
(Mills y McCloud, 1983; Lake y Sokol, 1986). Estos comportamientos se encuentran
exacerbados debido a la alta densidad utilizada en su cultivo y a las elevadas tasas de muda
de los juveniles, resultando así una baja tasa de supervivencia que limita la producción
final de esta especie (Mills, 1978; Mills y McCloud, 1983; Mitchell y Collins, 1989;
Geddes et al., 1993).
De esta manera, el conocimiento de los requerimientos necesarios para un óptimo
crecimiento durante los primeros estadios de vida de la langosta de agua dulce C.
quadricarinatus en condiciones de cultivo, adquirió un especial interés para la industria
acuícola, especialmente el desarrollo de nuevas técnicas de manejo tanto durante la fase de
hatchery (hasta 1 gramo de peso corporal) como de nursery (o pre-engorde de juveniles
(hasta los 5 gramos de peso corporal como máximo).
Numerosos estudios, han demostrado que los primeros estadios de vida son
considerados los periodos más críticos en el ciclo de vida de muchos organismos
42
bentónicos, crustáceos en gran medida, debido a que los juveniles mudan frecuentemente
(hasta dos veces por semana en condiciones favorables), siendo altamente vulnerables
durante el evento de muda al ataque de predadores y co-específicos. En diferentes trabajos
realizados con larvas y juveniles tempranos de varias especies de crustáceos decápodos, se
ha reportado que las elevadas densidades de juveniles durante la estación de reclutamiento
crearían condiciones favorables al canibalismo, demostrado así la importancia de la
predación intra-específica sobre los primeros estadios de vida (Kurihara y Okamoto, 1987;
Fernández et al., 1993a, b; Perkins-Visser et al., 1996; Lovrich y Sainte-Marie, 1997;
Moksnes et al., 1997). En condiciones de cultivo, se observó que las interacciones sociales
entre individuos no sólo generan un impacto negativo en la supervivencia sino también en
el crecimiento de los mismos, tal como se observó en el cultivo de juveniles de la langosta
americana Homarus americanus (Cobb y Tamm, 1974, 1975; Cobb et al., 1982), en
machos adultos pequeños del camarón de agua dulce Macrobrachium rosenbergii (Karplus
et al., 1992 a, b), y en juveniles avanzados (mayores a los 2 gr de peso corporal) y adultos
de C. quadricarinatus (Karplus y Barki, 2004). En consecuencia, la elección de sustratos y
refugios que favorezcan la muda minimizando al mismo tiempo las interacciones sociales y
por ende la predación, se ha convertido en un ítem de gran importancia para el cultivo de
las especies de crayfish (Gaines y Roughgarden, 1987; Menge y Sutherland, 1987; Smith y
Herrnkind, 1992; Eggleston y Armstrong, 1995; Gosselin y Qian, 1996, 1997; Jones y
Ruscoe, 2001; Sáez-Royuela et al., 2001; Parnes y Sagi, 2002; Barki et al., 2006; Meager
et al., 2005; Viau y Rodríguez, 2009; entre otros).
Otros estudios realizados en crustáceos decápodos, mostraron que la inmovilización
o remoción de las quelas (las cuales juegan un rol fundamental en la regulación social del
crecimiento, debido a que la agresión es manifestada por medio de estos apéndices)
43
produjo tamaños más uniformes entre los individuos cultivados e incrementó la
supervivencia, reduciendo considerablemente los efectos negativos de las interacciones
sociales (Aiken y Young-Lai, 1979, 1981; Karplus et al., 1989, 1992a; Kendall et al.,
1982; Karplus y Barki, 2004). Esta metodología, que mostró ser efectiva para la
producción de animales bajo condiciones de laboratorio, resultaría sin embargo poco
factible y poco práctica a gran escala, es decir, en condiciones de criadero, ya que
generaría un importante incremento en los costos operacionales, al requerir de personal
entrenado para una correcta manipulación de los animales.
Una de las técnicas comúnmente empleada en acuicultura para mejorar la
abundancia y productividad de las especies acuáticas es la provisión de hábitats artificiales
(Mason, 1978; Mills, 1989; Du Boulay et al., 1993; Karplus et al., 1995; Steele et al.,
1997; Freitas y Petrere, 2001; Walker et al., 2002; entre otros) (Figura 5). Varios estudios
de laboratorio han reportado que la presencia de un sustrato y/o refugio resultó en un
incremento de la supervivencia y el crecimiento de varias especies cultivables,
especialmente durante las primeras etapas del desarrollo, permitiendo de esta manera un
aumento de la población cultivada debido principalmente a una reducción de la predación
(Forster 1970; Richards 1971; Smith y Sandifer, 1979; Van Olst et al., 1975; Mason, 1978;
Sokol, 1988; Mills, 1989, Polovina, 1991; Villagran, 1993; Karplus et al., 1995; Steele et
al., 1997; Jones y Ruscoe, 2001; Sáez-Royuela et al., 2001; Molony y Bird, 2005; Barki et
al., 2006; Meager et al., 2005; entre otros).
En el ambiente natural, el hábitat provee múltiples recursos para los animales,
incluyendo refugio, protección para evitar eventuales predadores, áreas de alimentación, de
reproducción y de desove. Estudios realizados en el ambiente natural de varias especies
44
bentónicas cultivables, demostraron que los juveniles suelen concentrarse frecuentemente
en microhábitats estructuralmente complejos, que proveen refugio a éstos; por ejemplo, al
Figura 5. Refugios utilizados en distintas etapas del cultivo de la langosta C.
quadricarinatus: A y B, ladrillos huecos con aberturas para juveniles de engorde y adultos
mantenidos en estanques externos; C, “parideras” para hembras ovígeras mantenidas en
piletas internas bajo techo, construídas con tubos de PVC y redes de tipo cebollera en cada
extremo, para evitar el escape, y provistas de un trozo telgopor como flotador; D, trozos de
redes o bolsas tipo cebolleras para juveniles tempranos y avanzados en fase de hatchery y
de nursery, respectivamente, criados en piletas internas bajo techo.
cangrejo Carcinus maenas se lo suele encontrar en bancos de mejillones (Klein-Breteler,
1976); el cangrejo azul Callinectes sapidus habita áreas donde abunda Zostera marina, una
planta acuática (Heck y Orth, 1980); la langosta americana H. americanus se refugia
A
D B
C
45
frecuentemente en áreas rocosas (Wahle y Steneck, 1991); la langosta marina Panulirus
argus suele situarse en ambientes con abundancia de macroalgas (Herrnkind y Butler,
1986), el camarón Penaeus merguiensis utiliza la zona marginal de los manglares como
hábitats de cría de juveniles (Robertson y Duke, 1987). Todos estos ejemplos sugieren que
estos hábitats de “cría” juegan un rol importante en la supervivencia y reclutamiento de la
población de juveniles, mediante la provisión de refugios que mitigan la presión por
predación. Asimismo, diferentes estadios de juveniles pueden utilizar diferentes hábitats de
“cría” y migrar entre éstos conforme van creciendo para conseguir los requerimientos
necesarios de refugio y alimento, resultando en uno o varios cambios ontogénicos del
hábitat (Smith y Herrnkind, 1992; Eggleston, 1995; Kenyon et al., 1995; Liu y Loneragan,
1997; Rallo y García-Arberas, 2002; Vance et al., 1996; Meager et al., 2003).
Estudios previos realizados con juveniles tempranos de C. quadricarinatus
cultivados en tanques de fibra de vidrio (Jones, 1990) indicaron que bajo condiciones no
controladas el canibalismo es frecuentemente alto y por lo tanto la sobrevida baja. A fin de
mejorar la producción, Jones (1995) simuló un ambiente similar al hábitat natural de la
especie, que consistió en un canal de conducción de una corriente de agua (“raceway”),
incorporando al mismo plantas acuáticas flotantes (Pistia stratiodes). Sin embargo, la
supervivencia resultó igualmente baja, cosechando sólo un 15 % de los juveniles
sembrados al cabo de 50 días de experimentación. Basado en estos resultados y en los de
otros ensayos, el mismo autor concluye que el canibalismo tiene un severo impacto durante
las fases tempranas del crecimiento, a menos que la disponibilidad y complejidad del
ambiente sea suficiente para permitir que la muda se realice con una mínima probabilidad
de encuentros intra-específicos.
46
Estudios realizados con diferentes especies de langostas demostraron que un
incremento en la complejidad del hábitat a través del agregado de refugios y/o sustratos
adecuados resultó en un aumento en la supervivencia de los animales, debido
principalmente a una disminución de las interacciones sociales, sugiriendo de esta manera
que un incremento en la estructura del ambiente resulta beneficioso para las poblaciones de
las especies cultivables (Flint y Goldman, 1977; Karplus et al., 1995; Kirjavainen y
Westman, 1999; Jones y Ruscoe, 2001; Molony y Bird, 2005; Meager et al., 2005; Barki et
al., 2006; Baird et al., 2006).
En consecuencia, la implementación de un sustrato y/o refugios con una importante
complejidad estructural, constituirían una herramienta primordial para el cultivo de
crustáceos. No obstante, encontrar el tipo de sustrato adecuado, así como el diseño de un
refugio óptimo que provea protección a los animales, resulta ser una tarea compleja, ya que
requiere la consideración de numerosos factores, como ser la aceptación por parte de la
especie cultivada, los costos de construcción, la disponibilidad de los materiales para su
obtención o fabricación, el deterioro de la calidad del agua ocasionado por una errónea
elección de un determinado sustrato y/o refugio, así como los posibles efectos perjudiciales
que éstos pueden tener sobre ciertos procedimientos de manejo (por ejemplo, limpieza o
cosecha de animales) (Fielder y Thome, 1990). Cada uno de estos factores debería ser
considerado al momento de seleccionar un refugio y/o un sustrato para el cultivo.
47
OBJETIVOS
Puntualmente, se plantean como objetivos particulares:
i. Determinar el tipo de sustrato que mejore el crecimiento y la supervivencia de los
juveniles tempranos y avanzados.
ii. Determinar el tipo de refugio que mejore el crecimiento y la supervivencia de los
juveniles tempranos y avanzados.
iii. Determinar el tipo de refugio que permita un incremento en la densidad de siembra,
sin alterar el crecimiento y la supervivencia de los juveniles.
iv. Evaluar el efecto conjunto de las mejores opciones de sustrato y refugio, a fin de
maximizar la productividad del cultivo.
48
HIPOTESIS
i. Los sustratos que presentan una estructura más compleja (como piedras y arena)
producen un incremento en el crecimiento y en la supervivencia de los juveniles, en
comparación con aquellos más simples (como vidrio).
ii. Los refugios verticales aumentan el crecimiento y la supervivencia de los juveniles,
en comparación con refugios no estratificados, brindando una mayor área de
resguardo.
iii. La presencia de refugios verticales admite una mayor densidad de juveniles sin
afectar su crecimiento y supervivencia, en comparación con refugios no
estratificados.
iv. La combinación de las mejores opciones de sustrato y refugio, resultantes de los
objetivos anteriores, resultará en un efecto potenciado que mejorará el crecimiento
y la supervivencia de los juveniles, en comparación con cada uno de esos factores
por separado.
49
Evaluación del tipo de sustrato
MATERIALES Y METODOS
Con el fin de obtener un sustrato que mejore el cultivo de los juveniles tanto
tempranos como avanzados, se evaluó la eficiencia de diferentes tipos de sustratos
colocados sobre el fondo de los acuarios de vidrio utilizados para el cultivo. Tales sustratos
fueron los siguientes: a) vidrio (sin sustrato agregado), b) piedras, c) arena y d) malla de
plástico de tipo red de mosquitero (Figura 6).
Los acuarios de vidrio son comúnmente utilizados en laboratorio, tanto para
experimentación como para reproducción y producción de langostas, debido a su fácil
limpieza y mantenimiento; mientras que en criadero se utilizan frecuentemente piletas o
estanques de fibra de vidrio por su bajo precio, larga duración y fácil manejo e instalación.
Sin embargo, la textura de ambos materiales es similar, ya que la fibra de vidrio es un
material elaborado con vidrio hilado (obtenido al pasar vidrio fundido a través de un tamiz
especial, que luego de solidificar adquiere una consistencia suficientemente flexible para
poder entretejerlo y formar una malla). De esta manera, el sustrato de vidrio fue
considerado en el presente ensayo como grupo control, sin el agregado de ningún otro
sustrato.
Por otro lado, tanto la arena como las piedras fueron elegidas sobre la base de que
ambos tipos de sustratos se encuentran habitualmente presentes en el hábitat natural de la
langosta. Finalmente, como una alternativa práctica, se seleccionó la red de tipo
50
mosquetero adherida al fondo del acuario, brindando así una superficie rugosa que permita
un soporte para los juveniles, principalmente durante la ecdisis, pero evitando que éstos
puedan enterrarse, como puede ocurrir con la arena y las piedras. Asimismo, este tipo de
material es de bajo costo, maleable y de fácil limpieza, pudiendo ser potencialmente
utilizable para el cultivo de langostas.
Figura 6. Diferentes tipos de sustratos colocados sobre el fondo de los acuarios de vidrio utilizados
para el cultivo: vidrio (sin sustrato agregado), piedras, arena y malla de plástico de tipo red de
mosquitero (de izquierda a derecha).
Se utilizaron dos tamaños diferentes de juveniles de C. quadricarinatus
representativos de dos estadios del ciclo de vida que poseen particular importancia en el
manejo de un criadero, como se mencionó anteriormente en la Introducción: juveniles
tempranos, en fase de hatchery (mantenidos en el mismo estanque de eclosión, hasta
alcanzar un tamaño de 1 g como máximo) y juveniles avanzados, en fase de nursery
(transferidos a una segunda serie de estanques aptos para el pre-engorde a densidad
controlada, hasta que los juveniles alcancen los 5 g de peso, como máximo). Los juveniles
tempranos fueron seleccionados al azar a partir de un pool de juveniles de eclosión reciente
y sincrónica en laboratorio, a partir de varias hembras ovígeras, mientras que los juveniles
avanzados fueron seleccionados al azar a partir de un pool de juveniles de laboratorio
mantenidos como stock.
51
El experimento fue llevado a cabo en acuarios de vidrio (900 cm2 de superficie de
fondo) con la presencia del sustrato correspondiente. En el caso del grupo control, se
utilizó el mismo fondo del acuario de vidrio. Para el caso del sustrato “piedras”, se utilizó
canto rodado de aproximadamente 0,5 cm de diámetro. Para el caso del sustrato “arena”, se
adicionó un espesor de aproximadamente 0,5 cm de arena previamente hervida. Para el
sustrato “malla de plástico” se utilizó red plástica de mosquitero, adherida mediante un
pegamento no tóxico al fondo del acuario. Los acuarios fueron llenados con 8 litros de
agua declorada y aireación constante. Dos veces por semana se realizó un recambio total
del agua y limpieza de los mismos. La temperatura fue mantenida en 25 2 °C y el
fotoperiodo en 14:10 (luz : oscuridad). En cada acuario se agregaron refugios consistentes
en tubos de PVC de ¾ pulgadas y 1 pulgada de diámetro, para los juveniles tempranos y
avanzados respectivamente. Finalmente, se asignaron a cada tipo de sustrato (tratamiento)
doce juveniles tempranos o diez juveniles avanzados a una densidad de 133 y 111
individuos / m2 respectivamente, de acuerdo con las densidades utilizadas previamente por
otros autores (Jones 1995; Masser y Rouse 1997; Verhoek y Austin, 1999 a, b). Todos los
tratamientos fueron ensayados por cuadruplicado.
Los animales fueron alimentados diariamente ad libitum con alimento balanceado
(TetraColor®), cuya composición nutricional es: 50,4 % proteína total, 4,8 % grasa, 9,3 %
cenizas totales, 26,3 % fibra dietaria, 6,9 % pérdida por desecación, 2,3 % hidratos de
carbono y un valor energético de 254 Kcal / 100 g (Chaulet et al., 2008); utilizado en
estudios previos con adultos de C. quadricarinatus (Cahansky et al., 2008). Para ambos
grupos de juveniles, la duración del experimento fue de 30 días. Al término del mismo, se
registró la supervivencia contabilizando los animales vivos, así como el peso corporal de
cada animal mediante balanza digital (precisión de + 0,1 mg). Se consideró el peso
52
húmedo, colocando a cada juvenil sobre un papel de toalla para remover el exceso de agua.
Con el fin de disminuir el estrés debido a la manipulación por parte del experimentador, no
se realizaron mediciones de peso corporal durante el transcurso del ensayo. A partir de la
determinación del peso corporal, se calcularon los siguientes índices de crecimiento:
Ganancia en peso (%) = ((Pf – Pi)/Pi) x 100
Tasa específica de crecimiento o TEC (%/día) = ((Ln Pf – Ln Pi)/ T) x 100
Donde Pf y Pi corresponden al peso final e inicial, respectivamente, y T al tiempo en días
transcurrido desde el inicio del experimento.
Para cada sustrato ensayado, se determinaron los siguientes parámetros químicos
indicadores de la calidad del agua de cultivo: oxígeno disuelto (Digital Oxygen Meter,
precisión de + 0,1 mg / L), pH (Jenco Model 6350, precisión de + 0,01), amonio (Wiener®
kit), dureza total, alcalinidad y nitritos (ambos medidos con kits de Acuanalítica®). Las
determinaciones se correspondieron a muestras de agua recolectadas inmediatamente antes
y después del recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo, para ambas fases de
crecimiento, de modo de estimar la máxima variación posible de los parámetros
mencionados.
Los índices de crecimiento y la supervivencia fueron analizados mediante un
análisis de varianza (ANOVA) de una vía. Para el análisis de la supervivencia se utilizó la
transformación arcoseno de la raíz cuadrada para transformar los datos y validar así los
supuestos de igualdad de varianzas y normalidad. Los parámetros de calidad de agua se
analizaron mediante un análisis de varianza (ANOVA) de dos vías, con tiempo de
medición y tratamiento como factores. En todos los casos la igualdad de varianzas fue
verificada mediante el test de Levene, y normalidad por método gráfico. Cuando se
53
detectaron diferencias significativas se utilizó un test paramétrico de comparaciones
múltiples a posteriori (test de Tuckey). El nivel de significación utilizado para el análisis
fue del 5 %.
RESULTADOS
Los valores medios de peso corporal inicial y final, así como la supervivencia al
término del ensayo, se muestran en las Tablas 1 y 2, para los juveniles tempranos y
avanzados respectivamente, mientras que la ganancia en peso y la tasa específica de
crecimiento se muestran en las Figuras 7 y 8.
Los juveniles tempranos mantenidos en el sustrato piedras presentaron una
supervivencia significativamente mayor (P<0,05) que el grupo control, mientras que los
sustratos arena y red mostraron valores intermedios (Tabla 1). Por otro lado, los juveniles
tempranos cultivados en los sustratos piedras y arena exhibieron valores significativamente
mayores (P<0,01) para la ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento, con
respecto del grupo control (vidrio), mientras que el sustrato de red causó un efecto
intermedio (Tabla 1 y Figura 7).
Tabla 1. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia de juveniles tempranos cultivados en diferentes tipos de sustratos durante 30 días. Sustrato Peso inicial Peso final Supervivencia (mg) (mg) (%) Vidrio 18,06±0,02 52,91±6,92 43,75±2,08 a Piedras 18,08±0,01 110,56±12,62 58,33±2,40 b Arena 18,07±0,01 98,99±7,22 50,00±3,40 a,b Red 18,09±0,01 72,25±8,95 45,84±2,40 a,b Letras distintas (a, b) indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).
54
Figura 7. Valores medios finales de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento
(TEC) para juveniles tempranos cultivados en diferentes tipos de sustratos durante 30 días.
Las columnas representan la media y la barras verticales el error estándar. Letras distintas
(a, b) indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,01).
En el caso de los juveniles avanzados no se detectaron, al cabo de 30 días de
experimentación, diferencias estadísticamente significativas (P>0,05) entre los diferentes
sustratos en relación a la supervivencia (Tabla 2). En todos los casos, los juveniles
exhibieron una alta tasa de supervivencia (mayor al 70 %). El peso medio final, la ganancia
en peso y la tasa específica de crecimiento no mostraron diferencias estadísticamente
significativas (P>0,05) entre los diferentes sustratos, registrándose sin embargo la misma
Vidrio Piedras Arena Red
TEC
(%/d
ía)
0
1
2
3
4
5
6
7
a
b b
a, b
Vidrio Piedras Arena Red
Gan
anci
a en
pes
o (%
)
0
100
200
300
400
500
600
700
a
b
b
a, b
55
tendencia que para los juveniles tempranos, es decir, los mayores valores para los sustratos
piedras y arena (Tabla 2 y Figura 8).
Tabla 2. Valores medios (± ES) para peso (inicial y final) y supervivencia para juveniles avanzados cultivados en diferentes tipos de sustratos durante un periodo de 30 días.
Sustrato Peso inicial Peso final Supervivencia (g) (g) (%) Vidrio 1,06 ± 0,02 1,79 ± 0,11 72,50 ± 4,79 Piedras 1,05 ± 0,01 2,11 ± 0,08 90,00 ± 4,08 Arena 1,07 ± 0,02 2,03 ± 0,07 85,00 ± 6,45 Red 1,06 ± 0,01 1,99 ± 0,10 80,00 ± 4,08
Figura 8. Valores medios finales de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento (TEC) para juveniles avanzados cultivados en diferentes tipos de sustratos durante 30 días. Las columnas representan la media y la barras verticales el error estándar.
Vidrio Piedras Arena Red
Gan
anci
a en
pes
o (%
)
0
20
40
60
80
100
120
Vidrio Piedras Arena Red
TEC
(%/d
ía)
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
56
Los parámetros de calidad de agua no variaron significativamente (P>0,05) entre
los diferentes tiempos de medición y tratamientos para ninguna de las categorías de
juveniles (Tablas 3 y 4 para juveniles tempranos y avanzados, respectivamente), mostrando
valores que se ubican dentro de los límites aceptados para el cultivo de varias especies de
“crayfish” (Boyd, 1982; Hutchings y Villareal-Colmenares, 1996; Jones, 1997; Masser y
Rouse, 1997; Barki et al., 2001; Meade et al., 2002; Naranjo-Páramo et al., 2004).
Tabla 3. Valores medios (± ES) obtenidos para los parámetros químicos del agua,
correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del
recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles tempranos.
Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad (mg/l HCO3
-); dureza (mg/l equivalentes CaCO3); amonio
(mg/l NH4+); nitritos (ppm NO2); ND: no detectable (≤ 0,001 mg/l NH4
+).
Sustrato
pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos
disuelto
Vidrio AR 7,65±0,04 5,4±0,5 35±3,1 100,6±2,3 0,002±0,001 0,02±0,008
DR 7,55±0,08 5,9±0,4 35±2,2 99,7±2,4 ND 0,0±0,0
Piedras AR 7,59±0,05 5,1±0,3 30±3,9 99,5±4,5 0,0025±0,002 0,015±0,007
DR 7,61±0,09 5,6±0,3 35±3,1 102,5±3,2 ND 0,0±0,0
Arena AR 7,71±0,08 5,7±0,6 35±4,5 101,3±3,8 0,002±0,001 0,02±0,01
DR 7,58±0,1 6,1±0,4 35±1,8 100,0±2,9 ND 0,0±0,0
Red
AR
7,58±0,06
5,2±0,6
35±2,7
98,8±3,6
0,003±0,002
0,01±0,005
DR
7,51±0,1
5,5±0,2
35±3,4
105,2±4,2
ND
0,0±0,0
57
Tabla 4. Valores medios (± ES) obtenidos para los parámetros químicos del agua,
correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del
recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles avanzados.
Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad (mg/l HCO3
-); dureza (mg/l equivalentes CaCO3); amonio
(mg/l NH4+); nitritos (ppm NO2); ND: no detectable (≤ 0,001 mg/l NH4
+).
Sustrato
pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos
disuelto
Vidrio AR 7,47±0,05 5,3±0,4 30±2,7 102,0±4,4 0,0015±0,001 0,01±0,006
DR 7,63±0,06 5,5±0,3 35±3,0 100,4±3,6 ND 0,0±0,0
Piedras AR 7,52±0,08 4,9±0,3 30±3,2 100,4±2,6 0,003±0,0015 0,025±0,01
DR 7,54±0,1 5,8±0,4 35±2,5 99,6±3,3 ND 0,0±0,0
Arena AR 7,45±0,05 5,0±0,2 35±3,6 105,5±4,2 0,002±0,001 0,02±0,007
DR 7,58±0,1 5,3±0,3 35±2,4 102,1±2,8 ND 0,0±0,0
Red
AR
7,50±0,04
5,2±0,5
30±2,9
108,4±3,1
0,0025±0,002
0,015±0,005
DR
7,61±0,07
5,6±0,3
35±3,2
99,2±4,3
ND 0,0±0,0
58
Elección del tipo de sustrato
MATERIALES Y METODOS
Con el objetivo de analizar si los juveniles de C. quadricarinatus muestran algún
tipo de preferencia por un determinado sustrato, se realizaron ensayos de elección, tanto
con juveniles tempranos como avanzados. Para esto, se dispuso de un acuario de vidrio
circular (25 cm de diámetro, conteniendo 3 litros de agua declorada) cuyo fondo se dividió
en cuatro secciones iguales, en cada una de las cuales se colocó un sustrato diferente:
vidrio, piedras, arena o red, es decir, los mismos sustratos utilizados en el ensayo anterior.
Inicialmente, 10 juveniles tempranos y 10 juveniles avanzados, seleccionados al
azar de un pool de animales provenientes del stock de laboratorio, fueron ensayados
individualmente. Adicionalmente, 10 juveniles tempranos procedentes de cada uno de los
sustratos ensayados en el experimento anterior (“Evaluación del tipo de sustrato”) fueron
retirados al cabo del mismo y ensayados individualmente. Previamente al inicio del
experimento, cada juvenil fue colocado durante un día en la arena experimental, a fin de
permitir su aclimatación al dispositivo experimental. Luego de este período de
aclimatación, se dio comienzo a la filmación durante un periodo de 24 horas, ubicando
inicialmente al juvenil en el centro del dispositivo. Durante el periodo de filmación los
animales no fueron alimentados.
El movimiento de cada animal en la arena experimental fue grabado utilizando una
cámara Webcam (Genius®) posicionada directamente por sobre el centro del acuario y
59
conectada a una computadora. Para la visualización de las imágenes se utilizó el programa
Active Webcam (software utilizado para cámaras de seguridad), estandarizado a 3
fotos/minuto. El dispositivo, especialmente diseñado para el experimento (Figura 9), fue
colocado en una habitación cerrada manteniendo la temperatura en 25 2 °C y el
fotoperíodo en 14:10 (luz : oscuridad). Durante el periodo de luz, se utilizó luz blanca
proveniente de una lámpara ubicada por encima del acuario y acoplada a un timer. Se
dispuso además de una fuente de luz infrarroja (Leds IR de 10 mW y 940 nm de longitud
de onda) ubicada alrededor de la cámara webcam, que permaneció encendida durante las
24 horas, de modo que durante el periodo de oscuridad, los leds de luz infrarroja
permitiesen la iluminación necesaria para que las imágenes obtenidas de la filmación
pudiesen visualizarse correctamente para su posterior análisis.
Figura 9. Esquema del dispositivo de filmación utilizado para el ensayo de elección de
sustrato. La toma de imágenes se realizó colocando una Webcam suspendida de un trípode
(no se muestra) por sobre el centro de la arena experimental, la cual fue dividida en cuatro
secciones iguales, cada una conteniendo un sustrato diferente: vidrio, red, piedras o arena.
Webcam
Leds IR
Arena
experimental
USB
60
El tiempo total consumido en cada sustrato durante 24 horas de grabación fue
calculado para cada juvenil, disponiendo de un registro de 4320 fotos tomadas durante 24
horas de filmación (3 fotos / minuto). A partir de éstas, se contabilizó el número de veces
(fotos) que el individuo se encontraba en cada uno de los sustratos de la arena
experimental. Luego, el número total de veces (fotos) en cada sustrato se relativizó a
tiempo (en horas) para un periodo de 24 horas. Es importante aclarar, que la frecuencia en
la toma de imágenes se determinó a partir de observaciones directas realizadas previamente
al ensayo, a fin de ajustar el número óptimo de fotografías que mejor represente el
comportamiento de los juveniles. Finalmente, los valores medios obtenidos fueron
expresados como frecuencias absolutas y analizadas mediante un test X2 para evaluar la
elección o preferencia de sustrato.
RESULTADOS
Tanto los juveniles tempranos como avanzados pertenecientes al stock del
laboratorio revelaron una marcada elección por las piedras, en comparación con el resto de
los sustratos (P<0,01, Figura 10).
Asimismo, los juveniles tempranos que participaron en el primer experimento
(“Evaluación del tipo de sustrato”), en el cual fueron previamente expuestos durante 30
días a algún sustrato en particular (ya sea piedras, arena, red o vidrio) exhibieron una
significativa preferencia (P<0,01) por las piedras (Figura 11).
61
Figura 10. Tiempo medio de permanencia (horas) para juveniles tempranos y avanzados, en cada uno de los sustratos de la arena experimental (piedras, arena, red o vidrio) durante 24 horas de filmación. Las barras verticales representan el error estándar. Letras distintas (a, b) indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,01) entre los sustratos para una misma fase de crecimiento.
Figura 11. Tiempo medio de permanencia (horas) para juveniles tempranos previamente mantenidos durante 30 días en piedras, arena, red o vidrio (eje x). Las columnas representan el tiempo medio de permanencia en cada sustrato de la arena experimental durante las 24 horas de filmación y las barras muestran el error estándar. Letras distintas (a, b) indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,01) para un mismo sustrato.
b
b
Vidrio Piedras Arena Red
Tie
mpo
de
perm
anen
cia
(hs)
0
4
8
12
16
20
24
Vidrio Piedras Arena Red
Arena experimental:
a
a
a a
b
b
b b
b
b b
b
b b
b b
Juv. Tempranos Juv. Avanzados
Tie
mpo
de
perm
anen
cia
(hs)
0
4
8
12
16
20
24 Vidrio Piedras Arena Red
a a
b
b b
b
b b
62
Evaluación del tipo de refugio
MATERIALES Y METODOS
Debido a que durante los primeros meses de vida la mortalidad de los juveniles es
elevada, causando importantes pérdidas en la producción, se planteó como objetivo
encontrar un refugio que optimizara el cultivo de los juveniles durante las primeras fases
del crecimiento, principalmente en términos de supervivencia. Para esto, se evaluaron
cuatro tipos de refugios: a) tubos cilíndricos de PVC distribuidos al azar en el fondo del
acuario, b) tubos cilíndricos de PVC unidos entre sí, horizontal y verticalmente, formando
una “torre” revestida por una malla de plástico de tipo mosquitero, c) red plástica de tipo
cebollera formando un diseño en forma de “roseta”, ubicada dentro de un cilindro de malla
de plástico de tipo mosquitero, y d) combinación de refugios: tubos de PVC distribuidos al
azar en el fondo del acuario + torres + rosetas + redes de tipo cebollera dispuestas al azar
en la columna de agua. A este último grupo se lo denominó grupo mixto.
En el tratamiento a), se utilizaron tubos de PVC de ¾ pulgadas y 1 pulgada de
diámetro, para juveniles tempranos y avanzados respectivamente. En el tratamiento b), se
emplearon 40 tubos de PVC (de ¾ pulgadas de diámetro para juveniles tempranos y de 1
pulgada para juveniles avanzados) unidos entre sí para formar una torre de 5 filas x 8
columnas, recubierta por una tela de plástico de tipo mosquitero. A esta última se le
confeccionaron aberturas para permitir el ingreso de los animales a los tubos de PVC
ubicados en el interior de la misma. Las aberturas mostraron un tamaño de poro de 1,5 cm
y de 3 cm, para juveniles tempranos y avanzados, respectivamente. Tanto los tubos de
63
PVC como las aberturas de la red exhibieron una disposición alternada entre sí, teniendo
en cuenta ciertas consideraciones previamente presentadas por Barki et al. (2006) para
juveniles pre-adultos (16 gr) de C. quadricarinatus. En el tratamiento c), se colocó un par
de rosetas dentro de un cilindro de 12 cm de diámetro, armado con tela de plástico de tipo
mosquitero con un tamaño de poro igual al mencionado en el tratamiento b) para cada tipo
de juvenil. En el grupo mixto d), se incorporaron todos los refugios anteriormente
mencionados (Figura 12).
Los grupos experimentales b y c tuvieron como finalidad aumentar la
disponibilidad de refugios en la columna de agua, proveyendo sustratos verticales a fin de
disminuir la competencia intraespecífica por los sitios de resguardo. La tela de plástico
utilizada como cobertura de tales refugios verticales permitió (a modo de “gradas”) el
acceso de los juveniles a los estratos más elevados de los mismos. Por otro lado, el grupo
mixto (d) tuvo como finalidad enriquecer el hábitat, proveyendo una variedad de refugios.
Figura 12. Refugios: A. Tubos de PVC; B. Torre; C. Roseta; D. Combinación de refugios.
B A
C D
64
El ensayo se llevó a cabo con juveniles tempranos y avanzados. Los juveniles
tempranos fueron seleccionados al azar a partir de un pool de juveniles de eclosión reciente
y sincrónica, a partir de varias hembras ovígeras, mientras que los juveniles avanzados
fueron seleccionados al azar a partir de un pool de juveniles mantenidos en stock en el
laboratorio.
Se utilizaron acuarios de vidrio (900 cm2 de superficie de fondo) con la presencia
del refugio correspondiente. En cada acuario se adicionaron: para el tratamiento a) 30
tubos de PVC; para los grupos b) y c) dos torres y dos cilindros, respectivamente; mientras
que para el grupo d) se agregaron una torre, un cilindro, tubos de PVC y redes de tipo
cebollera en exceso. Cada torre contó con un total 30 compartimientos (tubos de PVC)
disponibles como refugio. Los acuarios fueron llenados con 8 litros de agua declorada y
fueron provistos de aireación constante. La temperatura fue mantenida en 25 2 °C y el
fotoperiodo en 14:10 (luz : oscuridad). Dos veces por semana se realizó un recambio total
del agua y limpieza de los mismos. En cada acuario se agregaron doce juveniles tempranos
y diez juveniles avanzados a una densidad de 133 y 111 individuos / m2, respectivamente.
Todos los grupos experimentales fueron ensayados por cuadruplicado.
Los animales fueron alimentados diariamente ad libitum con alimento balanceado
(TetraColor®). El ensayo comprendió una duración total de 30 días, al cabo del cual se
registró la supervivencia contabilizando los animales vivos, así como el peso corporal de
cada animal (considerando el peso húmedo, como se detalló anteriormente) mediante
balanza digital (precisión de + 0,1 mg). A partir de la determinación del peso corporal, se
calculó la ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento (TEC), mediante los
algoritmos detallados previamente en el presente Capítulo (ver “Efecto del sustrato”).
65
Para cada refugio ensayado, se determinaron los siguientes parámetros químicos
indicadores de la calidad del agua de cultivo: oxígeno disuelto, pH, amonio, dureza total,
alcalinidad y nitritos, utilizando los mismos dispositivos de medición y metodologías
anteriormente mencionados en el presente Capítulo (ver “Efecto del sustrato”). Las
determinaciones se correspondieron a muestras de agua recolectadas inmediatamente antes
y después del recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo, para ambas fases de
crecimiento, de modo de estimar la máxima variación posible de los parámetros
mencionados.
Tanto los índices de crecimiento (ganancia en peso y tasa específica de
crecimiento) como la supervivencia fueron analizados mediante un análisis de varianza
(ANOVA) de una vía. Para el análisis de la supervivencia se utilizó la transformación
arcoseno de la raíz cuadrada para transformar los datos y validar así los supuestos de
igualdad de varianzas y normalidad. Los parámetros de calidad de agua se analizaron
mediante un análisis de varianza (ANOVA) de dos vías, con tiempo y tratamiento como
factores. En todos los casos la igualdad de varianzas fue verificada mediante el test de
Levene, y normalidad por método gráfico. Cuando se detectaron diferencias significativas
se utilizó un test paramétrico de comparaciones múltiples a posteriori (test de Tuckey). El
nivel de significación usado para el análisis fue del 5 %.
RESULTADOS
Los valores medios obtenidos para el peso corporal inicial y final, así como la
supervivencia al término del ensayo se muestran en las Tablas 5 y 6, para juveniles
66
tempranos y avanzados respectivamente. La ganancia en peso y la tasa específica de
crecimiento se muestran en las Figuras 13 y 14.
Se observó que la supervivencia de los juveniles tempranos fue afectada por el tipo
de refugio utilizado en los acuarios de cultivo. La supervivencia al finalizar del ensayo fue
significativamente mayor (P<0,01) en el grupo mixto, con respecto al resto de los grupos
experimentales. La supervivencia en el grupo b) (torres) resultó a su vez significativamente
mayor (P<0,05) con respecto al grupo a) (tubos de PVC); mientras que el grupo c) (rosetas)
exhibió un valor intermedio (Tabla 5).
Con respecto a la ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento de los
juveniles tempranos, se observó que aquellos mantenidos en acuarios de vidrio que
contenían tubos de PVC como refugio, exhibieron valores significativamente menores
(P<0,01) respecto del resto de los refugios ensayados (roseta, torre y grupo mixto), no
encontrándose diferencias significativas entre éstos últimos para ninguno de los índices
crecimiento (Figura 13).
Tabla 5. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia de juveniles
tempranos cultivados en acuario con diferentes tipos de refugios durante 30 días. Refugio Peso inicial Peso final Supervivencia
(mg) (mg) (%)
PVC 19,98 ± 0,83 66,18 ± 9,79 45,84 ± 2,41 a
Roseta 19,84 ± 0,80 122,10 ± 16,12 56,25 ± 3,40 a, b
Torre 19,69 ± 0,79 117,87 ± 9,67 64,58 ± 3,99 b
Mixto 19,78 ± 0,77 153,92 ± 26,35 79,16 ± 2,41 c
Letras distintas indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).
67
Figura 13. Valores finales de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento (TEC) para
juveniles tempranos mantenidos en acuarios con diferentes tipos de refugios durante 30
días. Las columnas representan la media y la barras verticales el error estándar. Letras
distintas indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).
En cuanto a la supervivencia de los juveniles avanzados, el grupo mixto sólo difirió
significativamente (P<0,01) del grupo a) (PVC), siendo mayor a éste; mientras que los
grupos torre y roseta mostraron un efecto intermedio (Tabla 6). Con respecto a la ganancia
en peso y la tasa específica de crecimiento de los juveniles, no se observaron diferencias
significativas (P>0,05) entre los diferentes tipos de refugios evaluados (Figura 14).
PVC Roseta Torre Mixto
TE
C (%
/día
)
0
1
2
3
4
5
6
7
8
a
b b
b
Gan
anci
a en
pes
o (%
)
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
a
b
b
b
68
Tabla 6. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia de juveniles
avanzados cultivados en acuario con diferentes tipos de refugios durante 30 días. Refugio Peso inicial Peso final Supervivencia (g) (g) (%)
PVC 1,11 ± 0,05 1,87 ± 0,13 75,00 ± 2,89 a
Roseta 1,08 ± 0,08 2,02 ± 0,09 85,00 ± 5,00 a, b
Torre 1,10 ± 0,05 1,99 ± 0,07 87,50 ± 2,50 a, b
Mixto 1,09 ± 0,06 2,15 ± 0,18 92,50 ± 2,50 b
Letras distintas indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).
Figura 14. Valores finales de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento (TEC)
para juveniles avanzados mantenidos en acuarios con diferentes tipos de refugios durante
30 días. Las columnas representan la media y la barras verticales el error estándar.
Gan
anci
a en
pes
o (%
)
0
20
40
60
80
100
120
140
PVC Roseta Torre Mixto
TE
C (%
/día
)
0
1
2
3
69
Los parámetros de calidad de agua no variaron significativamente (P>0,05) entre
los diferentes tiempos de medición y tratamientos para cada fase de crecimiento,
mostrando valores que se ubican dentro de los límites aceptados para el cultivo de la
especie (Tablas 7 y 8).
Tabla 7. Valores medios (± ES) obtenidos para los parámetros químicos del agua, correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles tempranos.
Tabla 8. Valores medios (± ES) obtenidos para los parámetros químicos del agua, correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles avanzados.
Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad (mg/l HCO3-); dureza (mg/l equivalentes CaCO3); amonio (mg/l
NH4+); nitritos (ppm NO2); ND: no detectable (≤ 0,001 mg/l NH4
+)
Refugio pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos
disuelto
PVC AR 7,48±0,06 5,2±0,4 30±3,9 100,4±4,2 0,002±0,0015 0,01±0,005
DR 7,53±0,08 5,9±0,5 35±4,2 99,5±3,3 ND 0,0±0,0
Roseta AR 7,44±0,07 5,3±0,5 35±2,5 102,5±3,6 0,0015±0,001 0,005±0,003
DR 7,58±0,1 5,6±0,3 35±3,3 107,2±2,4 ND 0,0±0,0
Torre AR 7,51±0,04 5,4±0,2 35±3,5 99,7±5,4 0,0025±0,002 0,015±0,01
DR 7,50±0,06 5,3±0,6 35±2,7 104,0±3,9 ND 0,0±0,0
Mixto
AR
7,45±0,08
5,5±0,3
30±2,9
104,1±4,7
0,003±0,002
0,01±0,008
DR
7,49±0,05
5,7±0,4
35±3,1
100,2±3,8
ND
0,0±0,0
Refugio pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos
disuelto
PVC AR 7,43±0,03 5,1±0,6 35±3,7 99,6±5,7 0,002±0,0015 0,01±0,01
DR 7,48±0,05 5,6±0,5 35±5,1 106,2±3,5 ND 0,0±0,0
Roseta AR 7,48±0,05 5,5±0,3 30±3,1 100,7±4,2 0,0025±0,002 0,02±0,01
DR 7,51±0,06 5,9±0,2 35±2,7 102,4±3,1 ND 0,0±0,0
Torre AR 7,47±0,04 5,2±0,5 30±2,6 102,3±3,5 0,002±0,001 0,01±0,008
DR 7,54±0,09 5,5±0,3 35±4,3 100,8±4,6 ND 0,0±0,0
Mixto
AR
7,53±0,07
5,0±0,4
30±3,5
100,0±5,1
0,0015±0,001
0,015±0,01
DR 7,56±0,05 5,7±0,4 35±3,1 99,6±4,8 ND 0,0±0,0
70
Evaluación del tipo de refugio sobre la densidad de siembra
MATERIALES Y METODOS
Con el fin de evaluar si los refugios ensayados previamente permiten sembrar a una
mayor densidad sin alterar el crecimiento y sobrevida de los juveniles tempranos, se
ensayaron tres diferentes densidades de cultivo: 1) 133 juveniles / m2 (N = 12), 2) 223
juveniles / m2 (N = 20), y 3) 333 juveniles / m2 (N = 30).
Los refugios ensayados fueron: a) tubos cilíndricos de PVC distribuidos al azar en
el fondo del acuario, b) tubos cilíndricos de PVC unidos entre sí, horizontal y
verticalmente, formando una “torre” revestida por una malla de plástico de tipo
mosquitero, c) red plástica de tipo cebollera formando un diseño en forma de “roseta”,
ubicada dentro de un cilindro de malla de plástico de tipo mosquitero. El diseño y
disposición de cada refugio fue el mismo que el utilizado previamente (ver “Evaluación del
tipo de refugio”, en este Capítulo). Para todos los casos, se utilizó un fondo de vidrio.
El ensayo se llevó a cabo con juveniles tempranos, seleccionados al azar a partir de
un pool de juveniles de eclosión reciente y sincrónica en laboratorio, a partir de varias
hembras ovígeras. Se utilizaron acuarios de vidrio (900 cm2 de superficie de fondo) con la
presencia del refugio correspondiente. En cada acuario se adicionaron: para del grupo a),
30 tubos de PVC individuales al azar en el fondo del mismo; mientras que para los grupos
b) y c), dos torres y dos cilindros con rosetas, respectivamente. Cada torre contó con un
total 30 compartimientos (tubos de PVC) disponibles como refugio para los animales. Los
71
acuarios contuvieron 8 litros de agua declorada y contaron con aireación constante. La
temperatura fue mantenida en 25 2 °C y el fotoperiodo en 14:10 (luz : oscuridad). Dos
veces por semana se realizó un recambio total del agua de los acuarios y limpieza de los
mismos.
Cada refugio fue ensayado a tres densidades de siembra, incorporando en cada
acuario un número variable de juveniles según corresponda. Para la densidad de 133
juveniles / m2 se agregaron doce juveniles en cada acuario; para la densidad de 223
juveniles / m2 se adicionaron 20 juveniles; mientras que para la densidad de 333 juveniles /
m2 se incorporaron 30 juveniles. Todos los grupos experimentales fueron ensayados por
cuadruplicado. Los animales fueron alimentados diariamente ad libitum con alimento
balanceado (TetraColor®). Al cabo de 30 días, se registró la supervivencia contabilizando
los animales vivos, así como el peso corporal húmedo de cada animal, mediante balanza
digital (precisión de + 0,1 mg). A partir de la determinación del peso corporal, se calculó la
ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento, según se mencionó anteriormente en
este mismo Capítulo.
Para cada combinación de refugio y densidad ensayada, se determinaron los
siguientes parámetros químicos indicadores de la calidad del agua de cultivo: oxígeno
disuelto, pH, amonio, dureza total, alcalinidad y nitritos, utilizando los mismos dispositivos
de medición y metodologías anteriormente mencionados en el presente Capítulo. Las
determinaciones se correspondieron a muestras de agua recolectadas inmediatamente antes
y después del recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo, de modo de estimar
la máxima variación posible de los parámetros mencionados.
72
Tanto los datos de crecimiento (ganancia en peso y tasa específica de crecimiento)
como los de supervivencia fueron analizados mediante contrastes de interacción (LSD
test). Para el análisis de la supervivencia se utilizó la transformación arcoseno de la raíz
cuadrada para transformar los datos. Los parámetros de calidad de agua se analizaron
mediante un análisis de varianza (ANOVA) de dos vías, con tiempo de medición y
tratamiento como factores. Se verificó el cumplimiento de los supuestos de igualdad de
varianzas mediante el test de Levene, y normalidad por método gráfico. El nivel de
significación utilizado para el análisis fue del 5 %.
RESULTADOS
En cuanto a la supervivencia, se observó que el grupo a) (tubos de PVC) mostró
diferencias significativas (P<0,05) entre las tres densidades de cultivo, registrándose el
máximo valor a la menor densidad ensayada. Por el contrario, para el refugio torre la
supervivencia al cabo de 30 días no difirió significativamente (P>0,05) entre las
densidades ensayadas; mientras que el refugio rosetas sólo mostró diferencias (P<0,05)
entre la mínima y la máxima densidad, observándose un valor intermedio para la densidad
media (Tabla 11).
Por otro lado, se observó que la supervivencia al cabo de 30 días fue
significativamente mayor para el refugio torre respecto del grupo a) (tubos de PVC) para
las diferentes densidades de siembra ensayadas; mientras que el refugio en forma de roseta
varió de este último a las densidades intermedia y máxima. En cambio, entre ambos
73
refugios verticales no se detectaron diferencias estadísticamente significativas para cada
densidad tratada (Tabla 11).
Tabla 11. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia de juveniles
tempranos cultivados a distintas densidades de siembra en diferentes refugios durante un
periodo de 30 días.
Refugio Densidad Peso inicial Peso final Supervivencia (mg) (mg) (%)
PVC 133 20,58±0,54 65,59±8,08 47,91±3,86 a
223 20,68±0,65 41,34±4,00 36,25±2,39 b
333 20,57±0,60 31,94±2,32 25,83±1,60 c
Roseta 133 20,63±0,61 113,21±9,08 58,33±5,89 a,d
223 20,66±0,70 83,48±6,05 51,25±2,39 d,e,f
333 20,68±0,63 64,92±4,55 44,99±2,15 f
Torre 133 20,59±0,57 117,09±9,85 62,50±5,38 d,g
223 20,66±0,62 87,87±4,39 58,75±2,39 e,g
333 20,59±0,61 68,75±5,50 53,33±3,60 f,g
Letras distintas indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).
Del análisis de los resultados de crecimiento, se observó que independientemente
del tipo de refugio utilizado, la ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento de los
juveniles disminuyeron significativamente (P<0,05) al aumentar la densidad de siembra,
registrando el máximo valor a la mínima densidad ensayada (133 juveniles / m2). Sin
embargo, el crecimiento a las densidades intermedia (222 juveniles / m2) y máxima (333
juveniles / m2) fue similar al cabo de 30 días, para los tres tipos de refugios ensayados. Por
otro lado, se vio que independientemente de la densidad de siembra ensayada, los índices
74
de crecimiento considerados resultaron significativamente mayores (P<0,05) cuando se
utilizó un sustrato vertical (torre o roseta), en comparación con el grupo a) (tubos de PVC),
mientras que a ninguna densidad se detectaron diferencias significativas (P<0,05) entre
ambos refugios verticales (Figura 16).
Figura 16. Valores medios finales de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento
(TEC), para juveniles tempranos mantenidos durante 30 días a diferentes densidades en
acuarios con distintos tipos de refugios. Las columnas representan la media y la barras
verticales el error estándar. Letras distintas indican diferencias estadísticamente
significativas (P< 0,05). Columnas rellenas con: líneas oblicuas verdes = 133 juveniles/m2;
puntos rojos = 223 juveniles/m2; y líneas oblicuas azules = 333 juveniles/m2.
Gan
anci
a en
pes
o (m
g)
0
100
200
300
400
500
600
a
c c
b
a,d d
b
d d
PVC Roseta Torre
TEC
(%/d
ía)
0
1
2
3
4
5
6
7
a
c c
b
b
a,d
d
c,d
d
75
Los parámetros de calidad de agua no mostraron diferencias significativas entre los
tiempos de medición y grupos experimentales, sin embargo los valores de amonio y nitrito
mostraron un incremento con la densidad de siembra (Tabla 12), aunque no excedieron los
límites recomendables para el cultivo (Jones, 1997, Boyd, 1982, entre otros).
Tabla 12. Valores medios (± ES) obtenidos de los parámetros químicos del agua,
correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del
recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles tempranos.
Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad (mg/l HCO3
-); dureza (mg/l equivalentes CaCO3); amonio (mg/l NH4
+); nitritos (ppm NO2); ND: no detectable (≤ 0,001 mg/l NH4+).
Refugio pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos
disuelto
PVC
133 AR 7,52±0,06 5,4±0,5 35±2,3 101,2±5,3 0,002±0,001 0,02±0,01
DR 7,46±0,07 5,7±0,3 35±3,7 98,6±4,5 ND 0,0±0,0
223 AR 7,49±0,05 5,1±0,3 30±4,1 105,6±4,8 0,015±0,01 0,04±0,03
DR 7,50±0,03 5,4±0,6 35±3,2 102,4±2,6 ND 0,0±0,0
333 AR 7,45±0,04 4,6±0,4 35±3,7 103,4±6,1 0,045±0,02 0,06±0,04
DR 7,48±0,05 5,8±0,7 35±4,5 97,7±3,2 ND 0,0±0,0
Roseta
133 AR 7,50±0,03 5,7±0,4 30±2,9 99,8±7,2 0,001±0,001 0,02±0,01
DR 7,52±0,04 5,6±0,5 35±4,5 102,3±4,3 ND 0,0±0,0
223 AR 7,51±0,08 5,3±0,2 35±4,6 105,2±4,3 0,025±0,01 0,03±0,02
DR 7,48±0,05 5,4±0,3 35±3,1 104,5±5,1 ND 0,0±0,0
333 AR 7,44±0,07 5,1±0,5 30±3,2 107,3±5,4 0,04±0,02 0,05±0,03
DR 7,52±0,06 5,5±0,6 35±4,8 99,3±2,8 ND 0,0±0,0
Torre
133 AR 7,48±0,04 5,4±0,6 35±3,1 105,3±3,2 0,002±0,001 0,02±0,01
DR 7,52±0,07 5,7±0,4 35±4,7 99,4±3,4 ND 0,0±0,0
223 AR 7,49±0,06 5,0±0,4 30±2,4 102,5±4,9 0,02±0,01 0,035±0,02
DR 7,56±0,05 5,9±0,3 35±3,6 103,9±2,5 ND 0,0±0,0
333 AR 7,55±0,08 4,7±0,5 30±5,3 99,6±2,7 0,045±0,03 0,06±0,03
DR 7,51±0,03 5,2±0,7 35±2,5 100,3±4,1 ND 0,0±0,0
76
Combinación de refugio y sustrato
MATERIALES Y METODOS
En el presente ensayo se combinaron el refugio y el sustrato que mostraron, en los
ensayos anteriores, los mejores resultados en cuanto al crecimiento y supervivencia de los
juveniles tempranos, a fin de evaluar si la combinación de ambos factores producía un
aumento aún mayor en ambas variables mencionadas. Cabe destacar que el presente
experimento no se realizó en juveniles avanzados debido a que no se encontraron
diferencias estadísticamente significativas entre los grupos experimentales en ninguno de
los ensayos anteriores (“Refugio” y “Sustrato”), ya sea en cuanto a la sobrevida o los
índices de crecimiento.
De los ensayos previos, se desprende que el uso de “piedras” como sustrato y el
agregado de “torres” como refugio, ambos por separado, optimizaron en los acuarios de
cultivo el crecimiento de los juveniles tempranos, en comparación con el resto de los
sustratos y refugios estudiados. De esta manera, se ensayaron los siguientes tratamientos:
a) piedras como sustrato y tubos cilíndricos de PVC unidos entre sí formando una torre
cubierta por una malla de plástico como refugio (grupo TP); b) piedras como sustrato y
tubos cilíndricos de PVC individuales distribuidos al azar en el fondo del acuario como
refugio (grupo PP); y c) vidrio como sustrato y tubos cilíndricos de PVC unidos entre sí
formando una torre cubierta por una malla de plástico como refugio (grupo TV). El diseño
de las torres utilizadas en los tratamientos a) y c) fue el mismo que se utilizó en el ensayo
previamente descrito.
77
Se dispuso de acuarios de vidrio (900 cm2 de superficie de fondo) con la presencia
del refugio y sustrato correspondiente. En el caso del grupo TV, se utilizó el mismo fondo
del acuario de vidrio; mientras que los grupos TP y PP, se utilizó canto rodado de
aproximadamente 0,5 cm de diámetro cubriendo el fondo del acuario. En cuanto a los
refugios, para el grupo PP se agregaron al azar 30 tubos de PVC individuales; mientras que
para los grupos TV y TP, se adicionaron dos torres por acuario. Cada torre contó con un
total 30 compartimientos (tubos de PVC) disponibles como refugio para los animales. Los
acuarios contuvieron 8 litros de agua declorada y contaron con aireación constante. La
temperatura fue mantenida en 25 2 °C y el fotoperiodo en 14:10 (luz : oscuridad). Dos
veces por semana se realizó un recambio total del agua de los acuarios y limpieza de los
mismos.
Se utilizaron juveniles tempranos (aproximadamente 20 mg de peso corporal),
provenientes del stock de laboratorio. En cada acuario, se colocaron doce juveniles a una
densidad de 133 individuos / m2. Todos los grupos experimentales fueron ensayados por
cuadruplicado. Los animales fueron alimentados diariamente ad libitum con alimento
balanceado (TetraColor®). Al cabo de 30 días de ensayo, se registró la supervivencia
contabilizando los animales vivos, y el peso corporal de cada animal (considerando el peso
húmedo) mediante balanza digital (precisión de + 0,1 mg). A partir de la determinación del
peso corporal, se calculó la ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento (TEC),
como se detalló anteriormente.
Para cada combinación de sustrato y refugio ensayada, se determinaron los
siguientes parámetros químicos indicadores de la calidad del agua de cultivo: oxígeno
disuelto, pH, amonio, dureza total, alcalinidad y nitritos, utilizando los mismos dispositivos
78
de medición y metodologías anteriormente mencionados en el presente Capítulo. Las
determinaciones se correspondieron a muestras de agua recolectadas inmediatamente antes
y después del recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo, para ambas fases de
crecimiento, de modo de estimar la máxima variación posible de los parámetros
mencionados.
Para el análisis de los datos se procedió de la misma manera que en el ensayo
anteriormente descrito, utilizando los mismos modelos estadísticos (ANOVA de una vía)
para la ganancia en peso, tasa específica de crecimiento y supervivencia; y (ANOVA de
dos vías) para los parámetros de calidad de agua, con tiempo y tratamiento como factores.
Para el análisis de la supervivencia se utilizó la transformación arcoseno de la raíz
cuadrada para transformar los datos. En todos los casos se verificó el cumplimiento de los
supuestos. Cuando se detectaron diferencias significativas se utilizó un test paramétrico de
comparaciones múltiples a posteriori (test de Tuckey), utilizando para el análisis un nivel
de significación del 5 %.
RESULTADOS
Los juveniles tempranos mantenidos durante 30 días en acuarios que contenían
torres como refugio y piedras como sustrato (grupo TP), exhibieron valores
significativamente mayores (P<0,05) tanto para la supervivencia (Tabla 9), como para
ambos índices de crecimiento (ganancia en peso y tasa específica de crecimiento, Figura
15), en comparación con el resto de los tratamientos, en los cuáles o bien se utilizó vidrio
como sustrato o bien PVC como refugio (grupos TV y PP, respectivamente).
79
Tabla 9. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia de juveniles
tempranos mantenidos durante 30 días en diferentes combinaciones de sustrato y refugio. Sustrato Peso inicial Peso final Supervivencia Refugio (mg) (mg) (%)
Torres+Piedras (TP) 20,84±0,75 169,13±12,32 81,25±3,99 a Torres+Vidrio (TV) 21,04±0,73 123,85±9,20 66,66±3,41 b PVC+Piedras (PP) 21,08±0,55 118,71±8,82 56,25±3,40 b Letras distintas indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).
Figura 15. Valores medios de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento (TEC) de juveniles tempranos mantenidos durante 30 días en diferentes combinaciones de sustrato y refugio (TP: Torres+Piedras; TV: Torres+Vidrio; PP: PVC+Piedras). Las columnas representan la media y las barras verticales el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (P<0,05) entre los tratamientos.
Gan
anci
a en
pes
o (%
)
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
a
b b
TP TV PP
TEC
(%/d
ía)
0
1
2
3
4
5
6
7
8a
b b
80
Los parámetros de calidad de agua no variaron significativamente (P>0,05) entre
los diferentes tiempos de medición y tratamientos, mostrando valores dentro de los límites
aceptados para el cultivo (Tabla 10).
Tabla 10. Valores medios (± ES) obtenidos de los parámetros químicos del agua, correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles tempranos.
TP: Torres+Piedras; TV: Torres+Vidrio; PP: PVC+Piedras. Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad
(mg/l HCO3-); dureza (mg/l equivalentes CaCO3); amonio (mg/l NH4
+); nitritos (ppm NO2); ND: no
detectable (≤ 0,001 mg/l NH4+).
Sustrato pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos Refugio disuelto
TP
AR 7,55±0,06 5,4±0,5 35±4,6 102,2±5,3 0,002±0,001 0,025±0,015
DR 7,51±0,04 5,6±0,4 30±5,4 101,2±3,5 ND 0,0±0,0
TV AR 7,49±0,05 5,8±0,3 30±3,8 105,6±4,8 0,0015±0,001 0,02±0,01
DR 7,54±0,03 5,5±0,2 35±4,2 99,4±3,6 ND 0,0±0,0
PP AR 7,53±0,04 5,2±0,6 35±2,5 108,3±6,1 0,003±0,002 0,015±0,008
DR 7,49±0,03 5,7±0,3 35±5,7 103,8±3,7 ND 0,0±0,0
81
Evaluación de la distribución del alimento en el espacio
Durante los ensayos previos se observó que parte del alimento incorporado al azar
en los acuarios de cultivo muchas veces quedaba depositado en el fondo del mismo
confundido con el sustrato, como ocurrió cuando se utilizaron piedras (en el cual el
alimento se situaba en los espacios presentes entre las mismas, siendo de difícil acceso o
no localizado por los juveniles), generando en consecuencia una pérdida de alimento. Estas
observaciones realizadas a pequeña escala se reproducen también durante el cultivo a gran
escala que se lleva a cabo en los criaderos.
MATERIALES Y METODOS
Con el fin de evitar pérdidas del alimento en los acuarios de cultivo, y por ende
minimizar los costos de producción, se evaluaron los siguientes tratamientos: a)
incorporación del alimento al azar (de manera dispersa) en acuario con fondo de vidrio, y
b) incorporación del alimento en un único comedero (base plástica circular) dispuesto en el
centro del acuario con fondo de vidrio, c) incorporación del alimento al azar (de manera
dispersa) en acuario con fondo de piedras, y d) incorporación del alimento en un único
comedero (base plástica circular) dispuesto en el centro del acuario con fondo de piedras.
Para el experimento se utilizaron juveniles tempranos de C. quadricarinatus
(cercanos a los 20 mg de peso corporal), seleccionados al azar a partir de un pool de
juveniles de eclosión reciente y sincrónica, a partir de varias hembras ovígeras de
laboratorio. A partir de los resultados obtenidos en el ensayo previo, realizado con
82
diferentes tipos de dietas, se seleccionó el alimento formulado (TetraColor®) como fuente
de alimento para el presente experimento, debido a que produce un buen crecimiento y
sobrevida de los juveniles tempranos, al igual que la dieta con Artemia sp., pero a
diferencia de ésta última no es necesario producirla diariamente. Además, los nauplii de
Artemia se adicionan vivos, por lo que no se justifica testear el efecto de su distribución
espacial, a menos que fuera incorporada en estado no fresco (por ejemplo, congelado).
Se utilizaron acuarios de vidrio (900 cm2 de superficie de fondo), conteniendo 8
litros de agua declorada y aireación constante. La temperatura fue mantenida en 25 2 °C
y el fotoperiodo en 14:10 (luz : oscuridad). En cada acuario se agregaron doce juveniles
tempranos (a una densidad de 133 individuos / m2) y 12 tubos de PVC de ¾ pulgadas
como refugio. Dos veces por semana se realizó un recambio total del agua y limpieza de
los acuarios. En cada acuario se adicionó diariamente un 10 % de la biomasa en alimento,
administrado en dos tandas (un 5 % por la mañana y otro 5 % por la tarde). Todos los
tratamientos fueron ensayados por cuadruplicado. La duración del experimento fue de 30
días, al cabo del cual se registró la supervivencia contabilizando los animales vivos, y el
peso corporal húmedo de cada animal mediante balanza digital (precisión de + 0,1 mg). A
partir de la determinación del peso corporal, se calcularon la ganancia en peso y la tasa
específica de crecimiento, según se detalla para los ensayos anteriores.
Para cada tratamiento, se determinaron los siguientes parámetros químicos
indicadores de la calidad del agua de cultivo: oxígeno disuelto, pH, amonio, dureza total,
alcalinidad y nitritos, utilizando los mismos dispositivos de medición y metodología
previamente detallados. Las determinaciones se correspondieron a muestras de agua
recolectadas inmediatamente antes y después del recambio de agua y limpieza de los
83
acuarios de cultivo, de modo de estimar la máxima variación posible de los parámetros
mencionados.
Los datos de crecimiento (ganancia en peso y tasa específica de crecimiento) y
supervivencia fueron analizados mediante un análisis de varianza (ANOVA) de dos vías,
siendo los factores el sustrato y la administración del alimento. Para el análisis de la
supervivencia se utilizó la transformación arcoseno de la raíz cuadrada para transformar los
datos, y validar así los supuestos de igualdad de varianzas y normalidad. Los parámetros de
calidad de agua se analizaron mediante un análisis de varianza (ANOVA) de dos vías, con
tiempo de medición y tratamiento como factores. En todos los casos la igualdad de
varianzas fue verificada mediante el test de Levene, y normalidad por método gráfico.
Cuando se detectaron diferencias significativas se utilizó un test paramétrico de
comparaciones múltiples a posteriori (test de Tuckey). El nivel de significación utilizado
para el análisis fue del 5 %.
RESULTADOS
Los valores medios obtenidos para el peso (inicial y final) y supervivencia para
ambos tratamientos se muestran en la Tabla 11. La supervivencia no mostró diferencias
estadísticamente significativas entre las dos formas de administrar el alimento para cada
uno de los sustratos ensayados. Sin embargo, en los acuarios con fondo de piedras en los
que el alimento fue administrado en un comedero se registró una supervivencia final
significativamente mayor respecto de ambos tratamientos con fondo de vidrio (Tabla 11).
84
Tabla 11. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia para juveniles tempranos
alimentados al azar o en comedero en dos sustratos diferentes (vidrio y piedras).
Distribución Sustrato Peso inicial Peso final Supervivencia del alimento (mg) (mg) (%)
Al azar Vidrio 19,32±0,33 58,37±4,60 44,45±2,78 a Piedras 19,31±0,32 100,75±6,71 61,45±5,56 b, c
Comedero Vidrio 19,24±0,15 62,55±2,52 55,55±2,78 a, b
Piedras 19,37±0,11 133,04±8,16 69,45±2,78 c Letras distintas indican diferencias significativas (P< 0,05).
Los juveniles mantenidos durante 30 días en acuarios con fondo de piedras en los
que el alimento fue administrado en un comedero, mostraron valores significativamente
mayores para la ganancia en peso y tasa específica de crecimiento con respecto al resto de
los tratamientos. En el caso de los acuarios con fondo de vidrio no se detectaron
diferencias significativas en dichos parámetros entre ambas formas de administración del
alimento (Figura 16).
Los parámetros químicos indicadores de la calidad del agua de los acuarios de
cultivo no mostraron diferencias significativas (P>0,05) entre los tiempos de medición y
los tratamientos, aunque los valores registrados para amonio y nitritos fueron levemente
menores en los acuarios con presencia de comederos respecto de los valores registrados
cuando la incorporación del alimento fue al azar. Sin embargo, todos los valores se
ubicados dentro del rango aceptable para el cultivo de la especie (Tabla 12).
85
Figura 16. Valores medios de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento (TEC) de
juveniles tempranos mantenidos durante 30 días en acuarios con agregado de alimento al
azar o en comedero, Las columnas representan la media y las barras verticales el error
estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (P<0,05) entre tratamientos.
Gan
an
cia e
n p
eso
(%
)
0
100
200
300
400
500
600
700 Vidrio Piedras
a
b
a
c
Azar Comedero
TE
C (%
/día
)
0
1
2
3
4
5
6
7
a
b
a
c
86
Tabla 12. Valores medios (± ES) obtenidos de los parámetros químicos del agua,
correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del
recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles tempranos.
Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad (mg/l HCO3
-); dureza (mg/l CaCO3); amonio (mg/l NH4+);
nitritos (ppm NO2). ND: no detectable (≤ 0,001 mg/l NH4+).
Distribución
del alimento pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos
Sustrato disuelto
Al azar AR 7,52±0,05 5,3±0,4 30±4,6 102,5±3,4 0,002±0,002 0,02±0,01
Vidrio DR 7,46±0,07 5,7±0,3 35±3,7 98,6±4,5 ND 0,0±0,0
Al azar AR 7,48±0,03 5,0±0,4 35±3,7 100,7±4,1 0,0025±0,002 0,03±0,02
Piedras DR 7,50±0,03 5,4±0,6 35±3,2 102,4±2,6 ND 0,0±0,0
Comedero AR 7,44±0,06 5,6±0,5 35±2,9 105,3±3,9 0,001±0,001 0,01±0,007
Vidrio DR 7,48±0,05 5,8±0,7 35±4,5 97,7±3,2 ND 0,0±0,0
Comedero AR 7,55±0,04 5,5±0,3 30±4,3 99,6±4,8 0,0015±0,001
0,01±0,01
Piedras DR 7,52±0,04 5,6±0,5 35±4,5 102,3±4,3 ND 0,0±0,0
87
De los resultados obtenidos en el ensayo previo quedó demostrado que la
incorporación del alimento en un comedero en presencia de un sustrato pedregoso produce
mejoras significativas en el crecimiento de los juveniles tempranos, respecto del agregado
al azar, es decir, de manera dispersa en el acuario. En el siguiente ensayo se evaluó si el
agregado de varios comederos, así como la complejización de su estructura produce
mejoras en el cultivo, respecto de la incorporación de un único y simple comedero.
MATERIALES Y METODOS
Se evaluaron los siguientes tratamientos: a) incorporación del alimento en un único
comedero de base plástica circular, b) incorporación del alimento en varios comederos de
base plástica circular, y c) incorporación del alimento en varios comederos de base plástica
circular a los que se les incorporó el refugio.
En el tratamiento a) se utilizó un único comedero circular dispuesto en el centro del
acuario (tal como en el ensayo previo); mientras que en el grupo b) se adicionaron al
acuario tres comederos circulares equidistantes entre sí. En ambos casos, se agregaron 12
tubos de PVC de ¾ pulgadas como refugios, distribuidos al azar en el acuario de cultivo.
En el caso del grupo c), se incorporaron tres comederos con la misma distribución que en
b), pero en este caso a cada comedero se le anexaron 4 tubos de PVC equidistantemente
distribuidos, de modo que cada comedero contó con sus propios refugios (Figura 17).
Las condiciones experimentales fueron las mismas que para el ensayo anterior: se
utilizaron acuarios de vidrio (900 cm2 de superficie de fondo), con 8 litros de agua
declorada y aireación constante. La temperatura se mantuvo en 25 2 °C y fotoperiodo en
88
14:10 (luz : oscuridad). Dos veces por semana se realizó un recambio total del agua y
limpieza de los acuarios. Todos los acuarios contaron con un fondo de piedras como
sustrato. En cada acuario se agregaron doce juveniles tempranos (a una densidad de 133
individuos / m2), de eclosión reciente y sincrónica, a partir de varias hembras ovígeras de
laboratorio. Los animales fueron diariamente alimentados con alimento formulado
(TetraColor®) a una ración del 10 % de la biomasa, administrada en dos tandas (un 5 % por
la mañana y otro 5 % por la tarde). Todos los tratamientos fueron ensayados por
cuadruplicado. Al cabo de 30 días se registró la supervivencia, contabilizando los animales
vivos, así como el peso corporal húmedo de cada animal. A partir de la determinación del
peso corporal, se calcularon la ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento según
se detalla para los ensayos anteriores.
Figura 17. Comederos circulares de base plástica utilizados para el ensayo: A, un único
comedero central; B, tres comederos distribuidos equidistantemente entre sí; C, tres
comederos distribuidos equidistantemente entre sí a los que se les incorporó el refugio.
Para cada dieta ensayada, se determinaron: oxígeno disuelto, pH, amonio, dureza
total, alcalinidad y nitritos, utilizando los mismos dispositivos de medición y metodología
que para los ensayos previos. Las determinaciones se correspondieron a muestras de agua
recolectadas inmediatamente antes y después del recambio de agua y limpieza de los
A B C
89
acuarios de cultivo, de modo de estimar la máxima variación posible de los parámetros
mencionados.
Los datos de crecimiento (ganancia en peso y tasa específica de crecimiento) y
supervivencia fueron analizados mediante un análisis de varianza (ANOVA) de una vía.
Para el análisis de la supervivencia se utilizó la transformación arcoseno de la raíz
cuadrada para transformar los datos, y validar así los supuestos de igualdad de varianzas y
normalidad. Los parámetros de calidad de agua se analizaron mediante un análisis de
varianza (ANOVA) de dos vías, con tiempo de medición y tratamiento como factores. En
todos los casos la igualdad de varianzas fue verificada mediante el test de Levene, y
normalidad por método gráfico. Cuando se detectaron diferencias significativas se utilizó
un test paramétrico de comparaciones múltiples a posteriori (test de Tuckey). El nivel de
significación utilizado para el análisis fue del 5 %.
RESULTADOS
No se observaron diferencias estadísticamente significativas entre los diferentes
grupos experimentales, ni con respecto a la sobrevida de los juveniles (Tabla 13), ni con
respecto a ambos índices de crecimiento (Figura 18), demostrando que tanto un incremento
en el número de comederos por acuario así como la complejización del comedero
(mediante el ensamblado del refugio al mismo) no producen mejoras en el crecimiento y/o
sobrevida de los animales, con respecto a la incorporación de un único y simple comedero.
90
Tabla 13. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia para juveniles
tempranos mantenidos en acuarios con diferentes tipos de comederos (en cuanto a cantidad
y complejidad): 1C, un comedero; 3C, tres comederos; 3CR, tres comederos con refugio
ensamblado. Distribución Peso inicial Peso final Supervivencia del alimento (mg) (mg) (%)
1C 19,24±0,15 62,55±2,52 55,55±2,78 3C 19,34±0,22 52,71±3,01 58,33±4,81 3CR 19,25±0,44 56,63±3,89 61,11±2,78
Figura 18. Valores medios de
ganancia en peso y tasa
específica de crecimiento (TEC)
de juveniles tempranos
mantenidos durante 30 días en
acuarios con diferentes tipos de
comederos (en cuanto a cantidad
y complejidad): 1C, un
comedero; 3C, tres comederos;
3CR, tres comederos con refugio
ensamblado. Las columnas
representan la media y las barras
verticales el error estándar.
Gan
anci
a en
pes
o (%
)
0
50
100
150
200
250
300
SGR
(%/d
ía)
0
1
2
3
4
5
TE
C (
%/d
ía)
1C
3C
3CR
91
Los parámetros químicos indicadores de la calidad del agua de los acuarios de
cultivo no mostraron diferencias significativas (P>0,05) entre los tiempos de medición y
los tratamientos, exhibiendo valores dentro del rango aceptable para el cultivo de la especie
(Tabla 14).
Tabla 14. Valores medios (± ES) obtenidos de los parámetros químicos del agua,
correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del
recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles tempranos. 1C, un
comedero; 3C, tres comederos; 3CR, tres comederos con refugio ensamblado.
Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad (mg/l HCO3
-); dureza (mg/l CaCO3); amonio (mg/l NH4+);
nitritos (ppm NO2). ND: no detectable (≤ 0,001 mg/l NH4+).
Distribución
pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos del alimento
disuelto
1C AR 7,45±0,05 5,6±0,5 30±3,8 100,3±4,4 0,002±0,001 0,02±0,01
DR 7,49±0,02 5,9±0,2 30±4,5 105,4±5,1 ND 0,0±0,0
3C AR 7,52±0,06 5,0±0,4 35±4,6 102,1±3,7 0,003±0,002 0,01±0,01
DR 7,48±0,03 5,3±0,5 30±5,2 99,4±4,5 ND 0,0±0,0
3CR AR 7,55±0,04 5,4±0,6 35±3,7 104,3±4,9 0,003±0,001 0,02±0,01
DR 7,51±0,05 5,5±0,3 35±3,4 100,7±3,8 ND 0,0±0,0
92
DISCUSION
Evaluación del tipo de sustrato y refugio para el cultivo de juveniles tempranos y
avanzados bajo condiciones de laboratorio
De los resultados obtenidos en el presente trabajo, se observó que la utilización
tanto de un sustrato como de un refugio adecuado (seleccionados a partir de varios
ensayados) resultó en un incremento significativo del crecimiento y sobrevida de los
juveniles tempranos, mientras que no se detectó un sustrato o refugio que fuese
particularmente mejor que otro, para el cultivo de los juveniles avanzados. De esta manera,
quedó demostrado que la fase temprana del crecimiento (correspondiente a la fase de
hatchery en criadero) resultó ser la más crítica para el cultivo, requiriendo de la aplicación
de estrategias de manejo que permitan un mayor cuidado de los juveniles, siendo el hábitat
un factor relevante que provee las condiciones adecuadas para el cultivo de los mismos.
Estudios previos realizados con C. quadricarinatus y otras especies del género, han
mostrado la importancia de proveer sustratos y/o refugios apropiados para los animales
durante las diferentes fases del cultivo, principalmente durante los primeros estadios de
vida, considerados los periodos más críticos en el ciclo de vida, debido a que los juveniles
mudan frecuentemente siendo altamente vulnerables durante la ecdisis al ataque de
predadores y co-específicos. Por ejemplo, Sokol (1988) observó que el agregado de un
sustrato y/o refugio apropiado al cultivo de la langosta C. destructor mejoró la
supervivencia y el crecimiento de los individuos. Masser y Rouse (1997) indicaron que los
juveniles de C. quadricarinatus durante las primeras fases del cultivo tienden a ejecutar
canibalismo, haciéndose necesaria la provisión de sustratos y refugios donde puedan
93
asentarse y disminuir así tal evento, aumentando por ende la producción. Karplus et al.
(1995) testeó diferentes tipos de refugios (como ser tubos de PVC, canto rodado y bandejas
“porta huevos” superpuestas) en juveniles pre-adultos de C. quadricarinatus, resultando
este último refugio significativamente favorable para la producción ya que brinda una
mayor superficie de resguardo. Un trabajo similar (Jones y Ruscoe, 2001), mostró que la
provisión y el tipo de refugio que se utilice en el cultivo de dicha especie durante la fase de
engorde, tiene una influencia significativa sobre la producción de los animales. Este
estudio mostró que la producción fue limitada cuando no se adicionó ningún tipo de
refugio al cultivo, principalmente causada por un elevado canibalismo; y que la adición de
diferentes tipos de refugios (neumáticos, hojas simples o elevadas de cemento, tubos de
PVC y manojos de redes utilizadas para el cultivo de ostras), produjo un impacto
significativamente positivo en la supervivencia, principalmente este último refugio. Por
otro lado, Molony y Bird (2005) mostraron que el agregado de sustratos artificiales a un
reservorio de agua natural en el sudoeste de Australia, incrementó la abundancia de la
langosta C. tenuimanus mediante una reducción en el impacto de su principal predador,
Perca fluviatilis (Perciforme), el cual habita la misma área generando una importante
mortalidad de los juveniles de langosta. Del mismo modo, otros estudios realizados en C.
quadricarinatus (Du Boulay et al., 1993), y en otras especies del género Cherax (Mills,
1989; Carroll, 1981), así como en varias especies de crustáceos bentónicos revelaron una
clara dependencia de la supervivencia en relación al tipo y disponibilidad del sustrato y
refugio ofrecidos al cultivo (Van Olst et al., 1975; Mason, 1978; Eggleston y Lipcius,
1992; Geddes et al., 1993; Ingerson, 1995; Sáez-Royuela et al., 2001).
Si bien el número y frecuencia de mudas de los juveniles tempranos no pudieron ser
monitoreados debido a que los pequeños caparazones mudados se mezclaban con algunos
94
de los sustratos, como ser piedras y arena, se observó una mayor ganancia en peso y una
mayor tasa específica de crecimiento en tales sustratos, con respecto al grupo que no
presentaba ningún sustrato adicional, es decir, que sólo contaba con el fondo de vidrio de
los acuarios. Dado que el proceso de muda se ve facilitado cuando el animal puede
afirmarse a algún sustrato para poder traccionar y desprenderse del exoesqueleto a ser
mudado, es lícito plantear que los valores más altos de ganancia en peso y tasa específica
de crecimiento registrados en los sustratos piedras y arena podrían atribuirse a una mayor
frecuencia de ecdisis comparada con el grupo sin sustrato agregado. Jones (1995) reportó
que bajo buenas condiciones de cultivo, dadas por la presencia de refugios, los juveniles de
la langosta C. quadricarinatus mudaban y crecían más rápidamente que aquellos
mantenidos en acuarios sin la presencia de los mismos. Si bien estas condiciones
ambientales resultaron favorables para el crecimiento de los animales condujeron, sin
embargo, a un mayor canibalismo ya que durante la ecdisis los animales son
considerablemente más vulnerables quedando expuestos al ataque de predadores;
evidenciando de esta manera, que la presencia de un refugio (en este caso plantas acuáticas
flotantes) produjo un buen crecimiento pero una supervivencia relativamente baja (66%).
Estas observaciones coinciden con los resultados obtenidos en el presente trabajo, en
donde si bien el sustrato piedras resultó ser el más apto en cuanto generó beneficios para el
desarrollo de los juveniles tempranos, exhibió un porcentaje de sobrevida relativamente
bajo (58,33 %) en términos de producción, debido probablemente a una elevada tasa de
canibalismo como consecuencia del continuo crecimiento de los juveniles.
En el sustrato piedras, así como en la arena, se observó una marcada
heterogeneidad en el tamaño y peso corporal de los juveniles durante el transcurso del
ensayo, resultando en el dominio de unos pocos individuos de gran tamaño sobre aquellos
95
de menor talla. Esta disparidad en el tamaño condujo a un incremento del canibalismo de
los juveniles dominantes sobre los subordinados más pequeños, y a una competencia
desigual por los recursos, como ser refugio y alimento. Teniendo en cuenta este hecho,
resulta entendible que el mayor crecimiento observado en dichos sustratos haya estado
asociado a una considerable mortalidad por canibalismo. Aun así, en el caso de las piedras
la supervivencia fue significativamente mayor a la registrada en el grupo con fondo de
vidrio, probablemente debido a que las piedras sirvieron de refugio para los juveniles de
menor tamaño; de hecho en reiteradas ocasiones se encontraron a estos animales enterrados
o cubiertos por las piedras. Jones (1990, 1995) encontró claras evidencias de una marcada
diferenciación durante el crecimiento de los juveniles de C. quadricarinatus, observando la
existencia de animales dominantes y subordinados en el mismo tanque de cultivo. De
hecho, Barki et al. (2006) observó que juveniles pre-adultos (8,8 ± 1,5 gr) de C.
quadricarinatus exhibían una baja tasa de crecimiento cuando eran mantenidos con
individuos de mayor tamaño (23,1 ± 5,3 gr), mientras que la tasa de crecimiento
aumentaba cuando eran cultivados en acuarios con ejemplares de la misma talla. Karplus y
Barki (2004) cuantificaron una reducción del 50 % en la tasa de crecimiento de juveniles
avanzados (2,0 ± 0,3 gr) de C. quadricarinatus mantenidos junto con individuos de mayor
tamaño (3,5 ± 0,3 gr). En concordancia con estos resultados, Ahvenharju y Ruohonen
(2007) observaron que cuando se cultivaban individuos de diferentes tamaños de la
langosta Pacifastacus leniusculus en un mismo tanque de cultivo, las interacciones
agonistas aumentaban significativamente en comparación con un cultivo conformado por
individuos de talla similar. Estos mismos autores reportaron que el crecimiento de los
individuos disminuía cuando eran cultivados grupalmente, en comparación con un cultivo
individual, al igual que lo observado por Jonsson y Edsman (1998) para la misma especie.
Por su parte, Sáez-Royuela et al. (2001) indicaron un aumento en la diferencia del tamaño
96
corporal y en la competencia por recursos durante el transcurso del ensayo con juveniles de
la langosta de pinzas blancas Austropotamobius pallipes, observando un marcado
comportamiento agresivo y un mayor canibalismo. Asimismo, otros autores observaron un
incremento en las interacciones agresivas entre los juveniles de varias especies de crayfish
(Procambarus clarkii, Figler et al., 1999, y P. leniusculus, Ranta y Lindström, 1992) por la
disponibilidad de recursos, resultando en una diferencia importante en el tamaño corporal.
Estudios realizados en C. quadricarinatus (Du Boulay et al., 1993), C. destructor (Geddes
et al., 1988, 1993) y C. tenuimanus (Morrissy et al., 1995), mostraron que en sistemas de
cultivo individual el crecimiento de los animales era mayor al obtenido en un cultivo
grupal o comunitario, debido a las interacciones que se establecen entre los individuos,
llevando a la presencia de organismos dominantes de gran talla y subordinados más
pequeños, estos últimos más vulnerables al canibalismo y con una tasa de crecimiento
reducida. Viau et al. (2007), evaluaron el contenido de reservas energéticas de juveniles
avanzados (1,0 ± 0,2 gr) de C. quadricarinatus mantenidos en cultivo grupal o individual.
Observaron que los individuos sometidos a un cultivo grupal mostraron niveles
significativamente mayores de glucosa en hemolinfa, mientras que aquellos mantenidos
individualmente revelaron un aumento significativo del glucógeno hepatopancreático.
Asimismo, el cultivo grupal mostró una mayor heterogeneidad en cuanto a tamaño y peso
corporal, mientras que la supervivencia del cultivo individual fue significativamente mayor
alcanzando un valor del 100% luego de 16 semanas de ensayo. Estos autores también
observaron que en el cultivo grupal la pérdida de quelas fue un evento frecuente debido a
las frecuentes disputas entre los individuos, mientras que el cultivo individual no registró
pérdida de quelas para ningún ejemplar ensayado durante todo el ensayo; concluyendo que
el cultivo grupal genera un importante estrés a los animales cultivados, asociado a una
mayor densidad y a una elevada competencia intraespecífica por los recursos. Otros
97
autores, Karplus et al. (1995) y Karplus y Barki (2004), observaron que la provisión de
sustratos o refugios al cultivo comunal de C. quadricarinatus resultó en un patrón de
crecimiento más uniforme, sugiriendo que la provisión de un hábitat artificial minimiza las
interacciones sociales debido a que disminuye la probabilidad de un contacto físico entre
los animales cultivados. En concordancia, Sokol (1988) observó que el agregado de un
sustrato y/o refugios apropiados al cultivo de la langosta C. destructor ayuda a reducir las
interacciones agresivas entre los individuos, mejorando su supervivencia y crecimiento,
probablemente mediante la reducción de los efectos de inhibición ejercidos por individuos
dominantes.
En la naturaleza, C. quadricarinatus y otras langostas australianas de agua dulce
suelen encontrarse en fondos rocosos o arenosos, así como en zonas con presencia de
vegetación acuática y ramas caídas en el agua, provenientes de los arbustos y/o plantas que
crecen en la orilla de los cuerpos de agua. Varios autores reportaron que los juveniles
prefieren las márgenes de los ríos, utilizando las piedras y la arena como refugio para
protegerse de ataques de co-específicos y de otros predadores (Jones y Ruscoe, 2001;
Molony y Bird, 2005); estos sustratos cumplen también un rol importante en la provisión
de sitios de resguardo durante la ecdisis, cuando los individuos son especialmente
vulnerables (Lowery, 1988; Fielder y Thorne, 1990; Smallridge, 1994, Gherardi, 2002).
En el presente estudio, tanto los juveniles tempranos como avanzados, mostraron una
marcada preferencia por las piedras respecto del resto de los sustratos ofrecidos,
evidenciando una respuesta comportamental hacia la elección de un sustrato similar al
encontrado en la naturaleza. Durante el ensayo se observó que, en la mayoría de los casos,
los juveniles tempranos hacían un hueco para enterrarse entre las piedras (dentro de la
arena experimental de elección de sustratos), permaneciendo inmóviles durante horas. En
98
varias filmaciones se observó que estos juveniles permanecieron por un periodo de hasta 5
horas enterrados entre las piedras, al cabo del cual realizaban una salida exploratoria breve
por la arena experimental y luego retornaban nuevamente a las piedras haciendo un hueco
entre las mismas y permaneciendo inmóviles por varias horas más, realizando
posteriormente una nueva salida exploratoria. Este ciclo se observó durante las 24 horas de
filmación en varios de los juveniles ensayados. En cambio, para los juveniles avanzados, si
bien mostraron también una marcada elección por las piedras, no exhibieron tiempos de
permanencia tan largos en este sustrato, sino que realizaban salidas más frecuentes por toda
la arena experimental alternadas con momentos de inactividad en las piedras, donde
también realizaban huecos a modo de refugio. Al parecer, estas observaciones indicarían
que las piedras estarían cumpliendo un rol importante en la actividad de los juveniles,
actuando como sitios de descanso. Por otro lado, el hecho de que los juveniles realizaran
huecos entre las piedras para cubrirse o esconderse entre éstas, revelaría que dicho sustrato
estaría actuando como un refugio para los animales.
Así como el agregado de piedras como sustrato a los acuarios de cultivo produjo
mejoras en el desarrollo de los juveniles tempranos de C. quadricarinatus, la incorporación
de refugios artificiales también resultó beneficiosa para el cultivo de estos juveniles. En el
presente estudio, se observó que la adición de refugios verticales a los acuarios produjo un
incremento significativo en el crecimiento y supervivencia de los juveniles tempranos
respecto de los refugios comúnmente utilizados en criaderos, como ser los tubos cilíndricos
de PVC dispuestos en el fondo de los recipientes o tanques de cultivo, pudiendo deberse
principalmente a que los refugios verticales ofrecen una mayor cantidad de sitios de
resguardo, consiguiendo que los animales ocupen tanto el fondo del acuario como una
parte significativa de la columna de agua. De hecho, el grupo que contó con tubos de PVC
99
como refugio, exhibió una mayor competencia por los sitios de refugio individuales
dispuestos en el fondo del acuario, en correspondencia con un mayor comportamiento
agresivo y canibalismo durante el ensayo, explicando así la baja tasa de supervivencia
obtenida para este grupo con respecto a los refugios verticales.
Estos resultados coinciden con lo reportado por otros autores. Jones (1997)
manifestó que el agregado de plantas acuáticas flotantes al cultivo de juveniles de C.
quadricarinatus, a modo de macrófitas sumergidas, generó una mayor disponibilidad de
sitios de resguardo en la columna de agua, los cuales eran utilizados por los juveniles como
refugio para evitar la predación. Jones y Ruscoe (2001) testearon diferentes tipos de
refugios en pre-adultos de C. quadricarinatus, obteniendo mejores resultados con aquellos
refugios que presentaban una mayor área disponible para albergar a los animales. Por su
parte, Mitchell et al. (1994), evaluaron el uso de trampas basadas en cámaras de múltiples
niveles a fin de colectar ejemplares de C. destructor en su ambiente natural. Estos autores
observaron que todos los niveles eran rápidamente colonizados por los animales, incluso
de diferentes tamaños entre sí. Este mismo dispositivo fue utilizado en la langosta
americana Homarus americanus resultando en un comportamiento similar al observado
con C. destructor (Sheehy, 1976), demostrando que la incorporación de refugios
artificiales verticales brinda una mayor área disponible, resultando eficaz para albergar a
los individuos.
El hecho de que C. quadricarinatus sea una especie bentónica lleva a que
normalmente sólo utilice el fondo del acuario quedando desaprovechada la columna de
agua, en cuanto a posible hábitat. La provisión de sustratos verticales, en particular el
diseño en torre, ha demostrado ser una interesante herramienta que brinda la posibilidad de
100
ampliar el hábitat de los juveniles, mejorando así tanto su supervivencia como su tasa de
crecimiento. En los acuarios que presentaban torres o rosetas como refugios, se observó a
los juveniles trepados a la red plástica que cubría a los mismos, consiguiendo de esta
manera ocupar toda la superficie disponible de dichos refugios. En el caso de las torres
(con la presencia de compartimientos individuales), los juveniles ocuparon todos los
niveles del mismo, incluso los estratos más elevados, mientras que en las rosetas (con la
presencia de compartimientos indefinidos, dado por las características estructurales del
material que lo conforma) se encontraban distribuidos aleatoriamente por toda su
superficie. En el caso del grupo mixto, el cual estuvo conformado por una variedad de
refugios (torres, rosetas, redes, tubos de PVC), se registró un crecimiento similar aunque la
supervivencia fue significativamente mayor al de ambos refugios verticales arriba
mencionados, indicando que tanto la disponibilidad de refugios como la complejidad del
ambiente, principalmente cuando los juveniles son tempranos y vulnerables, son factores
importantes para conseguir una buena producción final de juveniles aptos para el engorde.
Jones y Ruscoe (2001) demostraron que incrementando la complejidad del hábitat
mediante la provisión de refugios se obtuvieron mejoras en la supervivencia y producción
de individuos pre-adultos de C. quadricarinatus (mayores a 10 gramos de peso corporal)
debido a una mayor capacidad para separar a los animales entre sí. De todos los refugios
ensayados por estos autores, los que mostraron mejores resultados fueron aquellos que
presentaron una mayor área disponible. Del mismo modo, varios autores sostienen que la
existencia de un hábitat complejo estaría minimizando las interacciones sociales entre los
individuos. Por ejemplo, Baird et al. (2006) mostró que la estructura del hábitat influye en
las interacciones agonistas en la langosta C. destructor (15 gr de peso corporal),
observando que el número de interacciones agresivas y el tiempo total que los animales
101
emplean interactuando, disminuyeron cuando la estructura del ambiente fue más compleja.
Otro estudio realizado en la langosta O. propinquus también reveló el mismo efecto,
mostrando una reducción de las interacciones entre los animales al complejizar el ambiente
donde habitan (Corkum y Cronin, 2004). Meager et al. (2005), mediante un estudio de
selección de hábitat realizado con juveniles del camarón Penaeus merguiensis,
demostraron que un hábitat más complejo es seleccionado frente a otros con una estructura
más simple, ya que ofrece una mayor protección a posibles ataques de predadores. Otros
estudios realizados con juveniles de C. quadricarinatus y C. destructor en fase de engorde
(animales mayores a 5 gr de peso corporal), demostraron que un incremento en la
complejidad del hábitat a través del agregado de refugios y/o sustratos, resultó en una
mejora en la supervivencia del cultivo debido a una disminución de las interacciones
sociales entre los individuos, sugiriendo que un aumento en la estructura del ambiente
distrae en mayor medida a los animales de la presencia de co-específicos o bien bloquea el
contacto entre ellos (Jones y Ruscoe, 2001; Barki et al., 2006; Baird et al., 2006).
Sin embargo, la provisión de un hábitat complejo para los animales cultivables será
factible siempre que sea relativamente fácil de implementar y reducida en costos. Además,
los refugios utilizados no deberán interferir o dificultar la cosecha de los animales, ni
incrementar los tiempos operacionales. En el presente estudio, si bien la incorporación de
una variedad de refugios al cultivo (representada por el grupo mixto) mostró una mejora
significativa en la sobrevida de los juveniles en comparación con el resto de los refugios
ensayados (incluso los refugios verticales), el tiempo consumido durante la limpieza y la
cosecha final de los juveniles fue mucho mayor respecto del tiempo que demandaron los
otros refugios. Asimismo, comparando entre sí a los refugios verticales (torre y roseta), el
diseño en torre mostró ser más práctico que las rosetas, en las cuales los juveniles se
102
distribuyeron por entre los pequeños huecos formados por las redes, debiendo manipular
las mismas con cuidado de no dañar a ningún juvenil, dificultándose por tanto la
recolección de los pequeños animales.
Una manera de complejizar el ambiente, teniendo en cuenta las consideraciones
arriba mencionadas, fue combinar el sustrato con el refugio que generaron mejoras en el
desarrollo de los juveniles tempranos. De esta manera, resultó que de la incorporación al
acuario de cultivo de piedras como sustrato y torres como refugio, se consiguió un
crecimiento y supervivencia significativamente mayor que cuando se ensayaron tales
componentes por separado. La combinación mencionada de hecho representó una
complejización del ambiente que mejoró la performance de los animales sin complicar las
tareas operacionales de limpieza y cosecha. Un estudio realizado en el camarón
Litopenaeus vannamei, mostró que la incorporación de arena y redes dispuestas
verticalmente a modo de refugio en los tanques de cultivo produjeron un incremento
significativo en la producción de los animales, tanto en el crecimiento como en la
supervivencia de los mismos, en comparación con los tanque que solamente contenían
arena (Bratvold y Browdy, 2001).
Por otro lado, el establecimiento de jerarquías que se verifica desde temprana edad
(consistente en la diferenciación de individuos dominantes y subordinados, según se
discutió en párrafos precedentes), obliga en principio a que el cultivo de los juveniles de
langosta pueda realizarse sólo a densidades relativamente bajas, a fin de evitar grandes
pérdidas por canibalismo, o bien obliga a los productores a realizar biometrías y cosechas
frecuentes a fin de redistribuir a los animales por clases de tamaño, evitando el canibalismo
debido a la heterogeneidad de tallas. En este sentido, se observó que la utilización de un
103
sustrato vertical permite una mayor capacidad de carga, pudiendo aumentar la densidad de
siembra sin alterar el crecimiento de los juveniles tempranos. De igual modo, Jones (1997)
demostró que la incorporación de plantas acuáticas al cultivo de juveniles de C.
quadricarinatus proporcionó una mayor disponibilidad de refugios (con respecto a los
tubos de plástico y a las tiras de fibra de vidrio corrugado ubicados en el fondo de los
tanques de cultivo), ya que estas plantas presentaban un complejo sistema de raíces
disponible en toda la columna de agua, permitiendo una mayor capacidad de carga y por
ende una mayor densidad de siembra. Parnes y Sagi (2002), observaron que la utilización
de manojos de finas tiras de material plástico simulando algas marinas en los acuarios de
cultivo de juveniles recién eclosionados de C. quadricarinatus incrementaba la producción
de dicho estadio ya que generaba una mayor área disponible para los animales, pudiendo
así intensificar el cultivo. Sin embargo, estos tipos natural de refugios resultaron poco
prácticos ya que la compleja estructura que forman tanto las raíces como las enmarañadas
tiras dificultaba considerablemente la cosecha de los pequeños juveniles, incrementando
notoriamente los tiempos operacionales.
Por otro lado, diversos estudios demostraron que la densidad afecta el crecimiento
de C. quadricarinatus durante todos los estadios de vida, limitando su cultivo, ya sea
durante la fase de hatchery (Barki y Karplus, 2004), durante la fase de nursery (Naranjo-
Páramo et al., 2004), o durante la fase de engorde y reproducción (Pinto y Rouse, 1996;
Jones y Ruscoe, 2000). En el presente estudio, se observó que cuando se utilizaron tubos
de PVC como refugio dispuestos en el fondo del acuario, tanto el crecimiento como la
supervivencia disminuyeron significativamente con el incremento de la densidad. Sin
embargo, en el caso particular de los sustratos verticales no se observó tal relación,
principalmente en el diseño en torre, indicando una vez más los beneficios de la utilización
104
de un refugio que permita aprovechar la columna de agua como hábitat, brindando una
mayor superficie disponible para el resguardo de los juveniles y disminuyendo las
interacciones entre los mismos.
Por otro lado, de los ensayos realizados en el presente Capítulo se observó que
cuando se utilizaron piedras como sustrato, parte del alimento administrado en los acuarios
permanecía atrapado en los espacios formados por las piedras, sin ser consumido por los
animales cultivados, generando en consecuencia una pérdida de alimento. Se sabe que el
alimento suplementado implica un gran costo de inversión para los criaderos, debido
principalmente a su exigencia nutricional. Por tal motivo, el desperdicio de alimento en los
sistemas de cultivo debe ser mínimo, a fin de reducir los costos. A estos efectos, deben
considerarse varios factores, como el exceso de alimento administrado, el deterioro de la
calidad del agua que repercute negativamente sobre el alimento suplementado
descomponiéndolo rápidamente, y la disponibilidad efectiva del mismo para los animales.
Todos estos factores hacen que parte del alimento suministrado no sea consumido por los
organismos cultivados, derivando en una producción menos eficiente.
El exceso de alimento puede controlarse ajustando la ración requerida mediante
continuas biometrías de los animales, en los diferentes tanques de cultivo. Asimismo, la
calidad del agua puede mantenerse y ajustarse a través del registro constante de los
diversos parámetros físico-químicos del agua. En cambio, la disponibilidad del alimento
puede ser un inconveniente para el cultivo cuando los acuarios presentan una determinada
topografía o sustrato que dificulta la localización del mismo por los animales. En el
presente trabajo se observó, como se mencionó anteriormente, que cuando se agregaban a
los acuarios de cultivo piedras o arena como sustratos, una fracción del alimento
105
suministrado quedaba oculta entre las piedras o la arena, permaneciendo allí sin ser
consumida por los juveniles. Esto no sólo ocasionó una pérdida de alimento sino también
un potencial deterioro de la calidad del agua, generando una complicación para el cultivo.
Una manera de solventar este problema es confinando el alimento a un espacio
determinado como ser un comedero, de manera de evitar tales pérdidas sin afectar el
crecimiento y la sobrevida de los animales cultivados.
De los resultados obtenidos en este trabajo, se concluye que en presencia de un
sustrato pedregoso, la incorporación del alimento en un comedero resultó beneficioso para
el crecimiento de los juveniles, observándose un incremento significativo de los índices de
crecimiento (tanto de la ganancia en peso como de la tasa específica de crecimiento)
respecto de la incorporación de alimento al azar, aunque no se observó ninguna diferencia
en la supervivencia entre ambas formas de administración. En el caso de los acuarios con
fondo de vidrio, el efecto de la distribución espacial del alimento no fue relevante ni para
el crecimiento ni para la sobrevida de los juveniles tempranos. Un trabajo realizado por
Barki et al. (1997) con juveniles recién eclosionados de C. quadricarinatus demostró que
tanto el alimento disperso como el acumulado en un sector determinado del acuario,
produjeron un efecto similar sobre el crecimiento y supervivencia, si bien los autores no
hacen mención al sustrato utilizado, informando solamente la provisión de refugios a los
tanques de cría de los juveniles. Sin embargo, este estudio reveló también un marcado
efecto de competencia por el alimento confinado en un sector del tanque, que quedó
evidenciado por un incremento significativo en las interacciones sociales luego de
acumular el alimento en un espacio limitado.
106
Si bien en el presente trabajo de investigación no se cuantificó la ocurrencia de
interacciones intraespecíficas durante el periodo experimental, se observó a lo largo del
ensayo el comportamiento social de los juveniles luego del agregado del alimento. En el
caso del alimento suministrado dentro de en un comedero, se percibió un aumento en las
interacciones entre los juveniles, observándose fuertes disputas entre dos o más individuos
por el acceso al mismo. Sin embargo, tales interacciones fueron disminuyendo con los días
de experimentación, observando luego de la primer semana la aparición de pautas
comportamentales que se conservaron hasta el final del ensayo. Tales pautas evidenciaron
el establecimiento de un patrón jerárquico entre los juveniles de un mismo acuario, que
consistió en que los individuos de mayor tamaño o “dominantes” fuesen los primeros en
ingresar al comedero, inmediatamente después del agregado del alimento, tomando
posesión del mismo y defendiendo el recurso nutritivo, mientras que los más pequeños o
“subordinados” permanecían alrededor del mismo o en sus propios refugios.
Inmediatamente después de que los mayores se retiraban con su ración de alimento, los
más pequeños ingresaban al comedero para alimentarse. También se observó, en reiteradas
oportunidades, que los juveniles subordinados se mantenían en la proximidad del
comedero a la espera de algún fragmento de alimento proveniente del mismo.
Coincidentemente, Barki et al. (1997) observaron que el alimento acumulado en un
determinado espacio del acuario de cultivo era esparcido como resultado de la intensa
competencia y los fragmentos eran acarreados por los juveniles de C. quadricarinatus
hacia los refugios.
Raramente se observó a varios juveniles ingresar al mismo tiempo en el comedero,
y menos aún si éstos presentaban una marcada diferencia de tamaño. Asimismo, en muy
pocas ocasiones se observó a un mismo individuo o a unos pocos permanecer en el
107
comedero por largo tiempo. En general, se advirtió que los juveniles, tanto dominantes
como subordinados, tomaban una porción de alimento del comedero y se retiraban a sus
respectivos refugios (tubos de PVC) a fin de evitar enfrentamientos con co-específicos, por
lo que finalmente el comedero no resultó una fuente de alimentación monopolizada por
unos pocos ejemplares. Estas observaciones coinciden con lo registrado en otros estudios
realizados con diversas especies cultivables. Por ejemplo, en el camarón de agua dulce M.
rosenbergii, se vio que los machos dominantes de mayor tamaño tenían prioridad para
acceder a una fuente de alimento acumulada en un espacio limitado (Barki et al., 1992). En
los juveniles de la langosta Pacifastacus leniusculus, los individuos de mayor tamaño
ocuparon los refugios más cercanos a la fuente de alimento y los menores los más alejados
(Ranta y Lindström, 1992).
De esta manera, tanto en los acuarios con un sustrato pedregoso como en aquellos
con fondo liso (vidrio), los juveniles tempranos obtenían el alimento directamente del
comedero o de la periferia de éste, sin necesidad de realizar salidas exploratorias por todo
el acuario en busca del alimento. Mientras que cuando el alimento era suministrado
azarosamente, los animales eran obligados a recorrer todo el acuario a fin de conseguir
suficiente alimento. Esta última condición fue particularmente desventajosa cuando se
utilizó un sustrato pedregoso en los acuarios de cultivo. Como se mencionó anteriormente,
el agregado de piedras como sustrato ocasionaba que una fracción del alimento
suministrado permaneciera oculta entre las piedras, sin ser encontrada y por ende
consumida por los juveniles. El hecho de agregar un comedero a estos acuarios eliminó
este inconveniente, ya que los animales obtuvieron el alimento directamente del comedero,
siendo además consumido en su totalidad. Este mayor consumo indujo probablemente un
incremento significativo en el crecimiento de los juveniles, respecto de aquellos que
108
recibieron el alimento disperso en el acuario. En cuanto a los acuarios de vidrio, no se
obtuvieron ventajas con la incorporación de un comedero, probablemente debido a que en
dicho sustrato no quedaban encubiertos los fragmentos de alimento, siendo éste perceptible
y disponible para los juveniles.
En cuanto al agregado de una mayor cantidad de comederos al acuario de cultivo, o
la complejización del comedero con la incorporación del refugio al mismo, no se
observaron ventajas con respecto a la utilización de un único comedero central. El efecto
de ambas alternativas sobre el crecimiento y supervivencia de los juveniles tempranos fue
marginal. Por lo cual, de acuerdo con estos resultados y a los fines prácticos, la adición de
un único comedero sería suficiente para favorecer la producción del cultivo. De todas
maneras, es importante remarcar que estos resultados deberán ser comprobados a mayor
escala, en la cual probablemente la incorporación de comederos adicionales resulte
necesaria de acuerdo a las dimensiones que posean los tanques de cultivo.
Resumiendo, de acuerdo con los resultados obtenidos en la presente Tesis, se
concluye que cuando se utiliza algún sustrato que pueda atrapar alimento, como en el caso
de las piedras, resulta conveniente la incorporación de un comedero a los sistemas de
cultivo. Se ha visto que esta incorporación trae beneficios directos en cuanto al crecimiento
de los organismos cultivados, al garantizar la disponibilidad de alimento y reducir el
esfuerzo de alimentación. Finalmente y a los fines prácticos, esta metodología puede ser
fácil y directamente aplicada al cultivo a mayor escala, contribuyendo positivamente en la
producción y en la inversión del emprendimiento acuícola.
109
CCCAAAPPPIIITTTUUULLLOOO IIIIII
Evaluación de la fuente de alimento
y su distribución en el espacio sobre el
crecimiento y supervivencia de juveniles
de Cherax quadricarinatus, y sobre la calidad
del agua de cultivo bajo condiciones de laboratorio
110
INTRODUCCION
La importancia de la fuente de alimentación para el cultivo
Tal como se demostró en el Capítulo I, ciertos componentes del medio ambiente
(como el sustrato y el refugio), resultan variables esenciales para un correcto desarrollo de
los organismos cultivables, especialmente durante la fase inicial del crecimiento o fase de
hatchery; aunque existen otras variables importantes que determinan su producción, como
ser la alimentación.
Una producción aceptable de adultos del género Cherax puede conseguirse
mediante el suministro de alimento de origen tanto animal como vegetal, ya que los adultos
de esta especie suelen ser omnívoros-detritívoros (Anon, 1979; Mills y McCloud, 1983;
Morrissy, 1979). Sin embargo, los juveniles presentan una preferencia alimentaria
diferente, requiriendo de mayores niveles de proteína en la dieta, que suele ser de origen
animal (Westman et al., 1986; Ackerfors et al., 1987; Jones, 1995; Masser y Rouse, 1997;
entre otros). Esto se debe principalmente a que los juveniles se encuentran en una fase de
crecimiento exponencial, por lo que requieren una mayor cantidad de proteína para la
formación de los tejidos. A medida que los juveniles crecen, sus requerimientos proteicos
disminuyen modificándose además su comportamiento alimentario, ya que adoptan una
alimentación más detritívora, incorporando así una mayor cantidad de vegetales,
cambiando su metabolismo y derivando parte de la energía del alimento hacia nuevas
funciones, como ser la reproducción.
111
Hasta hace una década atrás, el cultivo de la langosta se realizaba de manera
extensiva y semi-intensiva, utilizando sistemas de producción con una baja dependencia de
alimentos formulados (Huner et al., 1984). Sin embargo, la gran demanda del mercado y la
expectativa de una buena compensación económica impulsaron a buscar métodos
intensivos de producción. Verhoef y Austin (1999a), tal como se mencionó en el Capítulo
I, propusieron que en un corto plazo los primeros estadios son los más apropiados para
intensificar el cultivo, debiendo prestarse especial atención a la supervivencia y
crecimiento durante las fases de hatchery y de nursery. Por consiguiente, la identificación
de dietas apropiadas que suplan los requerimientos nutricionales de los organismos, es un
factor clave para alcanzar un óptimo crecimiento de los juveniles durante tales fases del
cultivo.
Varios grupos de investigación se han dedicado a estudiar los requerimientos
nutricionales específicos para las diversas especies de langostas de importancia comercial,
orientándose hacia la formulación de dietas óptimas para el crecimiento de cada fase del
ciclo de vida. Según Guillaume (1997) y Tacon y Akiyama (1997), para producir una dieta
balanceada es necesario establecer el mínimo nivel de proteína que provea los aminoácidos
esenciales para un buen desarrollo de los organismos cultivados. Si bien han sido escasos
hasta el momento los intentos de encontrar una dieta óptima para el cultivo de langostas,
minimizando al mismo tiempo el costo de los insumos, existen algunos reportes de especial
interés. De acuerdo con diversos estudios realizados en juveniles tempranos y avanzados
de C. quadricarinatus y C. tenuimanus se encontró que las dietas con una composición
cercana al 40 % de proteína cruda resultaron en elevadas tasas de crecimiento (Morrissy,
1989; Villarreal-Colmenares, 1989, 1996; Keefe y Rouse, 1999; Campaña-Torres et al.,
2003;), aunque otros estudios revelaron que un porcentaje de aproximadamente 35 % de
112
proteína cruda es suficiente para sostener niveles adecuados de crecimiento durante las
primeras etapas del cultivo de C. quadricarinatus (Jones, 1995; Meade y Watts, 1995;
Jones et al., 1996a; Villarreal-Colmenares, 2002; Cortés-Jacinto et al., 2003; Thompson et
al., 2004, 2005). Más aún, se conseguían resultados óptimos cuando ese porcentaje de
proteína estaba dado por una mezcla de ingredientes de origen animal y vegetal (Campaña-
Torres et al., 2005, 2006; Álvarez et al., 2007; Muzinic et al., 2004; Gutiérrez y
Rodríguez, 2010).
En ausencia de una dieta comercial (pellets) formulada exclusivamente para red
claw, muchos productores se han visto obligados a optar por alimentos de baja calidad, con
menos del 15 % de proteína, diseñados para aves de corral y que no cubren los
requerimientos nutricionales de las langostas, o bien por alimentos de alta calidad, con más
del 35 % de proteína, diseñados para el cultivo de otras especies acuáticas, tales como
langostino, camarón, trucha, etc. (Villarreal-Colmenares, 2000). Si bien se optó, en general
por este último tipo de alimento para conseguir una buena producción de langostas, su
elevado precio constituyó el mayor costo de inversión del cultivo, representando entre el
50 y 70 % de los costos totales de producción, incrementándose aún más en cultivos
intensivos. Es conocido el hecho de que la alimentación es el insumo más costoso en el
cultivo de crustáceos (Akiyama y Chwang, 1989; Wee, 1992; Villarreal-Colmenares, 1995;
Chamberlain, 1996; D́Abramo y Sheen, 1996; Shiau, 1998; Tacon, 1999). En estudios
realizados en camarones se determinó que apenas entre el 15 y 30 % del alimento
balanceado en forma de ración es convertido en biomasa por los animales cultivados,
quedando el resto en forma de sedimentos en los estanques de cultivo (Boyd, 2003).
113
La utilización de plantas acuáticas vasculares o macrófitas ha sido una interesante
alternativa en acuicultura, constituyendo una valiosa fuente de nutrientes para especies
tanto omnívoras como herbívoras. En general, las macrófitas acuáticas presentan un alto
contenido de agua (aproximadamente entre 75 – 95 %) y suelen ser recursos pobres en
proteínas y lípidos (entre 0,7 – 3,5 % de proteína, sobre peso fresco), pero son
consideradas como un buen recurso para la provisión de carbohidratos digeribles y
minerales (tales como calcio, potasio, magnesio y elementos traza), aportando además
considerables cantidades de fibra cruda (Boyd y Scarsbrook, 1975; Little, 1979; Edwards,
1980). Varios autores han documentado los beneficios nutricionales de la incorporación de
plantas acuáticas a la dieta de crustáceos (Huner, 1984; Hessen y Skurdal, 1986; Harpaz y
Schmalbach, 1986; Celada et al., 1989), sugiriendo que dicho material vegetal fresco
podría proveer elementos nutricionales no disponibles en la materia animal proveniente del
zooplancton. Los mismos autores han reportado que los mejores resultados se consiguen
utilizando el material vegetal en su estado fresco, entero o picado, en general como
alimento suplementario a una dieta balanceada. Los efectos indirectos de la utilización de
plantas acuáticas también han sido reportados. Así, un estudio realizado con juveniles de
C. quadricarinatus mostró que el agregado de una planta acuática flotante (Pistia
stratiodes, conocida comúnmente como lechuga de agua), si bien no contribuyó de manera
directa a un buen crecimiento y supervivencia de los animales juveniles (Jones, 1995),
presentó ventajas para el sistema de cultivo en relación al mantenimiento de la calidad del
agua.
Alternativamente, los acuicultores han considerado entre las opciones de
alimentación al fitoplancton (microalgas), y al zooplancton (rotíferos, copépodos, Artemia
114
sp., cladóceros, oligoquetos, entre otros) (Figura 19). Estos ítems representan un alimento
vivo para las especies cultivables (peces, crustáceos y moluscos), destacándose en general
por su, facilidad de cultivo y su importante aporte nutricional. La mayoría de las algas
unicelulares que conforman el fitoplancton poseen elevados niveles de proteínas (40 a 80
% de proteína cruda sobre peso seco, dependiendo de la especie) (Tacon, 1989), siendo
empleadas adicionalmente como agentes controladores de la calidad de agua en los
sistemas de cultivo. Sin embargo, aunque se han perfeccionado las técnicas para el cultivo
de microalgas, la investigación científica ha sido limitada en cuanto a las estrategias de
alimentación con estos microorganismos y al aporte nutricional efectivo que los mismos
otorgarían al cultivo de crustáceos; resultando su utilización un método poco empleado
hasta ahora en la producción a gran escala con fines comerciales.
Varios estudios indicaron que los organismos invertebrados que forman parte del
zooplancton natural, constituyen un valioso recurso de nutrientes para el cultivo de
diversas especies acuáticas, siendo una fuente importante de proteínas, lípidos, ácidos
grasos, aminoácidos esenciales, minerales, vitaminas y pigmentos carotenoides,
utilizándose en muchos casos como un valioso complemento nutricional para el desarrollo
larvario de peces y crustáceos (Watanabe et al., 1983; Simpson et al., 1983).
En particular, tanto los copépodos como los rotíferos han demostrado ser una
sustancial fuente de nutrición en el cultivo de muchos peces marinos, principalmente
durante los estadios larvales (May, 1974; Fukusho, 1989). Una ventaja que presentan los
nauplii de los copépodos, es que poseen un tamaño tal (100 a 300 μm) que permite a las
pequeñas larvas de peces y crustáceos ingerirlos cuando todavía no pueden ingerir, por
ejemplo, nauplii de Artemia (tamaño medio de 500 μm). Dentro de los microcrustáceos de
115
importancia en acuicultura se destacan también los cladóceros, principalmente los géneros
Daphnia y Moina, debido al alto contenido nutricional que representan como alimento y a
las facilidades para su cultivo. Un trabajo realizado con juveniles de C. quadricarinatus
mostró que la administración de zooplancton, conformado principalmente por copépodos y
cladóceros, produjo un buen crecimiento de los animales en relación a una dieta formulada,
aunque la supervivencia final fue baja (Jones, 1995). Asimismo, la eficiencia del
zooplancton como alimento fue demostrada en un estudio realizado con juveniles de la
langosta de agua dulce P. clarkii (Brown et al., 1992).
Artemia spp. también es considerada un excelente alimento vivo para acuicultura,
debido a su rápido desarrollo, y al elevado valor nutritivo que presentan tanto los nauplii
recién eclosionados como los adultos, ambos utilizados como alimento para diferentes
estadios del ciclo de vida de peces y crustáceos. De los recursos nutricionales que posee la
Artemia (proteínas, lípidos, minerales, vitaminas, etc.), se destacan los ácidos grasos y
aminoácidos esenciales aportados por los nauplii. Numerosos reportes indicaron que la
incorporación de Artemia como alimento principal, ya sea como nauplius o adulto, fresco o
congelado, resultó en una mejora del crecimiento y sobrevida para diferentes etapas del
cultivo de varias especies de crustáceos, entre las cuales se encuentran las langostas (Jones,
1995; Massers y Rouse, 1997; Verhoef et al., 1998). Por otro lado, varios estudios
documentaron que la Artemia adulta juega un rol importante en la inducción de la
maduración ovárica, estimulando la actividad reproductiva y mejorando la calidad del
desove de camarones en cultivo (Lavens et. al., 1986; Browdy, 1989; Bray y Lawrence,
1990; Naessens et. al., 1997; Wouters et. al., 1997).
116
Una ventaja que presentan algunos de los microorganismos mencionados (como
Artemia, cladóceros y rotíderos) es que en condiciones adversas produce quistes o huevos
de resistencia, los cuales en condiciones favorables se hidratan y continúan su desarrollo
hasta eclosionar como nauplius. Esta capacidad ha convertido a teles microorganismos en
uno de los recursos de alimentación más importantes en acuicultura, pues los quistes
pueden conservarse y almacenarse durante varios años, facilitando enormemente su
comercialización como alimento. Sin embrago, la Artemia ha sido la única opción
desarrollada para el cultivo a gran escala. Además, la metodología empleada para llevar a
cabo su producción masiva es más sencilla que las técnicas utilizadas para el cultivo de
rotíferos y copépodos. Por esta razón, tales microorganismos no son considerados hasta la
actualidad como posibles substitutos de la Artemia.
Figura 19. Se muestran imágenes de producción de microalgas a gran escala (A y B), y de los
principales microorganismos utilizados en acuicultura como alimento para animales cultivables
(peces, crustáceos, moluscos), como: clorofíceas (C), cianobacterias filamentosas (D), diatomeas
(E), euglénidos (F), rotíferos (G), Artemia (H), cladóceros (I) y copépodos (J).
A B C E D
F J I H G
117
Diversos trabajos han revelado que la abundancia y calidad de los organismos que
conforman el zooplancton dependen de su nutrición, y que la adecuada elección de una
especie de microalga, levadura u otro microorganismo como alimento de aquellos depende
de la composición química, temperatura, fotoperíodo, calidad de agua y tipo de cultivo en
el cuál estén comprometidas estas especies de microorganismos (Fogg, 1975; Watanabe et
al., 1983; Hirata et al., 1985; entre otros). Además del control de los parámetros
mencionados, es necesario considerar que, para el establecimiento de un sistema de
producción masivo de alimento vivo, es importante el manejo de las técnicas de
aislamiento, purificación y mantenimiento de cepas, así como el conocimiento de la
fisiología, ciclo de vida, bioquímica, etc. de las especies involucradas, para determinar su
factibilidad de cultivo. Por tanto, a pesar de que la producción de zooplancton vivo (ya sea
Artemia, rotíferos, copépodos, cladóceros u otros) suele ser menos costosa que la
elaboración masiva de alimento formulado de elevada calidad y valor nutricional, su
producción requiere de varias etapas y cuidados especiales, resultando su implementación
poco frecuente en los criaderos de crustáceos.
En cambio, en un ecosistema natural acuático, la continuidad de las diversas
especies que lo componen depende del equilibrio establecido entre los diferentes niveles de
la trama trófica. Así, el desarrollo y supervivencia de larvas, juveniles y adultos de peces,
crustáceos y moluscos depende de la presencia de organismos que conforman el
fitoplancton y el zooplancton, cuyo desarrollo depende de la presencia de los nutrientes
adecuados. En reiteradas ocasiones se observó que, en su ambiente natural, el zooplancton
es uno de los mayores componentes de la dieta de los juveniles de langosta (Tcherkashina,
1977; Brown et al., 1992; Momot, 1995). Loya-Javellana et al. (1994) estudió la ontogenia
del estómago de C. quadricarinatus concluyendo que, en base a la dentición del molinillo
118
gástrico presente en estos animales, los juveniles pequeños (menores a 100 mg de peso
corporal) se encuentran morfológicamente equipados para consumir tanto detritos como
zooplancton. O’Brien (1995) encontró que pequeñas partículas de materia orgánica en
descomposición, provenientes de detritos, constituyen el mayor componente de la dieta de
C. tenuimanus, para un amplio intervalo de tallas. Estos resultados concuerdan con lo
reportado para P. vannamei para el cual el crecimiento puede incrementarse con el
agregado de material orgánico en suspensión (Leber y Pruder, 1988; Moss et al., 1992;
Moss, 1995). Otros estudios mostraron que C. destructor puede utilizar nutrientes
“relativamente no disponibles” en sedimentos enriquecidos con materia orgánica, mediante
un proceso selectivo de ingestión de tales sedimentos (Jones y De Silva, 1997; Jones et al.,
2002).
Durante los últimos años, varios estudios han dirigido su atención a la utilización de
ciertos métodos ancestrales de alimentación alternativa, en pos de reemplazar a las
costosas dietas comerciales, así como al cultivo del zooplancton utilizado como alimento
en el cultivo de crustáceos. Tales prácticas ancestrales se basan en estimular la producción
natural de comunidades de microorganismos presentes en los cuerpos de agua, con el
objetivo de utilizarlos como fuente de alimento para los organismos cultivados,
aumentando así su productividad con un mínimo costo de producción.
A la comunidad de microorganismos presente en un cuerpo de agua se la denomina
biofilm. Dicha compleja comunidad está compuesta por microorganismos autótrofos y
heterótrofos tales como: bacterias, algas, protistas, hongos y animales invertebrados
(rotíferos, copépodos, cladóceros, nematodes, etc.), asociados a una matriz extracelular
119
secretada principalmente por las bacterias (Figura 20). Dicha matriz está compuesta por
polisacáridos, proteínas, ácidos nucleicos y otros polímeros, así como por los productos
concentrados de su propio metabolismo (Allison, 1998; Ramesh et al., 1999; Davey y
O’Toole, 2000). La composición bioquímica del biofilm ha sido ampliamente estudiada
por varios autores (Christensen, 1989; Christensen y Characklis, 1990; Applegate y Bryers,
1991; Nielsen et al., 1997; Cooksey, 1992; entre otros). Para la formación del biofilm se
requiere de una superficie sumergible donde pueda desarrollarse la matriz orgánica
mencionada, dando lugar a una sucesión de microorganismos que permanecerán adheridos
a esa matriz. Los microorganismos que componen el biofilm están involucrados en la
transferencia de materia orgánica a lo largo de la cadena alimentaria y en diversos ciclos
biogeoquímicos, especialmente en el ciclo del nitrógeno, siendo de extrema importancia en
los ecosistemas acuáticos (Decho, 1990; Meyer-Reil, 1994).
En los sistemas de producción acuícola, la utilización de las comunidades naturales
de microorganismos puede generar una serie de importantes beneficios económicos y
ambientales, incrementando la dieta de los animales a través de la productividad natural de
los estanques de cultivo y mejorando la calidad de los cuerpos de agua (McIntosh et al.,
2000; Browdy et al., 2001; Moss, 2002; Samocha et al., 2004, entre otros). En la
actualidad, varios estudios realizados con diferentes organismos (principalmente
crustáceos y peces) demostraron los beneficios que pueden aportar el biofilm a los sistemas
de cultivo, produciendo mejoras tanto en el crecimiento y la sobrevida de los animales
(Stoner y Zimmerman, 1988; Thompson et al., 2002; McAbee et al., 2003; Ballester et al.,
2003, 2004 y 2007; Wasielesky et al., 2006; Abreu et al., 2007; Fernandes da Silva et al.,
2008, entre otros) como en las propiedades fisico-químicas del agua utilizada,
120
favoreciendo así un óptimo desarrollo de las especies cultivables (Bratvold y Browdy,
2001; Thompson et al., 2002; Ballester et al., 2004; Wasielesky et al., 2006, entre otros).
Figura 20. (A) Invernadero (Greenhouse) utilizado para el cultivo de juveniles de camarones de F.
vannamei en presencia de biofilm. (B) Biofilm formado sobre un sustrato artificial. Se muestran
imágenes de algunos microorganismos que lo constituyen: (C) cianobacteria filamentosa, (D)
rotífero, (E) ciliado, (F) nematode, (entre otros).
Diversas investigaciones demostraron que los microorganismos presentes en el
biofilm proveen nutrientes esenciales (proteínas, lípidos, ácidos grasos escenciales,
aminoácidos, minerales y vitaminas, como se mencionó previamente) que los hacen una
importante fuente de alimento complementaria para los animales cultivados (Thompson et
al., 2002). En este sentido, Abreu et al. (2007) demostró que el biofilm puede suplir más
A
C E
B
D F
121
del 70 % del nitrógeno utilizado por el camarón F. paulensis, confirmando que gran parte
del nitrógeno requerido por los juveniles de esta especie puede ser sustituido por los
microorganismos del biofilm.
Mediante la utilización del biofilm como fuente de alimentación alternativa podrían
reemplazarse entonces, al menos parcialmente, las costosas dietas comerciales formuladas
que se utilizan comunmente en los sistemas de cultivo, disminuyendo así los costos de
alimentación en un criadero. Por otro lado, esta metodología resulta más sencilla y
económica que la producción de monocultivos de fitoplancton o zooplancton,
anteriormente detallada. Son claros, entonces, los beneficios que podría aportar el biofilm a
la industria acuícola, tanto para el mejoramiento de las condiciones de cultivo como para
reducir los costos de producción. A pesar de la extensa exploración realizada en diferentes
especies de crustáceos, principalmente en camarones, aún no ha sido desarrollada ninguna
investigación sobre el uso de biofilm en especies de crayfish, a excepción de un único
estudio realizado en C. destructor, aunque sin resultados definitivos (Jones et al., 2002).
Por lo cual, el presente trabajo de investigación podría resultar un aporte original al cultivo
de los primeros estadios de C. quadricarinatus.
122
OBJETIVOS
Puntualmente, se plantean como objetivos particulares:
i. Evaluar el uso de diferentes dietas naturales (Artemia y plantas acuáticas) sobre el
crecimiento y la supervivencia de los juveniles, a fin de reemplazar el costoso
alimento balanceado comúnmente utilizado en el cultivo.
ii. Evaluar la contribución del biofilm adherido a un sustrato artificial sobre el
crecimiento y la supervivencia de los juveniles, así como al mantenimiento de la
calidad de agua en los acuarios de cultivo.
Los resultados obtenidos podrían ser directamente transferidos al ámbito
productivo, a fin de mejorar la producción global minimizando los costos de producción.
123
HIPOTESIS
i. La utilización de Artemia y de plantas acuáticas generan un crecimiento y una
supervivencia de los juveniles cultivados similar al producido por una dieta de alta
calidad nutritiva a base de alimento balanceado.
ii. La utilización del biofilm adherido a un sustrato artificial, contribuye al
crecimiento y a la supervivencia de los juveniles de manera similar a una dieta a
base de alimento balanceado; y al mantenimiento de la calidad del agua del
cultivo.
124
Evaluación del tipo de alimento
MATERIALES Y METODOS
Con el fin de obtener una dieta eficiente para incrementar el crecimiento de los
juveniles tempranos, se evaluaron tres tipos de dietas, administradas individualmente o en
combinación: a) zooplancton fresco (monocultivo de Artemia sp.), b) alimento balanceado
formulado (TetraColor®), c) planta acuática (Elodea sp.), d) Artemia sp.y alimento
balanceado formulado, e) Artemia sp. y Elodea sp., f) alimento balanceado formulado y
Elodea sp., y g) ayuno.
El alimento balanceado formulado (Figura 19) consistió en alimento comercial de
elevada calidad y costo, comúnmente utilizado para el cultivo de peces ornamentales
(TetraColor®), cuya composición nutricional es: 50,4 % proteína total, 4,8 % grasa, 9,3 %
cenizas totales, 26,3 % fibra dietaria, 6,9 % pérdida por desecación, 2,3 % hidratos de
carbono y un valor energético de 254 Kcal / 100 g (Chaulet et al., 2008). Este alimento fue
utilizado en estudios previos con C. quadricarinatus (Cahansky et al., 2008) mostrando
una buena aceptación y resultando en un buen crecimiento de los animales.
Tanto la Artemia sp. como la Elodea sp.(Figura 21), fueron suministradas cada día
en forma fresca. Para la obtención de la primera, se cultivaron diariamente quistes de
Artemia sp., a una densidad de 5000 quistes / litro en un recipiente de vidrio con agua
salina (20 ‰), manteniéndose una temperatura de aproximadamente 24 ºC, iluminación y
aireación constantes durante un periodo de 24 horas. Una vez eclosionados, los nauplii de
125
Artemia fueron retirados del recipiente e inmediatamente incorporados a los acuarios de
cultivo.
La Elodea empleada en el presente ensayo (Elodea canadensis) es una planta
flotante comúnmente utilizada como vegetación de acuario, debido a la presencia de largos
tallos con gran cantidad de hojas, pudiendo servir no sólo como fuente de alimento, sino
también como refugio para algunos animales. La misma fue incorporada en el fondo de los
acuarios de cultivo, en trozos pequeños, a fin de evaluar su efecto como fuente única o
complementaria de alimento para los juveniles.
Figura 21. Dietas utilizadas para el ensayo: A, Elodea canadensis; B, Artemia sp.(nauplii);
C, Alimento balanceado formulado (TetraColor®).
Para el experimento se utilizaron juveniles tempranos de C. quadricarinatus
(cercanos a los 20 mg de peso corporal), seleccionados al azar a partir de un pool de
juveniles de eclosión reciente y sincrónica, a partir de varias hembras ovígeras. Se
utilizaron acuarios de vidrio (900 cm2 de superficie de fondo) con 8 litros de agua
declorada y aireación constante. Dos veces por semana se realizó un recambio total del
agua y limpieza de los mismos. La temperatura fue mantenida en 25 2 °C y el
A B C
126
fotoperiodo en 14:10 (luz : oscuridad). En cada acuario se agregaron doce juveniles
tempranos (a una densidad de 133 individuos/ m2) y tubos de PVC de ¾ pulgadas de
diámetro como refugio. Todas las dietas fueron administradas diariamente ad libitum, de
manera dispersa en el acuario, removiendo los restos no consumidos cada mañana, antes de
la incorporación de la nueva fracción de alimento. Todos los tratamientos fueron
ensayados por cuadruplicado. La duración del experimento fue de 30 días, al cabo del cual
se registró la supervivencia contabilizando los animales vivos, y el peso corporal de cada
animal (considerando el peso húmedo, como se detalló en el Capítulo I) mediante balanza
digital (precisión de + 0,1 mg). A partir de la determinación del peso corporal, se
calcularon la ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento, tal como se mencionó
en el Capítulo I.
Para cada dieta ensayada, se determinaron los siguientes parámetros químicos
indicadores de la calidad del agua de cultivo: oxígeno disuelto, pH, amonio, dureza total,
alcalinidad y nitritos, utilizando los mismos dispositivos de medición y metodología
detalladas en el Capítulo I. Las determinaciones se correspondieron a muestras de agua
recolectadas inmediatamente antes y después del recambio de agua y limpieza de los
acuarios de cultivo, de modo de estimar la máxima variación posible de los parámetros
mencionados.
Los índices de crecimiento y la supervivencia fueron analizados mediante un
análisis de varianza (ANOVA) de una vía. Para el análisis de la supervivencia se utilizó la
transformación arcoseno de la raíz cuadrada para transformar los datos y validar así los
supuestos de igualdad de varianzas y normalidad. Los parámetros de calidad de agua se
analizaron mediante un análisis de varianza (ANOVA) de dos vías, con tiempo de
127
medición y tratamiento como factores. En todos los casos la igualdad de varianzas fue
verificada mediante el test de Levene, y normalidad por método gráfico. Cuando se
detectaron diferencias significativas se utilizó un test paramétrico de comparaciones
múltiples a posteriori (test de Tuckey). El nivel de significación utilizado para el análisis
fue del 5 %.
RESULTADOS
La supervivencia al término del ensayo resultó significativamente mayor para los
juveniles alimentados con Artemia, alimento formulado, y la combinación de estas dos
dietas (Tabla 15). En el caso del grupo al que se le administró Elodea como única fuente
de alimento, la supervivencia exhibió un valor muy por debajo del resto de los grupos (10
%), no encontrándose diferencias significativas con el grupo ayunado. Sin embargo,
cuando la Elodea fue administrada junto con Artemia o alimento formulado, los valores de
sobrevida fueron similares a los obtenidos con ambas dietas puras (Tabla 15).
Los valores medios de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento de los
juveniles tempranos alimentados con las distintas dietas se muestran en la Figura 22. No se
encontraron diferencias significativas (P>0,05) entre las diferentes dietas, para ninguno de
los índices de crecimiento. Se observa, sin embargo, una clara tendencia de disminución
del crecimiento en las mismas dietas (Elodea sola y ayuno) que mostraron una disminución
significativa de la supervivencia.
128
Tabla 15. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final), y supervivencia de juveniles
tempranos alimentados con diferentes tipos de dietas durante 30 días. Alimento Peso inicial Peso final Supervivencia (mg) (mg) (%) Artemia (1) 20,69±0,24 61,23±1,79 66,67±3,33 a
Formulado (2) 20,70±0,26 61,82±4,31 46,67±3,33 a Elodea (3) 20,73±0,22 51,36±2,20 10,00±5,77 b (1) + (2) 20,64±0,33 59,22±3,34 60,00±5,77 a (1) + (3) 20,74±0,18 55,21±5,24 53,33±8,82 a (2) + (3) 20,68±0,48 56,19±2,13 40,00±5,77 a Ayuno 20,66±0,54 49,87±3,98 6,67±3,33 b
Figura 22. Valores medios finales (± ES) de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento
(TEC) de juveniles tempranos alimentados durante 30 días con diferentes tipos de dietas: 1,
Artemia; 2, formulado; 3, Elodea; y sus respectivas combinaciones. Las columnas representan la
media y la barras verticales el error estándar. No se detectaron diferencias significativas (P>0,05)
entre tratamientos.
Gan
anci
a en
pes
o (%
)
0
50
100
150
200
250
SGR
(%/d
ía)
0
1
2
3
4
5
1 2 3 1+2 1+3 2+3 Ayuno
TE
C (
%/d
ía)
129
Los parámetros químicos indicadores de la calidad del agua de los acuarios de
cultivo no mostraron diferencias estadísticamente significativas (P>0,05) entre los tiempos
de medición y los tratamientos, registrando valores ubicados dentro del rango aceptable
para el cultivo de la especie (Tabla 16).
Tabla 16. Valores medios (± ES) obtenidos de los parámetros químicos del agua,
correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del
recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles tempranos.
Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad (mg/l HCO3
-); dureza (mg/l equivalentes CaCO3); amonio
(mg/l NH4+); nitritos (ppm NO2); ND: no detectable (≤ 0,001 mg/l NH4
+).
Dieta pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos
disuelto
Artemia (1)
AR 7,42±0,04 5,4±0,3 30±3,2 97,6±4,6 0,002±0,001 0,01±0,008
DR 7,46±0,07 5,7±0,3 35±3,7 98,6±4,5 ND 0,0±0,0
Formulado (2)
AR 7,43±0,05 4,9±0,4 30±2,6 100,6±3,8 0,003±0,002 0,025±0,01
DR 7,50±0,03 5,4±0,6 35±3,2 102,4±2,6 ND 0,0±0,0
Elodea (3)
AR 7,44±0,03 5,7±0,5 35±3,9 105,4±5,3 0,0015±0,001 0,01±0,01
DR 7,48±0,05 5,8±0,7 35±4,5 97,7±3,2 ND 0,0±0,0
(1) + (2) AR 7,47±0,04 5,2±0,3 30±2,5 99,3±4,2 0,002±0,0015 0,02±0,015
DR 7,52±0,04 5,6±0,5 35±4,5 102,3±4,3 ND 0,0±0,0
(1) + (3) AR 7,53±0,05 5,6±0,6 30±4,2 102,2±4,7 0,001±0,001 0,01±0,006
DR 7,48±0,05 5,4±0,3 35±3,1 104,5±5,1 ND 0,0±0,0
(2) + (3) AR 7,51±0,08 5,4±0,2 30±3,6 100,7±2,8 0,0025±0,001 0,02±0,02
DR 7,52±0,06 5,5±0,6 35±4,8 99,3±2,8 ND 0,0±0,0
Ayuno AR 7,45±0,04 4,7±0,6 35±3,1 98,4±5,6 0,003±0,0015 0,04±0,02
DR 7,52±0,07 5,7±0,4 35±4,7 99,4±3,4 ND 0,0±0,0
130
Evaluación del uso de biofilm en el cultivo
MATERIALES Y METODOS
Los ensayos correspondientes a esta Sección se llevaron a cabo en el Bioterio
Central de la Facultad de Cs. Exactas y Naturales, UBA, durante los meses de verano (de
diciembre a febrero). Con el fin de evaluar la utilización del biofilm como sistema
alternativo y/o complementario de alimentación y mantenimiento de la calidad de agua en
los sistemas de cultivo de la langosta C. quadricarinatus, principalmente durante las
primeras fases de crecimiento (juveniles tempranos y avanzados) se llevaron a cabo los
siguientes tratamientos, todos ellos realizados por triplicado:
B: sustrato artificial con presencia de biofilm
B+A: sustrato artificial con presencia de biofilm y agregado de alimento balanceado
A: sustrato artificial sin presencia de biofilm (“agua clara”) y agregado de alimento
balanceado
Se procedió en una primera etapa, de aproximadamente 30 días, a inducir la
formación del biofilm. Para esto, se utilizaron acuarios de vidrio (2400 cm2 de superficie
de fondo) conteniendo 50 litros de agua declorada, con aireación constante. Se trabajó en
un sistema cerrado (sin flujo continuo ni renovación de agua), con temperatura y
fotoperiodo naturales, de aproximadamente 25 ± 2 ºC y 14:10 (luz : oscuridad),
respectivamente. Como sustrato artificial, se agregaron a cada acuario 4 tiras de tela de
polietileno del tipo red de mosquitero, de 50 cm x 27 cm de ancho y alto respectivamente,
131
y con un tamaño de poro de 1 mm. Las tiras fueron fijadas a una soga en la parte superior y
a una plomada en la parte inferior para mantenerlas verticalmente en la columna de agua
(Figura 23). Para la formación del biofilm, se adicionó 10 litros de un inóculo inicial rico
en microorganismos (aproximadamente 15 % del volumen de agua adicionada por acuario)
proveniente de un cuerpo de agua natural, y el agregado diario de una pequeña porción de
alimento comercial para langostas (TetraColor®) como fuente de nitrógeno y fósforo. Este
alimento fue adicionado por la mañana y retirado por la tarde para evitar su
descomposición.
Una vez desarrollado el biofilm sobre el sustrato artificial (tela de polietileno) se
procedió a una segunda etapa de bioensayos con animales. Estos bioensayos, se llevaron a
cabo tanto con juveniles tempranos (en un rango entre 20 y 200 mg de peso corporal) como
avanzados (en un rango entre 1 y 2 g de peso corporal) de C. quadricarinatus. Los
juveniles tempranos fueron seleccionados al azar a partir de un pool de juveniles de
eclosión reciente y sincrónica, a partir de varias hembras ovígeras, mientras que los
juveniles avanzados fueron seleccionados al azar a partir del stock de laboratorio.
Para esta segunda etapa se trabajó en las mismas condiciones que para la etapa
previa de formación del biofilm, utilizando acuarios de vidrio (2400 cm2 de superficie de
fondo) conteniendo 60 litros de agua declorada con aireación constante (sin inóculo
adicional), bajo sistema cerrado (sin flujo continuo ni renovación de agua) con temperatura
y fotoperiodo naturales, de aproximadamente 25 ± 2 ºC y 14:10 (luz : oscuridad),
respectivamente. En cada uno de los acuario pertenecientes a los tratamientos B y B+A se
incorporaron 4 tiras de tela de polietileno con biofilm formado durante la etapa previa; en
132
el caso del tratamiento A se adicionaron 4 tiras de tela de polietileno sin biofilm. En todos
los acuarios se incorporaron 32 juveniles tempranos o 26 juveniles avanzados
(correspondiendo a una densidad de 133 y 111 animales / m2, respectivamente). Además,
se agregaron como refugio tubos de PVC de 1 y 11/2 pulgada de diámetro para juveniles
tempranos y avanzados, respectivamente. En cada acuario perteneciente al tratamiento
B+A o A, se adicionó un comedero cilíndrico de base plástica al que se le ensambló un
tubo de PVC verticalmente por el cual se incorporó el alimento (Figura 23). Los animales
fueron alimentados con alimento comercial formulado (TetraColor®) en una ración del 10
% de la biomasa total, con una frecuencia de 4 veces por semana. Por otro lado, las tiras
utilizadas como sustrato artificial y los tubos de PVC dispuestos como refugios en el
tratamiento A, fueron retirados y lavados con solución clorada durante 24 horas tres veces
por semana para evitar la formación del biofilm.
Figura 23. A y B, acuarios utilizados para la formación del biofilm sobre un sustrato
artificial (tela de polietileno), y posterior desarrollo de bioensayos con juveniles tempranos
y avanzados de C. quadricarinatus. C, se muestra el biofilm formado sobre el sustrato
artificial (tela de polietileno). D, comederos adicionados a los acuarios de cultivo utilizados
para la incorporación del alimento balanceado.
A B
C
D
133
Para los tratamientos B y B+A, se recolectaron semanalmente de cada acuario
muestras de las tiras de tela de polietileno para la determinación del peso seco, la
concentración de clorofila a y también para caracterizar los microorganismos encontrados
en el biofilm (adherido a dicha tela), con el fin de monitorear el desarrollo del mismo
durante el transcurso del ensayo. Adicionalmente, para todos los grupos experimentales se
tomaron semanalmente de cada acuario muestras de agua para la posterior determinación
de diversos parámetros químicos a fin de evaluar la influencia del biofilm en el
mantenimiento de la calidad del agua de cultivo. Al cabo de 30 días de ensayo, se registró
la supervivencia contabilizando los animales vivos, y el peso corporal húmedo de cada
animal mediante balanza digital (precisión de + 0,1 mg), colocando previamente a cada
juvenil sobre un papel de toalla para remover el exceso de agua. A partir de la
determinación del peso corporal, se calculó la ganancia en peso y la tasa específica de
crecimiento (TEC) para cada tratamiento, al igual que en las secciones previas. Por otro
lado, al término del ensayo se seleccionaron al azar 15 juveniles tempranos y 15 juveniles
avanzados de cada uno de los tratamientos, para la determinación del contenido estomacal,
con el objetivo de determinar si hubo consumo de biofilm. Los juveniles provenientes del
tratamiento sin biofilm (A) fueron utilizados como control.
Recolección y análisis del biofilm adherido al sustrato artificial.
Semanalmente, de cada acuario se retiró una tira de 2 cm de ancho de tela de
polietileno (sustrato artificial) con biofilm. Inmediatamente retirada del acuario, cada tira
fue recortada en tres partes de 2 cm x 2 cm cada una, de las cuales una parte fue utilizada
para la determinación del peso seco, otra para la cuantificación de la concentración de
134
clorofila a, y una tercera para la identificación de los microorganismos presentes en el
biofilm, como bacterias, algas, protistas y animales invertebrados (rotíferos, nematodes,
entre otros).
Para la determinación del peso seco, cada porción de tela de polietileno de 2 x 2 cm
fue colocada en un trozo de papel de aluminio y guardada en estufa a 60 ºC durante un
periodo de 24 horas, al cabo del cual fue pesada mediante balanza digital (precisión de +
0,1 mg). Se procedió luego a retirar el biofilm adherido a la tela mediante el raspado con
un cepillo de cerdas suaves. Una vez removido todo el biofilm, la tela fue colocada en un
trozo de papel de aluminio, guardada nuevamente en estufa a 60 ºC durante 24 horas, y
posteriormente pesada. La diferencia entre ambas mediciones fue considerada como el
peso seco del biofilm.
Para la determinación del contenido de clorofila a, de cada porción de tela de
polietileno de 2 cm x 2 cm se procedió a retirar el biofilm adherido utilizando un cepillo de
cerdas suaves, a fin de evitar la ruptura del material biológico. La muestra obtenida de la
remoción del biofilm fue filtrada mediante un filtro de micro fibra de vidrio tipo GF/F (0,7
µm de tamaño de poro y 47 mm de diámetro, Muntkell®) colocado dentro de un embudo
Büchner ensamblado a un kitasato conectado a la canilla por medio de una bomba de
vacío. Posteriormente, el filtro (conteniendo la muestra filtrada) fue cortado en pequeños
trozos y colocado en un frasco de vidrio conteniendo 8 ml de etanol a 60º (utilizado como
solvente de extracción de clorofila) y guardado en heladera en oscuridad total durante 24
horas. La concentración de clorofila a fue determinada a través del método
espectrofotométrico, realizando una primera lectura a 665 y a 750 nm, y luego del
agregado a la cubeta de una gota de HCl 0,1N se leyó nuevamente la absorbancia a ambas
135
longitudes de onda, a fin de corregir la lectura por feopigmentos. Para el cálculo de la
concentración de clorofila a fueron utilizadas las ecuaciones propuestas por Marker et al.
(1980), a saber:
[Clorofila a] = F * [(Abs1665 – Abs1750) – (Abs2665 – Abs2750)] * k * v
donde:
Abs1 = es la absorbancia antes de acidificar
Abs2 = es la absorbancia después de acidificar
F = 2,43 para el etanol
k = coeficiente de absorción específica, con un valor de 11,2 para el etanol
v = volumen de extracción, con un valor de 8 ml
La concentración de clorofila a se expresó como µg / cm2, relativizando a la
superficie utilizada para su medición.
Para la identificación de los microorganismos, de cada porción de tela de
polietileno de 2 cm x 2 cm se procedió a retirar el biofilm adherido utilizando un cepillo de
cerdas suaves, hasta remoción completa. La muestra de biofilm obtenida por raspado, fue
colocada en un frasco de vidrio con 20 ml de agua destilada y preservada en formol al 4%.
Posteriormente, con una pipeta Pasteur se tomó una alícuota del material y se la colocó
sobre un portaobjeto, cubriéndola con un cubreobjeto. Cada muestra fue observada bajo
microscopio binocular (Nikon SMZ 645) y recorrida en su totalidad, identificando los
principales microorganismos presentes en la muestra. Los organismos de tamaños mayores
fueron observados con un aumento de 40X y 100X (nematodes, rotíferos y ciliados)
136
mientras que los de menor tamaño se observaron con un aumento de 400X (algas,
cianobacterias, diatomeas y pequeños flagelados).
Resulta importante aclarar que el objetivo del presente ensayo no fue estudiar la
composición detallada de la comunidad perifítica que conforma el biofilm adherido al
sustrato artificial (tela de polietileno). Por tanto, simplemente se identificaron los grandes
grupos de microorganismos presente en el mismo, sin realizar una determinación de otros
niveles taxonómicos que requieren del uso de claves taxonómicas.
Análisis del contenido estomacal
Una vez concluido el ensayo, se seleccionaron 5 juveniles al azar de cada acuario
para la determinación del contenido estomacal, resultando un total de 15 juveniles por
tratamiento. Para ello, cada juvenil seleccionado fue crioanestesiado y disecado bajo lupa
binocular. Para extraer el estómago se separó el cefalotórax con pinzas de disección
adecuadas al tamaño de cada animal, se retiró el hepatopáncreas quedando expuesto el
estómago, el cual fue rápidamente disecado. El mismo fue colocado en una caja de petri
con unas gotas de agua destilada, y luego cortado y aplastado para extraer el contenido.
Finalmente, con una pipeta Pasteur se tomó todo el material o una alícuota de éste,
dependiendo del tamaño del estómago, colocando la muestra sobre un portaobjeto y
cubriéndola con un cubreobjeto, para poder observarla bajo microscopio binocular (Nikon
SMZ 645). Cada muestra fue recorrida en su totalidad, identificando los microorganismos a
nivel de grandes grupos, al igual que para las observaciones de las muestras de biofilm.
Los organismos de tamaños mayores fueron observados con un aumento de 40X y 100X
(nematodes, rotíferos y ciliados) mientras que los de menor tamaño se observaron con un
137
aumento de 400X (algas, cianobacterias, diatomeas y pequeños flagelados). Las estructuras
no identificadas o que plantearon dudas al momento de la observación fueron fotografiadas
con una cámara digital Canon A 85 para su posterior confirmación.
Análisis de parámetros físico-químicos de calidad de agua
Semanalmente, se registraron en cada acuario de cultivo la temperatura del agua
(termómetro de mercurio, precisión + 0,5 ºC), el pH (DigimitedTM pHmetro digital,
precisión + 0,01) y el oxígeno disuelto (DigimitedTM oxímetro, precisión + 0,01).
Asimismo, una vez por semana se recolectó agua de cada acuario en frascos de vidrio para
el posterior análisis en el laboratorio de los siguientes parámetros químicos indicadores de
la calidad del agua: alcalinidad, dureza, amonio y nitritos.
Por otro lado, cada 15 días se recolectaron 20 ml de agua de cada acuario para la
determinación de clorofila a. Para ello, cada muestra de agua recolectada fue filtrada
mediante un filtro de micro fibra de vidrio tipo GF/F (0,7 µm de tamaño de poro y 47 mm
de diámetro, Muntkell®), tal como se mencionó anteriormente. Posteriormente el filtro
(conteniendo la muestra filtrada) fue cortado en pequeños trozos y colocado en un frasco
de vidrio conteniendo 8 ml de etanol a 60º (utilizado como solvente de extracción de
clorofila) y guardado en heladera en oscuridad total durante 24 horas. La concentración de
clorofila a fue determinada a través del método espectrofotométrico, utilizando las
ecuaciones propuestas por Marker et al. (1980), previamente mencionadas. En este caso, la
concentración de clorofila a se expresó como µg / litro, relativizando al volumen de agua
utilizado para su medición.
138
Análisis estadístico
Para el análisis de los parámetros de crecimiento (ganancia en peso y tasa
específica de crecimiento) y supervivencia se utilizó un análisis de varianza (ANOVA) de
una vía. Para el análisis de la supervivencia se utilizó la transformación arcoseno de la raíz
cuadrada. Para el análisis estadístico del peso seco del biofilm, concentración de clorofila
a (tanto del biofilm como del agua de cultivo) y de los parámetros físico-químicos del agua
se utilizó un análisis de varianza (ANOVA) de dos factores (tiempo de medición y
tratamiento). En todos los casos se comprobaron los supuestos del ANOVA, verificando
gráficamente la normalidad de los datos y la homocedasticidad mediante el test de Levene.
En caso que no se cumpliera la homocedacia se transformaron los datos hasta verificar su
cumplimiento. Cuando la interacción resultó significativa se analizaron los efectos simples,
mientras que en los casos en que fue no significativa se procedió al análisis de los efectos
principales. En todos casos, cuando se detectaron diferencias significativas se utilizó un
test paramétrico de comparaciones múltiples (test de Tuckey). El nivel de significación
utilizado para el análisis fue del 5 %.
RESULTADOS
Juveniles tempranos
Para los juveniles tempranos, los parámetros de crecimiento (ganancia en peso y
tasa específica de crecimiento) variaron significativamente entre los tratamientos, siendo
mayores en los grupos con agregado de alimento (Figura 24). Sin embargo, la
supervivencia fue significativamente mayor (P<0,05) en aquellos tratamientos con
139
presencia de biofilm (exhibiendo en ambos casos valores mayores al 80 %), y registrando
una elevada mortalidad final en el grupo en el que sólo se administró alimento (grupo A,
sin biofilm) (Tabla 17). Al día 15, se observó en los acuarios pertenecientes a este último
grupo una importante mortandad, llegando al 25 % en dos de ellos. En este mismo
tratamiento, se observó durante la segunda semana del ensayo, una elevada concentración
de amonio y nitritos en el agua de cultivo, debiendo proceder al recambio total de la misma
para evitar una mayor mortalidad de juveniles durante los días posteriores.
Tabla 17. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia de juveniles tempranos cultivados en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de sustrato artificial con biofilm durante 30 días. Tratamiento Peso inicial Peso final Supervivencia (mg) (mg) (%) B 100,67±2,73 213,95±09,69 81,39±7,35
a
B+A 100,53±2,49 371,49±17,57 90,28±3,67 a
A 101,19±1,34 324,96±43,77 44,45±7,73 b Letras distintas (a, b) indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).
Figura 24. Valores medios finales para la ganancia en peso y tasa específica de crecimiento (TEC) de juveniles tempranos mantenidos durante 30 días en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de sustrato artificial con biofilm. Las columnas representan la media y las barras verticales el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (P<0,05).
Gan
anci
a en
pes
o (%
)
0
50
100
150
200
250
300
a
b
b
TEC
(%/d
ía)
0
1
2
3
4
5
a
b b
B B+A A
140
El peso seco del biofilm adherido al sustrato artificial (tela de polietileno) no
mostró variación (P>0,05) ni entre los tratamientos ni entre tiempos de recolección,
manteniéndose constantes durante el transcurso del ensayo (Figura 25). Sin embargo,
durante todo el ensayo las porciones de tela de polietileno recolectadas del grupo B
exhibieron una coloración menos intensa respecto de las del grupo B+A (Figura 26).
Figura 25. Valores medios del peso seco del biofilm adherido al sustrato artificial (tela de
polietileno) durante 30 días de ensayo. B: sustrato artificial con presencia de biofilm; B+A:
sustrato artificial con presencia de biofilm y agregado de alimento balanceado.
Figura 26. Porciones de tela de polietileno recolectadas de los acuarios de cultivo pertenecientes a los siguientes tratamientos (de izquierda a derecha): B+A (biofilm + alimento balanceado); B (biofilm); A (alimento balanceado, sin biofilm).
Días0 7 15 21 30
Pes
o se
co (
mg)
0
2
4
6
8
10 B B+A
141
La concentración de clorofila a presente en el biofilm, no varió entre los
tratamientos pero si mostró diferencias significativas entre los tiempos de recolección,
registrando un máximo (P<0,05) al día 7 respecto del inicio (día 0) para ambos grupos
experimentales (B y B+A), y disminuyendo luego gradualmente hasta el final del ensayo
(Figura 27).
Figura 27. Valores medios obtenidos para la concentración de clorofila a presente en el
biofilm adherido a un sustrato artificial (tela de polietileno), durante un periodo de 30 días.
B (biofilm); B+A (biofilm + alimento balanceado).
En cambio, la concentración de clorofila a presente en el agua de cultivo mostró un
incremento gradual durante el transcurso del ensayo, haciéndose recién significativa la
diferencia con respecto al valor inicial hacia el final del mismo. Para el tratamiento en el
cual se agregó sustrato artificial sin biofilm (grupo A), la concentración de clorofila a en el
agua de cultivo fue significativamente menor durante la primera semana del ensayo,
aumentando gradualmente hasta alcanzar un valor próximo al de los grupos con biofilm
hacia el día 15, al cabo del cual se renovó el agua de los acuarios de cultivo, retomando en
0 7 15 21 30
Días
Clo
rofil
a (u
g/cm
2 )
0
2
4
6
8
10
12BB+A
Clo
rofil
a a
(µg/
cm2 )
142
consecuencia un valor cercano al inicial (Figura 28). Sin embargo, cabe destacar que los
valores registrados en todos los casos estuvieron muy por debajo de los obtenidos para el
biofilm adherido al sustrato artificial (arriba mencionado).
Figura 28. Valores medios obtenidos para la concentración de clorofila a presente en el
agua de cultivo, durante un periodo de 30 días. B (biofilm); B+A (biofilm + alimento
balanceado); A (alimento balanceado, sin biofilm).
En cuanto a la composición de microorganismos presentes en el biofilm adherido al
sustrato artificial, si bien no se realizó un análisis cuantitativo para determinar su
abundancia, durante las dos primeras semanas se observaron solamente chlorophytas
(principalmente Oedogonium sp., perteneciente a la clase Chlorophyceae), xanthophytas
(exclusivamente Characiopsis sp., perteneciente a la clase Xanthophyceae), diatomeas
pennadas, cianobacterias filamentosas y agrupadas (estas últimas en menor grado), algunos
flagelados y bacterias. A partir del día 15 comenzaron a observarse ciliados (pertenecientes
Días
0 15 30
Clo
rofil
a en
agu
a (u
g/m
l)
0,00
0,02
0,04
0,06
0,08
0,10
0,12
0,14
0,16
0,18BB+AA
Clo
rofil
a a
(µg/
L)
143
principalmente al grupo vorticellidos), nematodes, rotíferos y unos pocos gastrotricos
(Figura 29).
El análisis del contenido estomacal mostró que los juveniles tempranos consumen
el biofilm adherido al sustrato artificial, observando chlorophytas (Oedogonium sp.),
xanthophytas (Characiopsis sp.), diatomeas pennadas, cianobacterias filamentosas,
ciliados (principalmente vorticellidos) y en algunos casos rotíferos (Figura 28). Todos los
ítems observados en el contenido estomacal de los juveniles se correspondieron con la
composición de microorganismos presentes en el biofilm adherido al sustrato artificial de
ambos tratamientos (B y B+A), a excepción de los nematodes, que no fueron encontrados
en ningún estómago observado. En el caso particular del grupo A (sin biofilm), el
contenido estomacal de algunos juveniles reveló la presencia de unos pocos ejemplares de
clorophytas (Oedogonium sp.) y xanthophytas (Characiopsis sp.). En ningún caso se
observó ningún otro ítem registrado para el biofilm, como ser diatomeas, cianobacterias,
protistas ó animales invertebrados. Por otro lado, durante la disección de los juveniles se
observó que aquellos animales que fueron mantenidos en presencia de biofilm (con o sin
alimento balanceado) exhibieron estómagos (e incluso intestinos) con una coloración verde
intensa producto del consumo del biofilm, a diferencia de los juveniles alimentados
únicamente con alimento balanceado cuyos estómagos presentaron una coloración marrón
característica del consumo de dicho alimento formulado (Figura 29).
144
Figura 29. A-I : microorganismos presentes en el biofilm adherido al sustrato artificial. J-M : microorganismos presentes en el contenido estomacal de juveniles tempranos alimentados con biofilm. A, D y H: cianobacterias filamentosas; B y L: rotífero; C y J: Characiopsis sp.; D y M: Oedogonium sp.; I y K: diatomeas; E: cianobacteria agregada; G, cialiado (vorticellido); F: nematode. N: estómagos de juveniles tempranos alimentados con biofilm (izquierda) o alimento balanceado (derecha).
N
A
D
B C
E F
G H I
J K L M
145
En lo que respecta a la calidad del agua de cultivo, cada parámetro analizado
exhibió una respuesta diferente, según se indica en la Figura 30. La temperatura fue similar
en todos los acuarios, fluctuando entre los 27,8 y 21,5 ºC con un valor medio de 24,27 +
2,50 ºC. El pH fue similar entre los tratamientos con presencia de biofilm (obteniendo una
media de 8,53 ± 0,18 para B+A, y de 8,34 ± 0,18 para B), mientras que para el tratamiento
sin biofilm (grupo A) fue significativamente menor (P<0,05) que en los otros dos
tratamientos (7,97 ± 0,09) durante todo el desarrollo del ensayo. Los acuarios con
presencia de biofilm exhibieron valores de oxígeno disuelto significativamente mayores
(P<0,05) que para aquellos sin biofilm, alcanzando un valor medio de 7,48 + 0,28 mg/l O2
para B+A, y de 7,19 + 0,24 mg/l O2 para B. Para este último tratamiento (sin biofilm) se
registró una disminución significativa de oxígeno disuelto durante la segunda semana del
ensayo, correspondiéndose con el incremento en las concentraciones de amonio y nitritos.
Luego de proceder al recambio del agua de cultivo de tales acuarios, se alcanzó un valor
cercano al inicial (6,87+ 0,07). Tanto la alcalinidad como la dureza del agua (Figuras 31)
mostraron valores similares entre los tratamientos con presencia de biofilm, observando un
patrón similar durante todo el ensayo (registrando un valor promedio para la alcalinidad de
21,00 + 1,13 mg/l HCO3 para B+A; y de 21,33 + 0,62 mg/l HCO3 para B; y para la dureza
del agua de 88,5 + 7,02 mg/l equivales de CaCO3 para B+A; y de 111 + 6,49 mg/l
equivales de CaCO3 para B). Durante la segunda semana el tratamiento sin biofilm (grupo
A) presentó valores significativamente mayores de alcalinidad (28,33 + 1,67 mg/l HCO3) y
dureza del agua (120 + 5 mg/l CaCO3), con respecto a los registrados para los tratamientos
con presencia de biofilm. Luego del recambio del agua de cultivo de los acuarios, se
alcanzaron nuevamente los valores iniciales (23,33+ 1,77 mg/l HCO3 y 95 + 2,89 mg/l
CaCO3, respectivamente), siendo similares a los obtenidos para los grupos con biofilm.
146
Figura 30. Valores registrados durante 30 días para la temperatura, pH y oxígeno disuelto del agua de cultivo en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de biofilm adherido a un sustrato artificial.
Días
Tem
pera
tura
(ºC
)
20
22
24
26
28
30BB+AA
Días
pH
7,0
7,5
8,0
8,5
9,0
9,5
Días
0 7 15 21 30
Oxí
geno
dis
uelto
(mg/
l)
5
6
7
8
9
147
Figura 31. Valores registrados durante 30 días para la alcalinidad y la dureza del agua de cultivo en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de biofilm adherido a un sustrato artificial.
Las concentraciones de amonio y nitritos en los acuarios con presencia de biofilm
(Figura 32) fueron bajas y se mantuvieron estables durante todo el ensayo, sin mostrar
variaciones significativas (P> 0,05) ni entre ambos tratamientos ni entre tiempos de
medición. En todos los casos, se obtuvieron valores por debajo del límite máximo aceptado
Días
0 7 15 21 30
Alc
alin
idad
(m
g/l H
CO
3)
10
15
20
25
30
35 BB+AA
Días
0 7 15 21 30
Dur
eza
(mg/
l CaC
O3)
60
80
100
120
140
148
para el cultivo, registrando un valor promedio para el amonio de 0,009 + 0,003 mg/l NH4+
para B+A; y de 0,006 + 0,003 mg/l NH4+ para B; y para los nitritos de 0,011 + 0,003 ppm
NO2 para B+A; y de 0,0073 + 0,0012 ppm NO2 para B.
En cambio, para los acuarios sin biofilm (Figura 32) las concentraciones de amonio
y nitritos mostraron un incremento significativo durante las dos primeras semanas,
alcanzando valores máximos de 0,61 + 0,08 mg/l NH4+ y 0,25 + 0,00 ppm NO2,
respectivamente, excediendo ampliamente en ambos casos el límite recomendable para el
cultivo de la especie (Jones, 1997; Boyd, 1982). Como se mencionó anteriormente, durante
la segunda semana de ensayo se produjo una mortalidad elevada en tales acuarios, por lo
cual se realizó un recambio total del agua de cultivo a fin de evitar una mayor mortandad
de los animales. Durante la tercera semana, posteriormente al recambio de agua, la
concentración de amonio alcanzó un valor próximo al inicial (0,011 + 0,04 mg/l NH4+),
pero durante la última semana del ensayo se detectó nuevamente un incremento
significativo en los niveles por encima del valor aceptado para el cultivo, siendo asimismo
significativamente mayor a los registrados para los tratamientos con biofilm. En cuanto a la
concentración de nitritos, a pesar del recambio de agua de los acuarios durante la segunda
semana del ensayo, se observó que si bien su valor disminuyó considerablemente durante
la tercera semana (0,065 + 0,05 ppm NO2), éste se mantuvo por encima del límite aceptado
para el cultivo, incrementándose aún más durante la última semana del ensayo, alcanzando
valores similares a los del día 15 (0,20 + 0,05 ppm NO2).
149
Figura 32. Valores registrados durante 30 días para la concentración de amonio y nitritos
del agua de cultivo en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de sustrato
artificial con biofilm.
Días
Nitr
itos
(ppm
NO
2)
0,00
0,05
0,10
0,15
0,20
0,25
0,30BB+AA
Días
0 7 15 21 30
Am
onio
(m
g/l)
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
150
Juveniles avanzados
Para los juveniles avanzados, si bien los valores registrados para la ganancia en
peso y la tasa específica de crecimiento (Figura 33) fueron mayores en los grupos que
recibieron alimento balanceado (A y B+A), las diferencias no resultaron significativas
(P>0,05) con respecto al grupo que sólo recibió biofilm (B). En cuanto a la supervivencia,
fue significativamente mayor en aquellos tratamientos con presencia de biofilm adherido al
sustrato artificial (B y B+A), obteniendo en ambos casos valores elevados (Tabla 18).
Tabla 18. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia de juveniles
avanzados cultivados en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de sustrato
artificial con biofilm durante 30 días. Tratamiento Peso inicial Peso final Supervivencia (g) (g) (%) B 0,90±0,02 1,09±0,04 90,74±1,86
a
B+A 0,91±0,02 1,45±0,12 79,63±1,85 a
A 0,92±0,01 1,33±0,14 59,26±8,07 b Letras distintas (a, b) indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).
Por otro lado, el peso seco del biofilm adherido al sustrato artificial (Figura 34) no
mostró diferencias estadísticamente significativas (P>0,05) ni entre los tratamientos ni
entre tiempos de medición, manteniéndose constante durante el transcurso del ensayo.
151
Figura 33. Valores medios finales para la ganancia en peso y tasa específica de crecimiento (TEC) de juveniles avanzados mantenidos durante 30 días en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de biofilm adherido a un sustrato artificial. Las columnas representan la media y las barras verticales el error estándar.
Figura 34. Valores medios del peso seco del biofilm desarrollado en un sustrato artificial durante 30 días. B: biofilm; B+A: biofilm+alimento balanceado.
Días0 7 15 21 30
Pes
o se
co (
gr)
0,002
0,003
0,004
0,005
0,006
0,007
0,008
B+A B
B B+A A
Gan
anci
a en
pes
o (%
)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
B B+A A
SGR
(%/d
ía)
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4
1,6
1,8
2,0
TE
C (
%/d
ía)
B B+A A
152
La concentración de clorofila a, presente tanto en el biofilm adherido al sustrato
artificial como en el agua de cultivo no varió entre los tratamientos B y B+A, pero si
mostró diferencias significativas (P<0,01) entre los tiempos de recolección (Figura 35).
Para ambos tratamientos, se observó que la concentración de clorofila a presente en el
biofilm adherido al sustrato artificial disminuyó significativamente a partir del día 15,
manteniéndose luego constante hasta el final del ensayo. En cambio, la concentración de
clorofila a presente en el agua de cultivo registró un incremento significativo recién hacia
el final del ensayo. Para el tratamiento sin biofilm (grupo A), la concentración de clorofila
a en el agua de cultivo mostró valores cercanos a cero durante todo el transcurso del
ensayo, siendo en todos los casos significativamente menor (P<0,05) a los valores
registrados para los grupos con biofilm (Figura 35).
Figura 35. Valores medios obtenidos para la concentración de clorofila a presente en el biofilm adherido al sustrato artificial (arriba) y en el agua de cultivo (abajo), durante un periodo de 30 días.
Días0 15 30
Clo
rofil
a a
(ug
/l)
0,00
0,04
0,08
0,12
0,16
0,20
0,24 B+A B A
Días
Clo
rofil
a a
(u
g/c
m2 )
0
2
4
6
8
10
12
Clo
rofil
a a
(µg/
cm2 )
Clo
rofil
a a
(µg/
L)
153
En cuanto a la composición de microorganismos presentes en el biofilm adherido al
sustrato artificial, se observó el mismo patrón que para los juveniles tempranos, siendo
dominado durante las dos primeras semanas del ensayo por chlorophytas (principalmente
Oedogonium sp.), xanthophytas (exclusivamente Characiopsis sp.), diatomes pennadas,
cianobacterias filamentosas y agrupadas (estas últimas en menor grado), algunos
flagelados y bacterias. A partir del día 15 comenzaron a observarse ciliados (pertenecientes
principalmente al grupo vorticellidos), nematodes, rotíferos y unos pocos gastrotricos
(Figura 36).
El análisis del contenido estomacal de los juveniles avanzados reveló un consumo
activo no selectivo sobre el biofilm, al igual que para los juveniles tempranos. Se
observaron principalmente chlorophytas (Oedogonium sp.), xanthophytas (Characiopsis
sp.), diatomeas, cianobacterias filamentosas y ciliados (principalmente vorticellidos).
Asimismo, en el estómago de los juveniles avanzados se observaron ejemplares de
nematodes, que no habían sido encontrados en el estómago de los juveniles tempranos, y
una mayor cantidad de rotíferos que la observada para estos últimos (Figura 36). La
cantidad de rotíferos y nematodes encontrada varió entre los estómagos analizados,
registrándose hasta tres de cada uno de estos ítems por estómago (en algunos casos habían
sido consumidos enteros y en otros casos, porciones de éstos). Todos los ítems observados
en el contenido estomacal de los juveniles se correspondieron con la composición de
microorganismos presentes en el biofilm adherido al sustrato artificial de ambos
tratamientos (B y B+A). Para el grupo A (sin biofilm), el contenido estomacal de varios
juveniles presentó algunas clorophytas (Oedogonium sp.), xanthophytas (Characiopsis
sp.), diatomeas y cianobacterias filamentosas; sin embargo la presencia de estos ítems fue
154
escasa en relación a la cantidad observada en los juveniles provenientes de los tratamientos
con presencia de biofilm. En ningún caso se observaron protistas o invertebrados.
Figura 36. A-I : microorganismos presentes en el biofilm adherido al sustrato artificial. J-M : se muestran algunos de los microorganismos presentes en el contenido estomacal de los juveniles avanzados alimentados con biofilm. A y E: cianobacterias filamentosas; B y K: Characiopsis sp.; C y L: rotífero; D: cialiado (vorticellido); F: gastrotrico; G: cianobacteria agregada; H: diatomeas pennadas; I y K: Oedogonium sp.; J: nematode.
F
A B C
D E
G
F
I
J
H
K L
155
Para los parámetros físico-químicos del agua de cultivo (Figura 37), se observó que
la temperatura fue similar en todos los acuarios, fluctuando entre los 28,5 y 21,5 ºC con un
valor medio de 24,26 + 2,59 ºC. El pH mostró un patrón semejante para los tratamientos
con presencia de biofilm (obteniendo valores medios de 8,90 ± 0,18 para B+A, y de 8,74 ±
0,22 para B), mientras que el tratamiento sin biofilm exhibió valores significativamente
menores durante todo el desarrollo del ensayo (registrando una media de 7,44 ± 0,19).
Figura 37. Valores registrados para la temperatura y pH del agua de cultivo en acuarios con
presencia (B y B+A) o ausencia (A) de biofilm adherido a un sustrato artificial durante 30 días.
Días
0 7 15 21 30
Tem
pera
tura
(ºC
)
20
22
24
26
28
30
BB+AA
Días
pH
6,5
7,0
7,5
8,0
8,5
9,0
9,5
10,0
0 7 15 21 30
Días
156
En cuanto al oxígeno disuelto (Figura 38), los tratamientos con presencia de biofilm
exhibieron valores similares durante todo el ensayo, alcanzando valores mayores a 9 mg/l
O2 (obteniendo valores medios de 8,56 + 0,32 mg/l O2 para B+A, y de 8,03 + 0,33 mg/l O2
para B). En cambio, para el tratamiento sin biofilm se registraron, a partir de la primera
semana, valores significativamente menores que en los tratamientos con presencia de
biofilm, manteniéndose esta diferencia hasta el final del ensayo (registrando una media de
6,61 + 0,31 mg/l O2). Sin embargo, los valores registrados para el tratamiento sin biofilm
estuvieron dentro de los valores aceptados para el cultivo de la especie.
Figura 38. Valores registrados para el oxígeno disuelto del agua de cultivo en acuarios con
presencia (B y B+A) o ausencia (A) de biofilm adherido a un sustrato artificial durante 30
días.
La alcalinidad (Figura 39) mostró valores similares entre los diferentes
tratamientos, fluctuando entre los 15 y 21,5 mg/l HCO3 (con un valor medio de 16,33 +
0,62 mg/l HCO3 para B+A; de 17,00 + 0,63 mg/l HCO3 para B; y de 19,01 + 1,00 mg/l
Días
0 7 15 21 30
Oxí
geno
disu
elto
(mg/
l)
5
6
7
8
9
10
11
157
HCO3 para A). Por otro lado, la dureza del agua mostró un patrón similar en todos los
tratamientos durante el transcurso del ensayo, con un descenso significativo durante la
primera semana (alcanzando valores de 60,07 + 2,89 mg/l equivales de CaCO3 para B+A;
de 63,33 + 1,67 mg/l equivales de CaCO3 para B; y de 68,33 + 1,71 mg/l equivales de
CaCO3 para A). Estos valores se mantuvieron aproximadamente constantes hasta el final
del ensayo para cada tratamiento. Sin embargo, a partir del día 15 el grupo A (sin biofilm)
mostró un leve incremento, resultando significativo con respecto a los valores registrados
para los grupos con presencia de biofilm (alcanzando un valor de 70 mg/l equivales de
CaCO3), manteniéndose esta diferencia hasta el final del ensayo.
La concentración de amonio (Figura 40), mostró un incremento significativo
durante la primera semana de ensayo en el tratamiento sin biofilm (grupo A), alcanzando
un valor máximo de 0,89 + 0,16 mg/l NH4+, excediendo notoriamente el límite
recomendado para el cultivo. Si bien a la segunda semana se produjo un descenso
significativo, los valores continuaron siendo elevados de acuerdo a lo recomendado para el
cultivo de la especie. Durante la tercera semana, los niveles de amonio continuaron
disminuyendo, alcanzando un valor mínimo de 0,064 + 0,018 mg/l NH4+, mostrando
valores cercanos a los registrados para los tratamientos con biofilm (aunque las diferencias
fueron significativas). Sin embargo, durante la última semana del ensayo se detectó
nuevamente un incremento por encima del nivel aceptable. En estos acuarios también se
observó un constante incremento en la concentración de los nitritos, alcanzando el máximo
valor a los 15 días (0,25 ppm NO2), manteniéndose luego constante hasta el final del
ensayo; tales valores excedieron el límite aceptado para el cultivo. En contraste, las
concentraciones de amonio y nitritos en los acuarios con presencia de biofilm no mostraron
158
diferencias significativas ni entre tratamientos ni entre tiempos de medición, registrando
valores bajos y constantes durante todo el ensayo (exhibiendo valores promedios para el
amonio de 0,015 + 0,005 mg/l NH4+ para B+A; y de 0,005 + 0,003 mg/l NH4
+ para B; y
para los nitritos de 0,027 + 0,006 ppm NO2 para B+A; y de 0,0014 + 0,008 ppm NO2 para
B), encontrándose dentro del rango aceptable para el cultivo de la especie.
Figura 39. Valores registrados durante 30 días para la alcalinidad y la dureza del agua de
cultivo en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de biofilm adherido a un
sustrato artificial.
Días
Alc
alin
idad
(m
g/l
HC
O3)
0
5
10
15
20
25 B B+A A
Días
0 7 15 21 30
Dure
za (
mg
/l C
aC
O3)
40
50
60
70
80
90
100
110
159
Figura 40. Valores registrados durante 30 días para la concentración de amonio y nitritos
del agua de cultivo en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de biofilm
adherido a un sustrato artificial.
Días0 7 15 21 30
Nitr
itos
(pp
m N
O2)
0,00
0,05
0,10
0,15
0,20
0,25
0,30
Días
Am
on
io (
mg
/l)
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
1,1 BB+AA
160
DISCUSION
Evaluación de la fuente de alimento en el cultivo de juveniles tempranos de Cherax
quadricarinatus
Se sabe que los alimentos formulados producen excelentes resultados en el cultivo
de muchas especies de peces y crustáceos (Tacon, 1989; Aiken y Waddy, 1992; Anson y
Rouse, 1994; entre otros) y que resultan de vital importancia si se pretende trabajar con
sistemas intensivos de cultivo, en los cuales las exigencias de las altas densidades de
siembra no pueden ser suplidas exclusivamente mediante una fuente natural de alimento,
ya sea de origen animal o vegetal (Tacon, 1989). Sin embargo, el alto costo de inversión
que implica este tipo de dieta condujo al planeamiento de estrategias alternativas y/o
complementarias de alimentación, a fin de minimizar los gastos de producción sin alterar el
rendimiento final del cultivo. Por tanto, el propósito de incluir macrófitas o un
monocultivo de zooplancton vivo al cultivo de juveniles de C. quadricarinatus fue
conseguir una dieta capaz de producir un buen desarrollo de los animales en comparación
al obtenido con el alimento formulado de alta calidad, y al mismo tiempo abaratar los
costos de elaboración y producción. Es importante destacar que aún no se ha logrado en
nuestro país un cultivo intensivo de C. quadricarinatus, como sí se ha realizado en otros
países del mundo como México, Cuba, Ecuador, Israel y Australia. Actualmente la cría de
langostas en Argentina se lleva a cabo bajo un sistema de cultivo semi-intensivo o
extensivo, según se trate de medianos o pequeños productores. Por lo tanto, la utilización
de una dieta natural, ya sea como fuente principal de alimento o como suplemento del
161
alimento balanceado, puede adecuarse favorablemente al sistema de producción actual de
C. quadricarinatus en nuestro país.
De los resultados obtenidos en el presente trabajo se desprende que la utilización de
una dieta viva en base a nauplius de Artemia sp., ya sea como única fuente de alimentación
o como suplemento de un alimento formulado (TetraColor®), produce un crecimiento y
una supervivencia de los juveniles tempranos de C. quadricarinatus similar al obtenido
con solamente el alimento formulado arriba mencionado; mientras que la inclusión de
Elodea sp. como dieta única de origen vegetal, no evidenció beneficios para el cultivo.
Aunque con esta última dieta el crecimiento fue similar al obtenido con las otras dos dietas
(Artemia y alimento formulado), la supervivencia final fue significativamente menor,
alcanzando un valor de tan sólo el 10 %. Sin embargo, cuando dicha planta acuática se
adicionó conjuntamente con Artemia o con alimento formulado, se obtuvieron valores de
supervivencia similares a los obtenidos con estas últimas dos dietas, puras o combinadas
entre sí. En todos los casos, la mayor supervivencia se obtuvo en presencia de Artemia
(siendo del 67 % cuando se agregó como única fuente de alimentación, y del 60 % y 53 %
cuando se incorporó en combinación con formulado y Elodea, respectivamente), aunque
los valores no difirieron significativamente con los registrados para el alimento formulado
(que fueron del 47 % y 40 % cuando se lo adicionó sólo o con Elodea, respectivamente).
Para el caso particular del grupo ayunado, se observó un patrón similar al obtenido con la
planta acuática.
162
Estos resultados concuerdan con los obtenidos en varios estudios, en los cuales se
demostró que la incorporación de Artemia como alimento principal o como complemento
de una dieta balanceada, resultó beneficiosa para el cultivo de varias especies de
crustáceos, contribuyendo a un incremento tanto en el crecimiento como en la
supervivencia de los animales (Brown et al., 1992; Nyström, 1994; Jones, 1995; Masser y
Rouse, 1997; Verhoef et al., 1998; Gallo-García et al., 2006; Séaz-Royuela et al., 2007;
González et al., 2008; entre otros). En lo que respecta a la importancia de la utilización de
vegetación acuática en el cultivo de crustáceos se han registrado diversos efectos. Por un
lado, observaciones realizadas en los tanques de cría de diversos criaderos de langostas,
sugieren que los juveniles de C. quadricarinatus utilizan la vegetación acuática como
refugio para evitar la predación, siendo muy utilizadas las plantas flotantes libres, tales
como los comúnmente conocidos camalotes (Eichhornia crassipes) o las lechugas de agua
(Pistia stratiodes). Por otro lado, algunos estudios han documentado bajas tasas de
crecimiento en los sistemas de cultivo cuando se utilizó vegetación como fuente de
alimento principal, en comparación con dietas más nutritivas (Garces y Avault, 1985; De la
Bretonne y Romaire, 1989; Avault y Brunson, 1990). Otros autores, sin embargo,
reportaron beneficios nutricionales en el cultivo de varios crustáceos con el suplemento de
material vegetal en una dieta de alimento balanceado (Huner, 1984; Hessen y Skurdal,
1986; Harpaz y Schmalbach, 1986; Celada et al., 1989). Otros trabajos mostraron que la
inclusión de macrófitas en los sistemas de cultivo no aportaba ventajas sobre la nutrición
de los organismos cultivados, pero si sobre la calidad del agua del cultivo, ya que las
plantas acuáticas tienen la capacidad de mantener las propiedades químicas del agua
actuando como filtros biológicos (Anon, 1984; Corpron y Armstrong, 1983; Jones, 1995;
entre otros). Según Gallo-García et al. (2006), los juveniles de C. quadricarinatus cercanos
al gramo de peso corporal tienen un buen desempeño cuando son alimentados con alimento
163
vivo, pero debido a la descomposición de la Artemia, que no sobrevive al agua dulce por
mucho tiempo, continuamente existe el riesgo de afectar negativamente la calidad del agua
y desencadenar así enfermedades si no se proporciona un manejo adecuado, especialmente
si se trabaja en sistemas cerrados sin recirculación de agua. Para ello, este autor sostiene
como conveniente la incorporación al cultivo de plantas acuáticas, a fin de controlar la
calidad del agua evitando así pérdidas en la producción.
Estas observaciones coinciden con los resultados del presente estudio, en el cual si
bien la administración de Elodea como único alimento no produjo mejoras en el
desempeño de los organismos cultivados, cuando fue incorporada como complemento de
una dieta más nutritiva (como Artemia o alimento formulado) ni la supervivencia ni el
crecimiento resultaron afectados. Resumiendo, no sería recomendable el empleo de
macrófitas como alternativa dietaria para el cultivo, a menos que se las incorpore como
suplemento con la finalidad principal de mantener la calidad del agua, mejorando de esta
manera la producción. Si bien en el presente trabajo el agua de cultivo era renovada con
cierta periodicidad, minimizando de esta manera la alteración de su calidad en los acuarios
de cultivo, es esperable que en condiciones más estáticas de manejo del agua (como sería
el caso de un criadero), la presencia de material vegetal resulte incluso más beneficiosa
para el cultivo, en comparación con el sistema experimental de acuarios, mejorando
indirectamente el crecimiento y sobrevida de los organismos cultivados mediante la
conservación de las propiedades físico-químicas del agua.
En cuanto a las diferencias obtenidas en el crecimiento y supervivencia de los
juveniles tempranos, los resultados obtenidos podrían estar asociados a variaciones
164
nutricionales entre los tres tipos de dietas ensayadas. De acuerdo con el manual de
capacitación de la FAO (Tacon, 1989), la composición nutritiva promedio (considerada
como % de peso sobre base seca de alimento) de la Elodea canadensis es de 18 % de
proteína, 2,9 % de lípidos, 14,7 % de fibra, 19,7 % de cenizas, entre otros compuestos;
mientras que para los nauplius de Artemia recién eclosionados la composición promedio es
de 52,2 % de proteína, 18,9 % de lípidos, 14,8 % de fibra, 9,7 % de cenizas, entre otros.
Por otro lado, el alimento formulado (TetraColor®) presenta la siguiente composición: 50,4
% de proteína, 4,8 % de lípidos, 26,3 % de fibra, 9,3 % de cenizas, entre otros compuestos
(Chaulet et al. 2008). Como se mencionó anteriormente, la bibliografía existente indica
que los juveniles de C. quadricarinatus requieren un porcentaje mínimo del 35 % de
proteínas en la composición de la dieta para conseguir niveles adecuados de crecimiento y
sobrevida (Morrissy, 1989; Villarreal-Colmenares 1989, 1996; Keefe y Rouse, 1999;
Córtes-Jacinto et al., 2003; Muzinic et al. 2004; Campaña-Torres et al. 2003, 2005, 2006;
Álvarez et al. 2007; Gutiérrez y Rodríguez, 2010). De acuerdo con estas consideraciones,
la elevada tasa de mortalidad obtenida en el presente trabajo para los juveniles alimentados
exclusivamente con Elodea sp. probablemente se deba al estrés causado por un déficit
nutricional, principalmente en proteínas. Es importante remarcar que no se registró
mortalidad debido a inanición o desnutrición de los juveniles, sino que el efecto negativo
proporcionado por la dieta derivó tempranamente en un incremento en la tasa de
canibalismo. De esta manera, los juveniles más “aptos” obtuvieron el suplemento
nutricional necesario para crecer y sobrevivir a las exigencias del medio a partir de los
vecinos con los que cohabitaban, resultando estos últimos una fuente valiosa de nutrientes.
Estudios realizados con juveniles de Macrobrachium rosenbergii (Ling y Merican, 1961) y
Cherax quadricarinatus (Barki et al., 1997) confirmaron que el canibalismo se
165
incrementaba con la escasez o depravación de alimento, resultando en bajas tasas globales
de supervivencia.
Tanto en los acuarios en los que se administró Elodea como único alimento, así
como en el grupo ayunado, se observó un elevado nivel de agresividad entre los juveniles
durante el transcurso del ensayo, observándose en reiteradas oportunidades una predación
activa sobre los individuos más pequeños o más débiles, e incluso sobre restos de animales
depositados en el fondo del acuario. En ambos tratamientos mencionados, el número de
juveniles desaparecidos en los acuarios de cultivo se hizo evidente luego de la primera
semana del inicio del experimento. Varios estudios realizados con la langosta Orconectes
virilis mostraron que la deprivación de alimento condujo a un aumento en la locomoción y
agresión entre los animales, durante la primera semana del ensayo (Hazlett et al., 1975),
mientras que en O. rusticus la administración del alimento preferido redujo la actividad
agresiva, en comparación con un alimento menos preferido (Capelli y Hamilton, 1984).
Asimismo, Wolcott y Wolcott (1984) reportaron un incremento en el canibalismo de
adultos sobre juveniles co-específicos del cangrejo Gecarcinus lateralis, cuando se los
alimentó con una dieta pobre en proteínas. Por lo cual, en el presente trabajo el
canibalismo provocó que unos pocos juveniles sobrevivan al periodo experimental,
alcanzando un peso medio final similar al obtenido para las dietas con Artemia y con
alimento formulado. Por consiguiente, los resultados finales obtenidos para los índices de
crecimiento en los acuarios, tanto donde se ayunó a los animales como en los que se
administró Elodea sp. como única fuente de alimentación, no se debieron al aporte
nutricional de la dieta en sí (en particular para este último caso) sino al suplemento
166
altamente nutritivo que representó la carne de los juveniles co-específicos, sobreestimando
en consecuencia el efecto de la dieta suministrada en el crecimiento final de los juveniles.
A fin de evaluar el efecto de la Elodea como principal fuente de alimento sobre el
crecimiento de los juveniles, eliminado el efecto del canibalismo, sería necesario recurrir a
un diseño de cultivo individual en lugar del cultivo grupal utilizado en el presente trabajo
de investigación. De esta manera el crecimiento de los animales sería una consecuencia
directa de la dieta suministrada. No obstante, es importante destacar que en la presente
Tesis se consideró al cultivo grupal como la única condición experimental que mejor
representa y se aproxima a las condiciones reales del cultivo en criadero.
En conclusión, los resultados del presente experimento indican que es posible
conseguir un buen crecimiento y supervivencia de juveniles tempranos de C.
quadricarinatus, mediante una dieta con alto contenido proteico que supla los
requerimientos nutricionales de los organismos, y que al mismo tiempo reduzca el
canibalismo y en consecuencia aumente la supervivencia. Los resultados demostraron que
utilizando nauplius de Artemia vivos de elevada calidad nutricional se obtienen resultados
similares en cuanto al crecimiento y sobrevida de los juveniles que los conseguidos con
una dieta comercial balanceada, que si bien es de alta calidad representa un elevado costo
de inversión. De esta manera, queda demostrado que el empleo de una dieta natural en base
a nauplius de Artemia supliría satisfactoriamente los requerimientos nutricionales de los
juveniles tempranos (fase de hatchery en criadero), optimizando al mismo tiempo los
gastos de producción. Sin embargo, queda a criterio de los productores la implementación
de este tipo de alimento en el cultivo a gran escala, ya que si bien el mismo resultaría en
167
una disminución en los costos de inversión, se requiere de la presencia de instalaciones
adecuadas y de la disponibilidad de mano de obra capacitada para el desarrollo de una
producción masiva diaria de nauplius de Artemia. Por tanto, desde este punto de vista la
relación costo-beneficio deberá ser evaluada a criterio de cada acuicultor, en particular de
acuerdo con sus propias perspectivas de producción.
Evaluación del uso de biofilm como fuente de alimentación y control de la calidad del
agua del cultivo de juveniles tempranos y avanzados bajo condiciones de laboratorio
Del presente estudio queda demostrado que el biofilm adherido a un sustrato
artificial, en este caso tela de polietileno, claramente ofrece un considerable potencial para
la producción tanto de juveniles tempranos como avanzados de la langosta C.
quadricarinatus. Para los juveniles avanzados, la incorporación de biofilm al cultivo como
única fuente de alimentación produjo un crecimiento similar al que ocasionó el alimento
balanceado de elevado costo (TetraColor®), pudiendo en consecuencia considerarse al
biofilm como un posible sustituto de dicho alimento, en pos de reducir los costos de
producción. Por el contrario, la incorporación de biofilm al cultivo de juveniles tempranos,
como única fuente de alimento, redujo significativamente el crecimiento en comparación
con el alimento balanceado. Sin embargo, mostró beneficios al cultivo cuando fue
incorporado como complemento del alimento balanceado. De hecho, la supervivencia de
los juveniles en ambas fases de crecimiento resultó potenciada por la presencia del biofilm
en los acuarios de cultivo; mientras que los juveniles alimentados solamente con alimento
balanceado exhibieron una elevada tasa de mortalidad, principalmente los juveniles
tempranos.
168
Jones et al. (2002) evaluó el uso del biofilm en la producción de juveniles
tempranos (peso medio inicial de 48,3 mg) de la langosta Cherax destructor durante un
periodo de 48 días, observando que los animales alimentados solamente con biofilm
presentaron un crecimiento significativamente menor que aquellos juveniles que fueron
alimentados con alimento balanceado (pellets). Pero cuando el biofilm fue incorporado
junto con el pelleteado el crecimiento resultó significativamente mayor que aquellos
tratados solamente con pellets. Asimismo, observó una supervivencia menor en los
tratamientos que recibieron alimento balanceado respecto de aquellos que recibieron
biofilm, demostrando que la utilización de un sustrato artificial condicionado (biofilm)
resultó beneficiosa para el cultivo intensivo de juveniles de C. destructor, llevado a cabo
en pequeños tanques de cultivo bajo techo. Si bien este trabajo es el único reporte
publicado sobre el uso de biofilm para el género Cherax, existe un número considerable de
estudios realizados en varias especies de camarones, evaluando el potencial uso del biofilm
en diferentes estadios ontogénicos y bajo diversas condiciones de cultivo. Bratvold y
Browdy (2001) reportaron un aumento significativo en el peso, supervivencia y producción
final de los juveniles de Litopenaeus vannamei cuando se utilizó sustrato artificial con
biofilm en condiciones de cultivo intensivo. Asimismo, Moss y Moss (2004) reportaron
que las post-larvas de L. vannamei crecidas en tanques con biofilm alcanzaron un peso
significativamente mayor que el control sin sustrato artificial. Stuart et al. (2006) obtuvo
mejoras significativas en el crecimiento y en la sobrevida de juveniles del camarón
Penaeus monodon, cuando se adicionó biofilm al cultivo. Un estudio realizado con post-
larvas de Penaeus esculentus evidenció varios de los beneficios de un sustrato que
proporcione al cultivo una fuente de alimento adicional, mostrando además que las post-
larvas criadas a altas densidades pueden adquirir un considerable aporte nutricional a partir
del biofilm desarrollado en el sustrato artificial (Burford et al., 2004). Otros trabajos
169
demostraron que la presencia de un sustrato condicionado contribuyó a un incrementó en la
producción del cultivo del camarón de agua dulce Macrobrachium rosenbergii (Tidwell et
al., 1998, 1999, 2003). Ballester et al. (2003, 2007) indicaron que el biofilm desarrollado
sobre un sustrato artificial resultó una fuente adicional de alimento, produciendo mejoras
significativas en la sobrevida, crecimiento y biomasa total de post-larvas (20 mg de peso
corporal) del camarón Farfantepenaeus paulensis. De acuerdo con Thompson et al. (2002),
la presencia de biofilm en los tanques de cultivo también incrementó la producción de
juveniles de F. paulensis de un gramo de peso corporal. Estos resultados coinciden con
estudios realizados en el camarón Penaeus vannamei (Bartlett et al., 1993; Moss et al.,
1992) y otros camarones peneidos (Stoner y Zimmerman, 1988), demostrando la
importancia del biofilm en la alimentación de los camarones cultivados.
Thompson et al. (2002) indicó que, de acuerdo con el contenido estomacal de los
juveniles de F. paulensis, este camarón consume activamente el biofilm aunque de forma
no selectiva. En el presente trabajo con juveniles de C. quadricarinatus también se observó
un activo consumo de los microorganismos que conformaban el biofilm adherido al
sustrato artificial, proporcionado por telas de polietileno dispuestas verticalmente en los
acuarios de cultivo. Durante el transcurso del ensayo se observó a los juveniles, tanto
tempranos como avanzados, trepados a dichas telas ramoneando activamente sobre el
biofilm. Ballester et al. (2007) también observaron que las post-larvas del camarón F.
paulensis ocupaban los sustratos verticales colocados en los tanques de cultivo,
consumiendo el biofilm desarrollado sobre los mismos. Soares (2004) sugirió que las post-
larvas y juveniles de F. paulensis consumen, en su ambiente natural, una cierta cantidad de
material vegetal a fin de ingerir una variedad de microorganismos que conforman la
comunidad perifítica adherida a la superficie de macroalgas y plantas superiores. Loya-
170
Javellana et al. (1994) estudiaron la ontogenia del estómago de C. quadricarinatus y,
basándose en la dentición del molinillo gástrico, concluyeron que los juveniles de pequeño
tamaño (<15 mm de largo total) se encuentran morfológicamente equipados para
alimentarse de detritos y zooplancton. Sin embargo, en un estudio previo realizado sobre la
misma especie, Loya-Javellana et al. (1993), encontraron que los juveniles pertenecientes
al estadio 1 (peso corporal menor a 15 mg) mostraban una preferencia alimentaria por los
detritos, frente al zooplancton. Trabajos realizados con C. destructor mostraron que esta
especie consume un amplio rango de ítems, tales como material vegetal, animales y
detritos, dependiendo del estadio del desarrollo y de la disponibilidad en la que se
encuentre cada ítem en el ambiente (Goddard, 1988; Mitchell et al., 1995). Del análisis del
contenido estomacal realizado en el presente estudio, se observó que los juveniles
tempranos consumieron principalmente chlorophytas, xanthophytas, diatomeas,
cianobacterias filamentosas, ciliados; solamente en los estómagos correspondientes a los
juveniles tempranos de mayor tamaño se encontraron además rotíferos. Sin embargo, en
ningún ejemplar analizado se observaron nematodes en el contenido estomacal. En cambio,
en los juveniles avanzados se observaron, además de los ítems recién mencionados, varios
ejemplares de nematodes y una mayor cantidad de rotíferos que la observada en el
contenido estomacal de los juveniles tempranos. La ausencia de zooplancton de mayor
tamaño (rotíferos y nematodos) en el contenido estomacal de los juveniles tempranos,
podría deberse a que las piezas bucales de estos animales no estarían aún lo
suficientemente desarrolladas para poder ingerir tales microorganismos. Abreu et al.
(1998) determinaron que los microorganismos que componen el biofilm presentan en su
composición una importante proporción de ácidos grasos poliinsaturados, esteroides y
aminoácidos, actuando como una fuente de nutrientes esenciales para las larvas y juveniles
del camarón F. paulensis. Acorde a O´Brien (1994), el valor energético de las diatomeas es
171
similar al de los copépodos y poliquetos. Sargent (1976) mostró que las diatomeas
bentónicas, pueden proveer ácidos grasos esenciales a la dieta de los predadores, y además
que su bajo contenido en fibra las hace fácilmente digeribles para los camarones (Phillips,
1984). Burford et al. (2004) evaluó la contribución del biofilm a la dieta de los juveniles
del camarón P. esculentus mediante la utilización de isótopos estables, observando que el
carbono y el nitrógeno provenientes del biofilm fueron asimilados por los juveniles,
contribuyendo sustancialmente (39 – 53 %) a los requerimientos nutricionales de los
mismos, demostrando así los beneficios de proveer un sustrato artificial condicionado a los
camarones peneidos durante el cultivo intensivo.
Por otro lado, la presencia de protozoos y nematodos en el biofilm resulta una
importante fuente nutricional para los animales cultivados, debido a su elevado valor
proteico. Además, estos microorganismos poseen la capacidad de sintetizar largas cadenas
de ácidos grasos insaturados, lo cual enriquece la calidad de agregados microbianos tales
como el biofilm (Zhukova y Kharlamenko, 1999). Avnimelech (2000) determinó que la
presencia de microorganismos en los tanques de cultivo aumenta la eficiencia de
conversión proteica del 20 – 25 % a un 45 % aproximadamente, debido a que tales
microorganismos convierten el nitrógeno inorgánico presente en el agua, incorporándolo
como proteína microbiana que es ingerida por los organismos cultivados; pudiendo
reemplazar al alimento balanceado y economizando de esta manera el cultivo. De acuerdo
con esto, podría ocurrir que al no ingerir los juveniles tempranos ítems tales como rotíferos
o nematodos, su crecimiento haya sido menor en comparación con los juveniles que fueron
alimentados con alimento balanceado de alta calidad (TetraColor®). En cambio, los
juveniles avanzados que consumieron la gran variedad de ítems presentes en el biofilm
(incluyendo una cantidad considerable de rotíferos y nematodes), sí mostraron un
172
crecimiento similar a aquellos a los que se les suministró una ración de alimento
balanceado, demostrando que el aporte proteínico procedente del biofilm cubrió las
necesidades nutricionales básicas de estos juveniles. Estudios ulteriores deberán ser
llevados a cabo a fin de estudiar con mayor profundidad el aporte nutricional del biofilm a
la dieta de los juveniles tempranos, determinando si existe efectivamente un efecto de las
piezas bucales que imposibilita a los juveniles de pequeño tamaño consumir sobre ciertos
microorganismos del biofilm, tales como rotíferos y nematodos, que representan una
importante fuente nutritiva para su crecimiento.
Así como el biofilm puede contribuir a la alimentación de los animales cultivables a
través de la ingesta de los microorganismos que lo componen, también puede colaborar
positivamente en la mantención de la calidad del agua, ya que las bacterias y microalgas
presentes en el biofilm son capaces de aprovechar los compuestos tóxicos como el amonio
excretado por los animales, y transformarlo en biomasa que posteriormente puede ser
consumida por los mismos animales en cultivo (Conover, 1982; Azam et al., 1983;
Ramesh et al., 1999; Azim et al., 2001; Bratvold y Browdy, 2001; entre otros). De acuerdo
con lo establecido por estos autores, el presente trabajo ha demostrado que además de
mejorar la supervivencia y/o el crecimiento de los juveniles, la presencia del biofilm
produjo mejoras en la calidad del agua de cultivo de los juveniles de C. quadricarinatus,
en ambos estadios considerados. Los resultados obtenidos indicaron que en los acuarios de
cultivo con presencia de biofilm, las concentraciones de amonio y nitritos se mantuvieron
bajas y estables a lo largo del ensayo, mientras que los acuarios que recibieron alimento
balanceado en ausencia de biofilm, sufrieron un incremento significativo de estas mismas
variables durante las primeras semanas del experimento, excediendo el límite aceptado
para el cultivo. El aumento en los valores de los compuestos nitrogenados resultó en una
173
elevada mortalidad de los juveniles, principalmente tempranos, durante el transcurso de la
segunda semana, debiendo recurrirse forzosamente a una renovación del agua y limpieza
de los acuarios de cultivo para evitar una mayor mortalidad.
Thompson et al. (2002) demostraron que el biofilm formado en las paredes de los
tanques de cultivo de juveniles de F. paulensis tuvo la capacidad de reducir la
concentración de amonio y fósforo, reduciendo el riesgo de eutrofización de los cuerpos de
aguas naturales que reciben los efluentes del cultivo. De acuerdo con estos autores, el
mantenimiento del amonio en bajas concentraciones estuvo directamente relacionado al
incremento en la concentración de clorofila a del biofilm adherido al sustrato artificial,
observándose que el máximo descenso de amonio en agua ocurrió cuando la concentración
de clorofila a alcanzó su máximo valor (5 µg / cm2), indicando un biofilm “maduro”.
Asimismo, observaron que tal incremento en la concentración de clorofila a se
correspondió con un pico en la concentración de las diatomeas pennadas y cianobacterias
filamentosas que conformaron el biofilm, las cuales utilizan junto con las bacterias
nitrificantes el amonio del agua para producir nueva biomasa, la cual estará disponible para
las post-larvas de camarón contribuyendo de esta manera a su crecimiento. Otros autores
también demostraron los beneficios del biofilm para el mantenimiento de la calidad del
agua de cultivo, principalmente en relación a la disminución en la concentración de amonio
disuelto (Umesh et al., 1999; Ballester et al., 2003, 2004; Wasielesky et al., 2006, entre
otros), debiéndose principalmente este efecto a la acción de las bacterias nitrificantes y
microalgas que lo conforman (Langis et al., 1988; Ramesh et al., 1999).
Los resultados obtenidos en el presente trabajo, realizado con juveniles de C.
quadricarinatus, concuerdan con lo establecido por los autores arriba mencionados. Por un
174
lado, durante todo el ensayo con juveniles tempranos la concentración de clorofila a
presente en el biofilm adherido al sustrato artificial mostró valores por encima de los 5 µg /
cm2. Mientras que los niveles de amonio y nitritos se mantuvieron bajos y estables durante
todo el ensayo, mostrando una correspondencia inversa con los elevados valores
registrados para la concentración de clorofila a. En el caso del ensayo con juveniles
avanzados, la concentración de clorofila a presente en el biofilm disminuyó
significativamente a partir de la segunda semana, respecto del valor inicial, manteniéndose
posteriormente estable hasta el final del ensayo, registrando valores medios de 4,06 ± 0,56
µg / cm2 para los acuarios con presencia de biofilm y alimento, y de 3,61 ± 0,47 µg / cm2
para los acuarios con la sola presencia de biofilm. Sin embargo, tales valores resultaron
suficientes para mantener las concentraciones de amonio y nitritos bajas y estables hasta el
final del ensayo. En ningún momento se detectó un incremento en los niveles de dichos
parámetros, siendo éstos al cabo del ensayo similares a los registrados durante las dos
primeras semanas del ensayo.
Por otro lado, el peso seco del biofilm (utilizado como un indicador indirecto de la
madurez del biofilm) mostró valores estables durante todo el ensayo, para ambos estadios
de juveniles considerados, contribuyendo a los resultados obtenidos. Por otro lado, si bien
no se realizó un análisis cuantitativo para determinar la abundancia, de los principales
microorganismos presentes en el biofilm adherido al sustrato artificial, se observó que
durante las dos primeras semanas estuvo dominado por chlorophytas (principalmente
Oedogonium sp.), xanthophytas (exclusivamente Characiopsis sp.), diatomeas pennadas,
cianobacterias (filamentosas y agrupadas) y bacterias, que contribuyeron a la disminución
de los compuestos nitrogenados. Recién a partir de la segunda semana comenzó a
observarse ejemplares que conforman el zooplancton, como: ciliados, nematodes, rotíferos
175
y algunos gastrotricos, pudieron todos estos ítems contribuir a una disminución en la
concentración de clorofila a debido al pastoreo sobre los microorganismos fotosintéticos
constituyentes del fitoplancton (diatomeas, cianobactrerias, clorophitas, entre otros) que
conforman el biofilm.
El hecho de que el biofilm efectivamente absorbe y transforma el amonio presente
en la columna de agua posee una clara relevancia para la salud de los animales cultivados.
Esto queda demostrado en el presente estudio, ya que los juveniles (sobre todo los
tempranos) que recibieron alimento balanceado como única fuente, en ausencia de biofilm,
mostraron una elevada mortalidad durante la segunda semana del ensayo, que se
correspondió con un incremento significativo en los niveles de amonio y nitritos. Otros
autores han reportado que las elevadas concentraciones de amonio y nitrito en el agua de
cultivo pueden resultar letales o inhibir el crecimiento de los juveniles de camarones
peneidos (Wasielesky et al., 1994; Ostrensky y Wasielesky, 1995; Cavalli et al., 1996;
Miranda Fo, 1997; Thompson et al., 2002).
En cuanto al resto de los parámetros de calidad de agua, se observó que tanto el pH
como la concentración de oxígeno disuelto en los acuarios que no presentaron biofilm,
exhibieron a lo largo del ensayo valores significativamente menores que los registrados
para los acuarios que contaron con la presencia de biofilm. Sin embargo, estos dos
parámetros, al igual que el resto de los parámetros medidos en todos los tratamientos (a
excepción del amonio y nitritos) mostraron valores estables y ubicados dentro de los
límites establecidos como no nocivos para el cultivo de la especie (Boyd, 1982; Hutchings
y Villareal-Colmenares 1996; Jones 1997; Masser y Rouse 1997; Barki et al., 2001; Meade
et al., 2002; Naranjo-Páramo et al., 2004).
176
En conclusión, de los resultados obtenidos en el presente estudio quedan claramente
evidenciados los beneficios en la utilización del biofilm en el cultivo de los primeros
estadios de vida de la langosta C. quadricarinatus, contribuyendo al crecimiento y
supervivencia de los juveniles, y al mantenimiento de la calidad del agua.
177
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178
En el presente trabajo se ensayaron diversas condiciones ambientales, tales como
diferentes tipos de sustrato, refugio y fuentes de alimentación (siendo un ítem especial el
biofilm como sistema alternativo) sobre el crecimiento y la supervivencia de los juveniles
de la langosta de agua dulce C. quadricarinatus, con el objetivo de optimizar su cultivo.
De los resultados obtenidos en los experimentos realizados se resume y concluye lo
siguiente:
Los juveniles tempranos de C. quadricarinatus han demostrado ser los más
vulnerables a las condiciones ambientales, en términos de crecimiento y sobrevida. Tales
juveniles corresponden a la fase de hatchery de un criadero, donde la mayor mortalidad se
registra habitualmente durante las primeras semanas de vida. Por el contrario, los juveniles
avanzados, correspondientes a la fase de nursery (o pre-engorde) mostraron un crecimiento
aceptable y una elevada supervivencia (80 % o mayor), en todos los experimentos
realizados.
El tipo de sustrato fue un factor que afectó de manera significativa el
crecimiento y la supervivencia de los juveniles tempranos, siendo las piedras el más
favorable de todos los sustratos ensayados. Por otro lado, los juveniles (tanto tempraos
como avanzados) exhibieron una marcada preferencia por las piedras respecto del resto de
los sustratos, confirmando que su utilización en el cultivo garantizaría su aceptación por
parte de los animales.
En cuanto a los refugios ensayados, en un refugio vertical (diseño en “torre”),
la supervivencia y el crecimiento de los juveniles tempranos resultaron significativamente
favorecidos respecto a los refugios comúnmente utilizados en el cultivo (tubos de PVC).
179
La combinación de piedras como sustrato y refugios verticales en forma de
“torre” (factores que, individualmente ensayados, habían dado buenos resultados para el
desarrollo de los juveniles), potenciaron el crecimiento y la sobrevida de los juveniles
tempranos, alcanzando una supervivencia final del 81,25 %, muy superior al porcentaje
habitualmente registrado en criaderos.
Se concluye entonces que tanto el sustrato como el refugio son factores clave
para el cultivo de los primeros estadios del ciclo de vida de C. quadricarinatus,
aumentando tanto la supervivencia como el crecimiento de los juveniles e incrementando
en consecuencia su producción. A los fines aplicados se recomienda, entonces, incrementar
la complejidad del hábitat a través del agregado de piedras como sustrato y refugios
verticales de tipo “torre”, al menos para los juveniles tempranos.
Además, la utilización de un refugio vertical (diseño de tipo “torre”) permite
incrementar la densidad de juveniles tempranos al doble de la recomendada, pudiendo
sembrarse hasta 223 juveniles/m2, sin efecto perjudicial ni para la supervivencia ni para el
crecimiento. Sin embargo, a densidades aún mayores (333 juveniles/m2) el peso final de
los juveniles se verá afectado, aunque no la supervivencia.
En cuanto a la dieta, se observó que la administración de nauplius de Artemia
sp., sólo o en combinación, ya sea con alimento formulado o con una dieta de origen
vegetal (como Elodea sp.), produjo beneficios en el cultivo de los juveniles tempranos,
principalmente en relación a la sobrevida de estos, sirviendo eventualmente como
reemplazo del costoso alimento balanceado utilizado en los criaderos.
180
De los resultados obtenidos en el presente estudio quedan claramente
evidenciados los beneficios en la utilización del biofilm para el cultivo de los juveniles de
C. quadricarinatus, contribuyendo al crecimiento y supervivencia tanto de los juveniles
tempranos como avanzados. Se determinó que al menos una parte de este efecto
beneficioso del biofilm, se encuentra relacionado con el mantenimiento de la calidad del
agua en los acuarios de cultivo. De esta manera los logros conseguidos en este ensayo
podrían ser transferidos al cultivo (una vez que se valide su efecto a gran escala),
aumentando la producción y minimizando los costos de la misma.
Por consiguiente, queda demostrado que tanto el hábitat como la fuente de
alimentación son variables esenciales para el cultivo de la langosta C. quadricarinatus; y
que una adecuada implementación de tales variables derivará en un incremento de la
producción final.
Por lo tanto, y como conclusión final, podemos decir que los avances obtenidos
mediante el desarrollo de esta Tesis son transferibles al ámbito productivo, al ser factibles
de ser implementados en criadero con el objetivo de optimizar la cría de C.
quadricarinatus en nuestro país.
181
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