PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO · 2004-08-05 · PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO Parte Tres de un...

PROCEDIMIENTOSDE LABORATORIO

U:S: DEPARTMENT OF HEALTH AND HUMANPUBLIC HEALTH SERVICECenter for Disease Control

AMEBIOSISDIAGNÓSTICO DE LABORATORIO PARTE IIIUNA LECCIÓN DE AUTO-APRENDIZAJE

La información en esta página es principalmente para administradores e instructores

ESPECIFICACIONES Objetivos de la capacitación Después de tomar esta lección, y en un laboratorio adecuado, el alumno podrá:

1. preparar cuatro laminillas básicas utilizadas para el diagnóstico de amebiasis: directa (inicial) frotis directo, frotis directo concentrado, frotis directo de cultivo y laminilla teñida permanente;

2. identifique el espécimen fecal; 3. especifique (lista) cual de los cuatro procedimientos se debe incluir en el protocolo como

central de diagnóstico de laboratorio y laboratorios en clínicas y hospitales; y 4. especifique (lista) las bases para rechazar especimenes procesados inapropiadamente.

Población primaria para recibir la capacitación

1. Técnico en laboratorio en entrenamiento con capacitación en biología a nivel de estudios técnicos.

2. Estudiantes de medicina. 3. Estudiantes de parasitología.

Población secundaria para recibir la capacitación Cualquier persona que interesada que tenga:

1. conocimiento de biología básica, 2. habilidad en microscopía básica, y 3. capacidad para leer a nivel universitario.

Preparación individualizada

. 1. Se debe permitir al estudiante avanzar a su propio ritmo en la lección, pudiendo omitir ciertas

páginas, cuando así se le instruya dentro del texto. 2. Las partes del curso, "Amebiasis: Diagnóstico de laboratorio," deben tomarse en orden. La

persona en entrenamiento puede tomar la Parte I y II antes de tomar esta, dependiendo de la experiencia y entrenamiento individual; todas las partes deben tomarse a no ser que esté contraindicado.

3. Esta lección fue diseñada para ser estudiada intensivamente por un "principiante", y puede considerarse como una buena revisión para estudiantes avanzados. Para revisión únicamente, estudie las páginas de "demostración" y brinque las páginas de "práctica" (es obvio cuáles son estas páginas).

4. El estudiante decidirá a su conveniencia el tiempo para obtener la mayor ventaja de la lección.

Tiempo aproximado de aprendizaje La experiencia ha indicado que se requieren de 1½ a 2½ horas de tiempo real de estudio (no se implica un tiempo límite). Restricciones y limitaciones

1. La lección no pretende enseñar todos los posibles procedimientos, sino solo el número mínimo que se ha encontrado eficiente.

2. Ésta lección no enseña los pasos en detalle de los procedimientos de concentración, cultivo y tinción tricrómica.

3. Cuando sea posible, los estudiantes deberán ser informados de las características especiales de éste método de estudio y ser exhortados a seguir las instrucciones con precisión, para así revisar y corregir sus respuestas tal como se les indique en el libro de respuestas.

4. Para una mayor eficiencia, la lección debe seguirse de la experiencia en el laboratorio. Resultados de los estudios de campo-ver la última página Para mayor información de esta lección ver La introducción al curso.

2

PROCEDIMIENTOS DE

LABORATORIO

Parte Tres de un curso de tres partes

Amebiosis: Diagnóstico de laboratorio*

UNA COMUNICACIÓN INSTRUCTIVA

Desde la publicación original, han ocurrido muchos cambios en los procedimientos de tinción y concentración; se han introducido nuevos fijadores y procedimientos. Además, por el interés en la seguridad, se han substituido substancias por químicos menos peligrosos. Han sido introducidos procedimientos adicionales específicos para ciertos parásitos, y los cultivos representan menor importancia dentro del diagnóstico y más como herramientas de investigación. Estos procedimientos se editaron para reflejar las prácticas actuales, cuando se ha considerado apropiado. Tenga esto presente cuando complete los ejercicios.

U.S. DEPARTMENT OF HEALTH AND HUMAN SERVICES Public Health Service

Communicable Disease Center Atlanta, Georgia 30333

HHS Publicación No. (CDC) 80-8327 Parte III

*Actualizado de la versión impresa original en Dic 2000.

Un esfuerzo conjunto de

y

SUCURSAL DE ENTRENAMIENTO UNIDAD DE COMUNICACIONES INSTRUCTIVAS: Robert L. Reynolds, Jefe J.H. Harless, Analista-escritor Andrea D. Lawrence, Analista-escritor junior Frances H. Porcer, Editor ASISTENTE DE PRODUCCIÓN: Fran Chesser K. Jane Paull ASESOR: Thomas F. Gilbert, Ph.D.

SUCURSAL DE LABORATORIO y AUTORIDAD DEL PLAN DE ESTUDIOS: MM. Brooke, Sc.D. Jefe del laboratorio de consultoría y sección de desarrollo EXPERTO EN LA MATERIA: Russell K. Carver, Parasitólogo Unidad de entrenamiento parasitológico REVISIÓN TÉCNICA: Dorothy Mae Melvin, Ph.D. Jefe de la unidad de entrenamiento parasitológico

Revisado 1976 Reimpreso 1979

Reimpreso junio 1980*

Servicio de Salud Pública Publicación No.1187, Parte III

Para venta por el Superintendente de documentos, Oficina de imprenta del gobierno de los EUA, Washington, D.C. 20402

*Actualizada de la versión impresa original en Dic 2000.

Amebiosis: Diagnóstico de laboratorio

CONTENIDO

PARTE I Introducción al curso

PARTE I Ciclo biológico de Entamoeba histolytica

PARTE II Identificación de amibas intestinales

PARTE III Procedimientos de laboratorio

PÁGINA

Prefacio v

Evaluación previa vi

Cómo utilizar esta lección 1

Introducción 2

Unidad 1 Colección y procesamiento de muestras 7

Unidad 2 Etiquetado de especimenes 14

Unidad 3 Preparación de laminillas 20 A. Preparación de frotis directos 22 B. Preparación de laminillas teñidas permanentes 29

Unidad 4 Razonamiento de los procedimientos del recetario 35 A. Recetario: Técnica de tinción tricrómica 36 B. Recetario: Técnica de concentración de formol-éter 42 C. Recetario: Cultivo de protozoarios intestinales 48

Unidad 5 Cuando cultivar 55

Unidad 6 Selección del régimen de procedimientos de laboratorio 57

Resumen 63

PREFACIO

Ésta lección es la PARTE III de un curso de tres partes: "Amebiosis: Diagnóstico de laboratorio". Aunque se puede usar de manera independiente, es más efectivo si se utiliza como parte del curso completo.

Ésta lección enseña el método apropiado para la colecta y procesamiento de especimenes fecales, el método para preparar ciertas laminillas básicas, y el razonamiento para otros procedimientos básicos utilizados en la identificación microscópica de amibas. Se enseñan también dos posibles protocolos a partir de las combinaciones de varios procedimientos.

Esta lección está específicamente diseñada para producir en el estudiante una reacción a la lección estudiada consistente con el nivel de establecido en los objetivos de la sección de ESPECIFICACIONES. Además de los materiales necesarios para cubrir el objetivo de la lección, se ha incluido la información pertinente al área general de acuerdo a la Autoridad curricular. Sin embargo, no se ha hecho ningún esfuerzo por incluir todo en esta lección.

Para asegurarse de que esta lección cubre sus necesidades, lea la parte de ESPECIFICACIONES (contraportada) y busque las preguntas de la EVALUACIÓN PREVIA A LA LECCIÓN en la siguiente página.

v

EVALUACIÓN PREVIA A LA LECCIÓN

Antes de continuar, determine si requiere o no tomar la PARTE III:

1. ¿Qué factores determinan el orden en que se debe examinar un número grande de especimenes fecales?

2. ¿Qué información se debe registrar en cada frasco cuando el espécimen se colecta y cuando se recibe en el laboratorio?

3. ¿Qué información se debe registrar en cada laminilla preparada?

4. ¿Qué procedimientos aumentan la posibilidad de identificar amibas intestinales?

5. ¿Qué técnicas se deben incluir en el protocolo de laboratorio para el diagnóstico de amebiosis?

6. ¿Qué reactivos se utilizan en frotis directos y para qué propósito sirve cada uno?

7. ¿Qué diferencias hay en la preparación de laminillas teñidas permanentes a partir de frotis frescos que en las de especimenes conservados?

8. ¿Puede delinear un método de laboratorio mínimo para recobrar eficientemente y demostrar la presencia de amibas intestinales?

9. ¿Cuál es el razonamiento para realizar cada etapa de la técnica de concentración de formol éter, procedimientos de cultivo y técnica de tinción tricrómica? 10. ¿Bajo qué circunstancias se puede realizar un cultivo como auxiliar para la identificación de amibas intestinales?

11. ¿Cuál es el método apropiado para colectar, conservar y enviar los especimenes fecales?

Si no puede usted contestar las preguntas anteriores en su totalidad, usted debe tomar la PARTE III. Si usted puede contestar estas preguntas no requiere tomar esta lección.

vi

CÓMO USAR ESTA LECCIÓN

Esta es una lección de auto-aprendizaje; su propósito es enseñar, no el ser un examen. Usted sólo necesitará este cuadernillo, un lápiz y su propio tiempo (de 1½ a 2 ½ horas) para completar la lección. No dude en escribir sus respuestas y hacer notas en su manual.

RECUERDE

Esta lección ha sido diseñada para que la cantidad de lectura necesaria sea mínima, pero significativa. Por lo tanto es muy importante que usted siga estas instrucciones:

- Lea TODO cuidadosamente. - Proceda por una página o párrafo PASO A PASO. - No omita nada a no ser que las instrucciones así se lo indiquen.

-Haga exactamente lo que se le DICE hacer, CUANDO se lo indiquen.

SIGA LAS INSTRUCCIONES

El manual de respuestas se encuentra al final de este libro de trabajo. Utilícelo a lo largo de la lección- cuando así se le instruya- para revisar sus respuestas.

1

INTRODUCCIÓN

Cuando usted examina especimenes fecales en laminillas con amibas, la capacidad para identificar a los organismo, estará dada en gran medida, por la eficiencia de sus PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO.

La primera cosa que usted debe hacer cuando se reciben los especimenes colectados y enviados correctamente en el laboratorio es ETIQUETAR los ESPECIMENES. El espécimen de cada paciente constituye un caso: puede ser una muestra fresca; dos muestras conservadas (en formol y en fijador de alcohol polivinílico) o combinaciones de estas. Para poner los casos en orden usted debe determinar y etiquetar los especimenes frescos de la misma edad, acomodar los especimenes frescos en orden de consistencia y colocar a los especimenes conservados al final, numerar en el orden descrito arriba (este es el orden en que examinará los especimenes) y etiquete cada muestra con la fecha.

El siguiente y que requiere mayor atención, es el paso dentro del protocolo de la PREPARACIÓN DE LAMINILLAS. En el curso del examen de cada espécimen, usted preparará una serie de laminillas (dos a seis), dependiendo de como se recibió el espécimen y el éxito en la técnica de diagnóstico utilizada. Usted etiquetará y aplicará todos los especimenes (frescos o conservados) a todas las laminillas. Usará en algunas los reactivos (solución salina y lugol, lugol, o solución Nair o Quensel); a otras las someterá a tinción permanente. Cubrirá (montar y sellar) todas las laminillas).

Los PROCEDIMIENTOS DE RECUPERACIÓN constituyen el siguiente paso general en el protocolo. Usted puede RECUPERAR amibas de los especimenes por concentración y cultivo. Se prepara usualmente un concentrado; un cultivo es opcional.

El paso final es generalmente el ANOTAR LOS HALLZAGOS para cada laminilla. Esto se hace escribiendo en las notas de examen, el tiempo apropiado, el número de caso, fecha y hallazgos de la laminilla.

En la siguiente página se presenta un esquema de los cuatro pasos generales; estúdielo cuidadosamente sin memorizar:

Antes de dar vuelta a la página, esté seguro de recordar por lo menos los cuatro pasos generales en los PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO:

-ETIQUETE LOS ESPECIMENES -PREPARE LAS LAMINILLAS -PROCEDIMIENTOS DE RECUPERACIÓN -ANOTE LOS HALLAZGOS

2

ESQUEMATIZACIÓN DEL MÉTODO DE LABORATORIO acuosa (a)

suave (s)

con las muestras conservadas al final tomadas al asar

ETIQUETE LOS

ESPECIMENES con muestras frescas en el orden de consistencia

todos los frascos

formada (f)

sin formar (sf)determine la consistencia en muestras frescas de la misma edad; etiquete

organice los casos; número

fecha

PREPARACIÓN DE

LAMINILLAS

us

ap

PROCEDIMIENDE

RECUPERACI

a

o

ANOTE LOHALLAZGO

etiquete lalaminilla

e los reactivos

licar el espécimen

tinción (permanente)

número de

fecha

cultivo del e

concentracTOS

ÓN

hallazgos

S S

número de cas

fech

lugol
solución Quensel lugol únicamente solución salina y
a )
fresc
conservada

r

r

caso

spécimen

ión del espécime

formol (F

fijador de polivinil alcohol (PVA)

cubrir
monta
sella

n

3

ETIQUETE LOS ESPECIMENESSe muestra a la derechaun caso con dos muestrasque han sido etiquetadas(tanto tapas como frascos):

El otro caso es una muestra fresca:Etiquételo USTED (tapa y frasco):1. el número de caso es #2:2. la consistencia es suave:3. la fecha es 3/4/63:

PREPARE LAS LAMINILLASLa laminilla de la derecha estaba preparada apartir de la muestra fresca del caso #1 del3/4/63; las laminillas han sido numeradas porfecha. Los reactivos se han puesto en lalaminilla; el ESpécimen se coloca. Se hace elsellado

Etiquete USTED la última laminilla:1. con el #1 y 3/4/63:�2. muestre el espécimen aplicado:3. muestre la laminilla seca y

teñida:

4.

No. de casoconsistencia fecha

muestra fresca muestra PVA

CASO 1

CASO 2

muestra fresca

número yESpécimen

(completeel montajeaquí)

4

PROCEDIMIENTOS DE RECUPERACIÖN

Marque con una paloma ( ) en el espacio para mostrar que el espécimen ha sido concentrado: Marque en el espacio que se requiere de un cultivo en este caso:

ANOTE SUS HALLAZGOS

Los hallazgos son generalmente escritos en las notas de examen cuando usted examine cada una de las laminillas del caso. Abajo se muestran las notas de examen de los hallazgos para el Caso # 1. Escriba USTED los hallazgos para el Caso #2 del 4/3/63:

NOTAS DEL EXAMEN

Caso Frotis directo inicial

Frotis directode concentrado

Laminilla teñida permanente

Cultivo

Frotis directo Tinción permanente

Revise y corrija su trabajo.

5

¿Utilizó su libro de respuestas para revisar y corregir sus

respuestas en las páginas 4 y 5? Si no, hágalo.

6

Unidad 1 COLECCIÓN Y PROCESAMIENTO DE ESPECIMENES

Para asegurar las mejores posibilidades de identificar las amibas intestinales, el espécimen fecal debe ser COLECTADO y PROCESADO apropiadamente.

LA PERSONA QUE MUESTREA el espécimen es responsable de supervisar que se colecte y conserve apropiadamente; si se debe examinar el espécimen en fresco, debe ver que llegue al laboratorio lo más rápido posible. Debe etiquetar el frasco con el nombre y la edad del paciente y la fecha y tiempo de excreción.

El TÉCNICO DE LABORATORIO debe asumir la responsabilidad del examen en búsqueda de parásitos; por lo tanto debe ver que los especimenes que recibe tengan la cantidad y condiciones satisfactorias para su examen al microscopio.

IMPORTANTE

TANTO la persona que muestrea como el técnico de laboratorio, deben tener constante cuidado de dos cosas:

1.

2.

proteger de la desintegración a los frágiles trofozoítos en el espécimen.

mantener el espécimen libre de elementos que puedan hacerloinapropiado para el examen diagnóstico.

7

Cuando la persona que MUESTREA recibe la petición de colectar un espécimen fecal para examen de parásitos intestinales, debe seguir por varios pasos para asegurar que

el espécimen sea el adecuado para usarse en el laboratorio. El cuadro de abajo resume las acciones correctas para la persona que MUESTREA y las razones para

realizar cada paso:

PASO FUNDAMENTO Asegúrese que el espécimen esté libre de sustancia laxantes como magnesia o aceite, o químicos como bario y bismuto.

Estos elementos dan al espécimen un examen insatisfactorio-la preparación es poco clara.

Colecte en un recipiente de ¼ de litro, libre de orina, agua o tierra.

La orina y el agua destruyen a los trofozoítos; la tierra puede contaminar al espécimen con organismos de vida libre.

Marque el recipiente con la información de TIEMPO Y EXCRECIÓN.

Los trofozoítos se pueden deteriorar si hay retrasos en el examen de laboratorio.

Si el espécimen se envía por correo, se conserva en fijador* y formol utilizando el método de 2 viales**

O

Llevar el espécimen al laboratorio cuando está todavía a temperatura corporal.

O

Si el examen se pudiera retrasar, se debe conservar parte del espécimen en fijador PVA.

Esto permite la recuperación de todos los estadios del organismo.

El organismo se identifica más con el espécimen; los trofozoítos son más móviles en un espécimen tibio.

El fijador PVA conserva por meses los trofozoítos de tal manera que estén en condiciones adecuadas para teñirse.

* Fijador de alcohol polivinílico. **Estudiar el esquema siguiente acerca del método de 2 viales para enviar por correo un espécimen.

Heces en un recipiente de cartón seco

UNA PARTE DE ESPÉCIMEN ATRES PARTES DE CONSERVADOR

Fijador-PVA

Formol

MEZCLE BIEN

Empaque y env íepor correocon la forma deinformaci ónadheridaal tubo interno

UNA PARTE DE ESPÉCIMEN ATRES PARTES DE CONSERVADOR

MEZCLE BIEN

8

El siguiente cuadro resume las acciones y responsabilidades del TÉCNICO DE LABORATORIO al recibir los especimenes fecales:

PASO FUNDAMENTO Examine el espécimen macroscópica- mente para áreas anormales (con moco, sangre, etc.) organismos macroscópicos y consistencia.

Hay mayor posibilidad de encontrar amibas en áreas anormales. A más líquidos en las heces, mayor es la probabilidad de infección.

Evalúe los especimenes que son adecuados para examen.* Si no fuese, solicite al remitente el espécimen que se requiere.

Los especimenes inapropiadamente mezclados o conservados no permiten ver a los organismos adecuadamente. La presencia de elementos medicinales indeseables puede hacer la preparación poco clara. La orina y el agua destruyen los trofozoítos; la tierra contamina el espécimen.

Prepare las laminillas a partir de especimenes frescos a temperatura corporal; si se retrasa, refrigere.

La refrigeración desacelera el crecimiento bacteriano por lo tanto minimiza la desintegración de trofozoítos.

*Un espécimen no es adecuado para ser examinado cuando:

-no se ha usado suficiente conservador (el espécimen debe ser grueso y pegajoso) -inapropiadamente mezclado (pequeño, heces fecales duras sin conservador) -elementos medicinales indeseables (aceite, magnesia, bario, bismuto, etc.) en las heces. -elementos no fecales en las heces (orina, agua, desinfectantes o tierra)

Antes de dejar esta página asegúrese de responder correctamente (a sí mismo) las preguntas concernientes a las acciones de la persona que muestrea y del técnico cuando se colectan y procesan especimenes para ser examinados:

1. ¿Porqué un espécimen debe estar libre de elementos medicinales no deseables? ¿De orina, de agua y de tierra?

2. ¿Para qué se utiliza el método de los dos viales? 3. ¿Cuál es la proporción correcta de espécimen conservado en el método de 2

viales? 4. ¿Qué es lo que debe hacer la persona que MUESTREA si el espécimen debe llegar

al laboratorio, pero tendrá un retraso? 5. ¿Qué es lo que debe hacer el TÉCNICO si se retrasa el examen del espécimen

fresco? 6. ¿Qué es lo que debe buscar el técnico en el examen macroscópico del espécimen? 7. Bajo qué condiciones el técnico deberá evaluar una muestra fresca como no

aceptable y ¿qué debe hacer entonces? 8. ¿Por qué debe el técnico realizar el examen de la muestra cuando está a

temperatura corporal? 9. ¿Qué les pasa a los trofozoítos en el espécimen cuando la muestra es vieja o sin

conservadores? 9

Esta página se dejó en blanco intencionalmente para permitir la continuidad

numérica a la que hace referencia la publicación original.

10

Describa las acciones de la persona que muestrea y del técnico de laboratorio cuando se colecten y procesen los especimenes fecales: complete los enunciados en la primera columna con la palabra o frase de la segunda columna (utilice la LETRA únicamente):

1. _____ conserva los trofozoítos para tinción por varios meses.

2. _____ en el espécimen fecal destruye los trofozoítos.

3. _____ puede contaminar los especimenes con organismos de vida libre.

4. El (los) conservador (es) recomendados en el sistema de los dos viales _____. a. persona que muestrea

b. técnico de laboratorio c. fijador- PVA d. fijador- PVA y formol e. agua y orina f. tierra g. bario, bismuto, aceite,

magnesia h. formol

5. El_____ examina las muestras frescas del espécimen macroscópicamente para sangre, moco y organismos macroscópicos.

6. _____ en el espécimen hace la preparación poco clara para examen.

7. El _____ evalúa el espécimen adecuado para examen microscópico.

8. La _____ utiliza el método recomendado de 2 viales para conservar y enviar por correo el espécimen.

9. El _____ informa al remitente cuando el espécimen no es adecuado y porqué.

10. El _____ refrigera el espécimen si no lo puede examinar de inmediato.

11. La _____ se asegura que el paciente no reciba ningún elemento medicamentoso indeseable y que el espécimen esté libre de orina, agua y tierra.


11



12

Escriba la palabra o frase que mejor complete cada uno de los siguientes enunciados acerca de las acciones que la persona que muestrea y el técnico de laboratorio deben realizar cuando colectan y procesan especimenes fecales:

1. Fijador PVA ____________________ para tinción por varios meses.

2. El técnico en laboratorio informa al ____________________ si el espécimen no es adecuado para examen.

3. La tierra puede contaminar el espécimen con ____________________.

4. El técnico en laboratorio ____________________ la muestra fresca si no se examina inmediatamente.

5. La persona que muestrea se asegura que el paciente no haya recibido elementos medicinales y que el espécimen este libre de ____________________.

6. Orina y agua en el espécimen pueden destruir ____________________.

7. La persona que muestrea utiliza ____________________ para conservar y enviar por correo el espécimen fecal.

8. El técnico en laboratorio examina el espécimen macroscópicamente para las áreas anormales que son ____________________ y para consistencia, porque mientras más ____________________ heces es mayor la posibilidad ____________________.

9. El (los) conservador(es) del método de dos viales es (son)_______________ _______________.

10. Elementos medicinales no deseables tales como_____________________ hacen la preparación en la laminilla poco clara para examinarse.


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Unidad 2 ETIQUETANDO LOS ESPECIMENES

Cuando tenga frente a usted aquellos especimenes que son adecuados para examen microscópico y haya hecho el examen macroscópico para rastros de sangre, hilos de moco, color, parásitos macroscópicos, entonces ETIQUETE LOS ESPECIMENES.

E S

Recuerde:

a

e

14

acuosa (a)

no formada (nf)

suave (s)

con muestras preservadas ordenadas aleatoriamente.

ETIQUETE LOS

SPECIMENE

con muestras frescas en orden deconsistencia

s
fech
arregle los casos; numer

determine la consistencia de las muestras frescas dela misma edad ; etiquete

formada (f)

todos los recipiente

Las imágenes abajo representan envases con especimenes fecales enviados al laboratorio para ser examinados para amibas. Las muestras de un solo paciente deben siempre mantenerse juntas, esto constituye un CASO. El cartón encerado siempre mantiene a los especimenes frescos; los viales pueden contener muestras frescas (sin etiqueta), las muestras conservadas con formol al 10% (marcadas con F), o muestras en fijador de alcohol polivinílico (marcadas PVA). Por lo tanto, nunca asuma que todos los viales contienen especimenes conservados.

Vea el recipiente de la derecha. El espécimen fresco ha sido examinado para determinar su consistencia: acuosa, no formada, suave o formada. Como es acuosa se examinará primero y se le ha asignado el Caso #1. El número de caso, consistencia y fecha se han escrito en el recipiente y la tapa.

El siguiente caso incluye una muestra fresca en un vial. La consistencia es no formada y se le ha designado el Caso #2, para ser examinada en segundo término (de no haber una muestra acuosa se habría designado como #1). Note que las dos muestras del caso han sido etiquetadas.

El otro caso contiene una muestra fresca y puede entonces designarse como Caso #3 en el orden de examen. Los casos con muestras no frescas (ambas muestras conservadas) se les asigna un número aleatoriamente porque la consistencia no es un factor. Complete usted el etiquetado en ambos viales del Caso #3:

15



16

Vea los cuatro casos en las imágenes a la derechaEstos son todos los casos que se recibieron en un solo día. Han sido acomodados en orden por la consistencia de la muestra fresca. Recuerde que el orden para el examen es acuosa,no formada, suave, formada. Asuma que la fecha es 3/4/63. Complete USTED ahora el etiquetado de todos los casos:

Revise y corrija su tr

17

;

abajo.



18

Las ilustraciones de abajo corresponden a SIETE casos DIFERENTES con fecha 3/4/63. Complete las etiquetas:

formada

suave

acuosa

no formadasuave


19

Unidad 3 PREPARACIÓN DE LAMINILLAS

En esta unidad usted aprenderá como ETIQUETAR LOS ESPECIMENES y PREPARAR LAS LAMINILLAS para realizar el examen de amibas. En muchas ocasiones las amibas pueden ser identificadas al observar dos tipos de preparaciones; usted preparará:

1. Laminilla de frotis directo inicial 2. Laminilla de frotis directo de concentrado

Usted también va a preparar:

1. Laminilla de frotis directo Quensel: SI el examen del frotis inicial muestra organismos que pueden ser trofozoítos cuyos núcleos no estén definidos. (Tinción Nair, azul de metileno buferado, pueden sustituir a Quensel).

2. Laminilla teñida permanente:

SI, (a) por la consistencia del espécimen fresco se sugiere la presencia de trofozoítos (acuosa, no formada, suave), y con presencia de sangre y/o moco, (b) es necesaria para la identificación de organismos no identificados en frotis fresco, (c) se requiere de un registro permanente.

3. Laminillas del cultivo (frotis directo o laminilla teñida permanente):

SI el cultivo ha sido preparado como resultado de un indicio de la presencia de amibas.

Los especimenes se pueden utilizar para preparar laminillas de la siguiente forma:

MUESTRA FRESCA MUESTRA EN FORMOL MUESTRA EN PVA Frotis directo inicial Frotis directo Laminilla con Frotis directo Quensel concentrado tinción permanente Frotis directo concentrado Laminilla con tinción permanente Frotis directo de cultivo Tinción permanente a partir de cultivo

Se usan tres tipos generales de soluciones (reactivos) en los FROTIS DIRECTOS para la identificación de protozoarios intestinales:

- substancias salinas en ambos trofozoítos y quistes - los núcleos de trofozoítos se hacen más claros con Dobell - los núcleos de trofozoítos se hacen más claros con Quensel

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Con la información en la página opuesta, REVISE ( ) que muestra (s) se pueden utilizar para cada una de las siguientes laminillas:

1. Frotis directo inicial: __ fresca; __ conservada-F;__conservada-PVA 2. Frotis directo con Quensel: __ fresca; __ conservada-F;__ conservada-PVA 3. Frotis directo de concentrado: __ fresca; __ conservada-F;__ conservada-PVA 4. Tinción permanente: __ fresca; __ conservada-F;__ conservada-PVA 5. Frotis directo de cultivo : __ fresca;__ conservada-F;__ conservada-PVA 6. Tinción permanente de cultivo: __ fresca;__ conservada-F;__ conservada-PVA

En muchos casos, las amibas pueden ser identificadas examinando dos laminillas. Marque con un CÍRCULO los nombres de la lista de abajo.

Anote en los espacios el nombre del mejor reactivo:

_______________ hace más claros los núcleos de los quistes.

_______________ los núcleos de los trofozoítos.

_______________ mantiene a trofozoítos y quistes.

ASEGÚRESE QUE LAS RESPUESTAS ESTÁN DE ACUERDO A LA INFORMACIÓN DE LA PÁGINA ANTERIOR

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Unidad 3A PREPARACIÓN FROTIS DIRECTOS EN LAMINILLAS

Hay tres tipos básicos de laminillas con FROTIS DIRECTOS que pueden ser utilizados para el examen de amibas intestinales:

1. FROTIS DIRECTO INICIAL 2. FROTIS DIRECTO DE CONCENTRADO 3. FROTIS DIRECTO DE CULTIVO

Se muestran a la derecha una muestra fresca o una conservada en formol (F); utilice cualquiera de las dos para preparar el frotis directo INICIAL. Las imágenes a la derecha representan frotis directos iniciales que han sido preparados como sigue:

1. Las laminillas han sido etiquetadas con el número de caso y fecha. 2. a. Preparación de la muestra fresca:

-se coloca una gota de solución Salina normal al extremo izquierdo de la laminilla. se coloca una gota de lugol Dobell al extremo derecho de la laminilla. -se utilizan palillos aplicadores para colocar el ESpécimen FResco en solución salina y se mezcla, se agrega el lugol y se mezcla. (PRECAUCIÓN: No contamine la solución salina con lugol; utilice palillos separados.)b. Ambas preparaciones de cada lado de lalaminilla han sido cubiertas y selladas S. (NOTA: Se sugiere que el sellado de los cubreobjetos sea con parafina calentada y petrolato, 1:1, ayudándose de un hisopo.)

Recuerde que el frotis directo con Quensel puedeprepara a partir del espécimen fresco, básicamen50 x 76 mm utilizando la solución vital Quensel co

22

ser necesario en algunos casos. Se te igual que arriba, en una laminilla de mo único reactivo.

A la derecha está la imagen de un espécimen concentrado (en fresco o formol) utilizado para preparar un frotis fresco CONCENTRADO: Ahora muestre USTED la preparación de un frotis directo CONcentrado al escribir en el dibujo de la laminilla: 1. Caso No. y fecha (#1, 8/3/63) 2. Lugol y CONcentrado ESpécimen (a la derecha) 3. CONcentrado ESpécimen únicamente (a la izquierda) 4. Cubra y selle S. (NOTA: se utiliza una pipeta para transferir el sedimento del tubo a la laminilla.) En el lado derecho hay imágenes de cultivos de especimenes frescos utilizados para preparar frotis directos de CULTIVO. Se preparan laminillas independientes por cada tubo. Muestre USTED ambas preparaciones etiquetando las laminillas de los frotis directos de CULTIVO en las imágenes correspondientes: 1. Caso No. y fecha (#1, 8/3/63) 2. Quensel y CULtivo de ESpécimen (al extremo derecho de la laminilla) 3. CULtivo del ESpécimen únicamente (al extremo izquierdo) 4. Cubra y selle S. (PRECAUCIÓN: utilice una pipeta separada para cada tubo de cultivo.)

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REPASO

NOTA: Los frotis directos iniciales (formol), concentrado y de cultivo, no requieren solución salina dado que las muestras son suficientemente líquidas. Para ayudarse a recordar en dónde van los tres reactivos, estudie lo siguiente:

LUGOL LUGOL EN FROTIS DIRECTO INICIAL (FRESCO) y (Recuerde: "un inicio fresco, requiere de todo") SOLUCIÓN SALINA FROTIS DIRECTO INICIAL (FORMOL) LUGOL (Recuerde: "suficientemente fluido, requiere menos") solamente FROTIS DIRECTO DE CONCENTRADO LUGOL (Recuerde: "concentrado en la cosa") FROTIS DIRECTO DE CULTIVO QUENSEL (Recuerda: "una persona quieta y cultivada")

24

Marque abajo con una ( ) todos los puntos que debe recordar para realizar un frotis directo:

___ Frotis directos iniciales pueden hacerse a partir de muestras frescas o en formol.

___ Un frotis directo inicial (fresco) incluye solución y lugol como reactivos.

___ Un frotis inicial (formol) incluye solamente a lugol como reactivo.

___ Un frotis directo con Quensel se prepara si el examen del frotis inicial muestra organismos que probablemente sean trofozoítos pero el núcleo no es claro.

___ Una muestra concentrada a partir de un espécimen fresco o en formol se utiliza para un frotis directo de concentrado.

___ Un frotis directo de concentrado incluye solamente lugol como reactivo.

___ Utilice una pipeta para colocar el sedimento en una laminilla.

___ Un cultivo partir de un espécimen fresco se utiliza para un frotis directo de cultivo.

___ Un frotis directo de cultivo incluye Quensel como reactivo.

___ Utilice diferentes pipetas para cada tubo de cultivo.

___ Las tinciones temporales (con reactivo de lugol o Quensel) se colocan en el extremo derecho de la laminilla.

___ Primero se colocan todos los reactivos en la laminilla y después se agrega el espécimen.

___ Utilice palillos aplicadores independientes cuando mezcle varios reactivos con el espécimen.

___ Selle las laminillas con parafina calentada y petrolato (1:1) utilizando un hisopo.

___ Utilice laminillas de 50 x 76 mm para todos los frotis directos.

Marque cada uno de los enunciados anteriores para recordar. Si no ha hecho, revise la información de las dos páginas anteriores.

25

Abajo están imágenes de los especimenes que se requieren para completar hasta tres frotis directos. Utilice la siguiente información para indicar las preparaciones:

1. Todas las muestras son del Caso #2 con fecha de 8/3/63. 2. Utilice ES para colocar el ESpécimen, FR para FResco, F para Formol, CON

para CONcentrado y CUL para CULtivo. 3. Utilice S para solución Salina, L para lugol , y Q para Quensel.

"un inicio fresco requiere de todo" RECUERDE "formol es fluido, requiere menos”

“concentrado en la cosa" "una persona cultivada y quieta"

4. Utilice S para cubrir y sellar.

26

Complete las oraciones utilizando el número adecuado en los espacios en blanco; puede haber más de un número por espacio y algunas oraciones se quedarán sin

respuesta:

____ a. para evitar la contaminación cuando se mezclan varios reactivos y especimenes.

____ b. para colocar gotas del sedimento del espécimen concentrado en laminilla.

____ c. para colocar gotas del espécimen en la laminilla a partir de un tubo de cultivo.

____ d. después del examen en cada frotis directo. ____ e. si el examen del frotis directo inicial

trofozoítos se observan con núcleos no claros.

____ f. 25 x 76 mm ____ g. 50 x 76 mm ____ h. antes de aplicar el espécimen. ____ i. solo después de aplicar el espécimen. ____ j. en el extremo derecho de la laminilla ____ k. extremo izquierdo de la laminilla. ____ l. parafina calentada y petrolato (1:1)

utilizando un hisopo. ____ m. Permount, Balsamo, etc.

1. Se utilizan palillos aplicadores distintos

2. Se utiliza una sola pipeta

3. Se utilizan diferentes pipetas

4. Se prepara un frotis directo con Quensel

5. El tamaño de la laminilla para un frotis directo es

6. Los reactivos se colocan a un extremo

7. Se colocan tinciones temporales al

8. Los portaobjetos se sellan sobre la laminilla con

Revise y corrija su trabajo cuidadosamente. Si cometió errores, pase a la página 29; de lo contrario continúe a la siguiente página.

27

Las imágenes abajo son de los especimenes que se requieren para preparar las laminillas. Indique USTED cómo se preparan las laminillas:


28

Esta página se dejó en blanco intencionalmente para permitir la continuidad numérica a la que hace referencia la publicación original.

29

Unidad 3B PREPARACIÓN DE LAMINILLAS TEÑIDAS PÉRMANENTES

La preparación de una TINCIÓN PERMANENTE en laminilla es parte del protocolo. La laminilla se prepara: (a) si la consistencia del espécimen es fresco y la presencia de sangre y/o moco sugiere que hay trofozoítos, (b) cuando se requiere para identificar organismos no identificados en frotis directos, y (c) como registro permanente.

Las imágenes de la derecha representan las muestras que pueden ser utilizadas para preparar las laminillas teñidas permanentemente. Utilice PVA en el caso de que se incluyan ambas muestras, el espécimen sea viejo, o se desconozca la edad. La imagen de la laminilla teñida a la derecha se ha preparado como sigue: I. Las laminillas se han marcado con el número de caso y fecha. (NOTA: se utilizó un lápiz metálico para marcar la laminilla.) 2. a. Para ESpecimenes Frescos, utilice un solo palillo aplicador para distribuir el espécimen en una capa delgada y pareja, en el segundo tercio de la laminilla. b. Para la muestra con PVA, se siguieron los procedimientos de arriba, con la EXCEPCIÓN que el espécimen se distribuyó de ORILLA-A- ORILLA en el segundo tercio y se le permitió SECAR por 24 horas a temperatura ambiente. 3. Se utilizó la "RECETA" para realizar los procedimientos de tinción

4. La laminilla se montó y cubrió inmediata

(NOTA: Los cubreobjetos se montaron utilizandadecuado.)

presentes.

mente después de teñirse.

o Permount y bálsamo, o cualquier otro medio

29

Las imágenes a la derecha son los especimenes utilizados en las laminillas teñidas permanentes:

Indique USTED los pasos para preparar una laminilla teñida permanente para el Caso # 1 en 4/3/63: 1. Marque las laminillas: 2. a. Indique la aplicación del Espécimen Fresco : b. Indique la aplicación del Espécimen con PVA : 3. Indique el uso del RC (recetario)

para el teñido: 4. Indique inmediatamente el montado y cubierto]:

31

En preparación para las laminillas teñidas permanentes de especimenes en PVA y/o especimenes frescos, busque los enunciados que mejor complementa la oración de la derecha. Llene los espacios en blanco con el número apropiado:

___ a. comenzar la preparación para las laminillas teñidas permanentes.

___ b. para procedimientos de tinción después de aplicar en la laminilla el espécimen en PVA , dejándose secar por 24 horas.

___ c. para el procedimiento de tinción después de que se aplicó un espécimen fresco en la laminilla.

1. Se utiliza el recetario 2. El montaje y cubierta

debe 3. El espécimen en PVA

debe 4. El espécimen fresco

debe

___ d. hacerse unos cuantos minutos después de completar otros procesos.

___ e. inmediatamente después de terminar el proceso de teñido.

___ f. dispersarse en una capa delgada y uniforme hacia la orilla de la laminilla.

___ g. dispersarse en una capa delgada y uniforme.


32

Usted sabe como preparar las laminillas básicas. Al completar cada laminilla usted debe hacer el examen microscópico para amibas intestinales ANOTE SUS HALLAZGOS.

Por ejemplo:

RECUERDE : número de caso

fecha ANOTE LOS HALLAZGOS

hallazgos

33



34

Unidad 4 FUNDAMENTO PARA LOS PROCEDIMIENTOS DE LAS RECETAS

Hay ciertos procedimientos que requieren absoluta precisión para encontrar e identificar amibas por lo que hay que seguir el PROTOCOLO DE LABORATORIO. Dado que no es importante que usted memorice todas las etapas en detalle, se han provisto “recetas” (protocolos) que deben usarse siempre. Esta unidad enseña que aunque no requiere memorizar los pasos, debe usted conocer los fundamentos.

RECUERDE

No trate de aprender los pasos de las recetas en detalle. Aprenda los fundamentos para hacer los procesos que el recetario le indica.

35

Unidad 4A RECETA: TÉCNICA DE TINCIÓN TRICRÓMICA

La “receta” de la TÉCNICA DE TINCIÓN TRICRÓMICA que se muestra abajo es la que usted seguirá en el protocolo para el diagnóstico de amebiosis. La tinción tiene por lo menos dos ventajas: 1) aumenta las posibilidades de diagnóstico haciendo que ciertas características se vean más claras, y (2) provee un registro permanente de los hallazgos. La tinción es parte de la “preparación de una laminilla de tinción permanente”, procedimiento que usted ya ha aprendido; el hacer una o dos laminillas teñidas permanentes es parte del protocolo de laboratorio.

La técnica de tinción tricrómica consiste esencialmente en sumergir o acomodar las laminillas a partir de especimenes frescos o en PVA en varias soluciones por periodos precisos de tiempo. Lea cuidadosamente (no memorice) los pasos de la “receta” de tinción, poniendo atención especial en las palabras subrayadas:

TÉCNICA DE TINCIÓN TRICRÓMICA

PASOS ESPÉCIMEN FRESCO ESPÉCIMEN EN PVA 1. Fijador de Schaudinn 2. Alcohol 70% con lugol 3. Alcohol 70% (1) Alcohol 70% (2) 4. Tinción tricrómica Alcohol 90%, acidificado 5. Alcohol 100%

Alcohol 100% (1) Alcohol 100% (2) Carbol-xilol Xilol

6. Montado

1 hr. a temperatura ambiente 1 minuto 5 minutos 3 minutos 10 minutos 3 segundos sumergido lavar dos veces 3 minutos 3 minutos 5 -10 minutos 5 -10 minutos de inmediato

(ya fijados en fijador de alcohol-polivinílico) 5 -10 minutos 5 minutos 3 minutos 10 minutos 3 segundos sumergido lavar dos veces 3 minutos 3 minutos 5 -10 minutos 5 -10 minutos de inmediato

Desde esta publicación, el xileno ha sido sustituido en muchos laboratorios por razones de seguridad. Se han utilizado nuevos conservadores, tiempos de tinción y procedimientos. El procedimiento de tinción tricrómica ha sido modificado para reflejar los cambios en los tiempos de tinción actuales tal y como están citados en los lineamientos de NCCLS de 1997.

36

Abajo se dan las palabras clave que están subrayadas con los pasos de la receta de tinción, junto con los fundamentos. Ahora haga lo siguiente:

1. Vea cada palabra clave en turno. 2. Relacione con el paso en la receta. 3. Ahora regrese y relacione el paso y la clave con el fundamento.

PALABRAS CLAVE FUNDAMENTO

1. Fijador Schaudinn precipita los materiales de proteína

2. Alcohol con lugol remueve los cristales de mercurio clorado

3. Alcohol remueve el exceso de lugol y agua

4. Tricrómica tiñe la estructura Alcohol acidificado remueve el exceso de tinción

5. Alcohol deshidrata y aclara la laminilla Carbol-xileno xileno

6. Inmediatamente se monta protege la preparación

Antes de continuar repita el procedimiento de estudio por lo menos una vez más.

37

PASE A LA SIGUIENTE PÁGINA


PASOS ESPÉCIMEN FRESCO ESPÉCIMEN CON PVA 1. Fijador Schaudinn 2. Alcohol 70% con lugol 3. Alcohol 70% (1) Alcohol 70% (2) 4. Tinción tricrómica Alcohol 90%, ácido 5. Alcohol 100% Alcohol 100% (1) Alcohol 100% (2) Carbol-xileno

Xileno 6. Montaje

1 hr. a temperatura ambiente 1 minuto 5 minuto 3 minutos 10 minutos 3 segundos sumergido lavar dos veces 3 minutos 3 minutos 5 -10 minutos 5 -10 minutos de inmediato

(fijados con fijador de alcohol polivinílico) 5 -10 minutos 5 minutos 3 minutos 10 minutos 3 segundos sumergido lavar dos veces 3 minutos 3 minutos 5 -10 minutos 5 -10 minutos de inmediato

38

Se muestran abajo las palabras clave de los pasos de la receta de tinción. Al lado opuesto está el fundamento, pero ahora están en orden aleatorio. Escriba en los espacios en blanco la palabra clave correspondiente:

(Si así lo desea, haga referencia a la receta de la página anterior.)


1. Fijador de Schaudinn ___ a. deshidrata y aclara la laminilla

2. Alcohol con lugol ___ b. precipita los materiales de proteína

3. Alcohol ___ c. remueve el exceso de lugol y agua

4. Tricrómica ___ d. protege la preparación Alcohol ácido

5. Alcohol ___ e. tiñe la estructura Carbol-xileno remueve el exceso de tinción Xileno

6. Montar de inmediato ___ f. remueve los cristales de mercurio clorado


39



40

Se muestra abajo el fundamento (en orden aleatorio) de la receta de tinción. Coloque el número de paso de la receta en el espacio vacío apropiado:

FUNDAMENTO

___ a. remueve el mercurio clorado

___ b. tiñe la estructura y remueve

___ c. protege la preparación

___ d. remueve el exceso de lugol y agua

___ e. precipita los materiales de proteína

___ f. deshidrata y aclara la laminilla


PASOS ESPÉCIMEN FRESCO ESPÉCIMEN EN PVA 1. Fijador de Schaudinn 2. Alcohol 70% más lugol 3. Alcohol 70% (1) Alcohol 70% (2) 4. Tinción tricrómica Alcohol 90%, acidificado 5. Alcohol 100% Alcohol 100% (1) Alcohol 100% (2)

Carbol-xileno Xileno

6. Montaje

1 hr. a temperatura ambiente 1 minuto 5 minuto 3 minutos 10 minutos 3 segundos sumergido lavar dos veces 3 minutos 3 minutos 5-10 minutos 5-10 minutos de inmediato

(ya fijado con fijador de alcohol polivinílico) 5-10 minutos 5 minutos 3 minutos 10 minutos 3 segundos sumergido lavar dos veces 3 minutos 3 minutos 5-10 minutos 5-10 minutos de inmediato


41

Unidad 4B RECETA: FORMALINA ACETATO DE ETILO


TÉCNICA DE CONCENTRACIÓN DE FORMALINA ACETATO DE ETILO *

1. Una porción del espécimen en fresco (del tamaño aproximado de una canica) se coloca en formol al 10% y se deja reposar por 30 minutos ó el espécimen se mezcla completamente en formol.

2. Cuele de 3-8 ml. de la suspensión a través de una malla fina o de dos capas de cedazo mojado (o gasa quirúrgica) y un embudo de papel, vidrio o plástico en un tubo para centrifuga de 15 ml.

3. Deseche el embudo y la tela. 4. Centrifuge por 10 minutos a 500 x g. 5. Decante el sobrenadante. Deben quedar aproximadamente de ½ - 1 ml del

sedimento de los especimenes en formol. Si hay mucho sedimento, agregue formol y mezcle bien, retirando la proporción apropiada; por ejemplo, si usted tiene 3 ml de sedimento, agregue formol, mezcle y retire 2/3 de la solución.

6. Repita el procedimiento anterior de lavar, centrifugar y decantar como antes. Si el sobrenadante está “sucio” y se desea un sedimento más limpio, se puede repetir el procedimiento una segunda vez.

7. Agregue 9 ml de 10% formol al sedimento y mezcle bien. 8. Agregue 3-4 ml de acetato de etilo ó algún sustituto. 9. Tape el tubo, invierta, agite vigorosamente, (30 segundos), retire la tapa con

cuidado. 10. Centrifuge por 10 minutos a 500 x g. Deben resultar cuatro capas: acetato de

etilo en la superficie, seguido por un tapón de desechos, la solución de formol y el sedimento. Cuidadosamente libere el tapón de desechos de los lados del tubo con un palito aplicador, girándolo entre el tapón y el tubo; decante las tres capas superiores, frote con un hisopo para limpiar por dentro lo que resta del tapón de desecho.

11. Mezcle el sedimento restante con la pequeña cantidad de fluido que escurre de los lados del tubo. Si tiene usted menos de 0.1 ml. de sedimento, agregue la cantidad justa de formol hasta llegar a la cantidad de 0.1-0.2 ml.

*Desde la publicación inicial, por razones de seguridad se han sustituido el acetato de etilo y el xileno. También se han cambiado los tiempos de centrifugado y fijación para reflejar las prácticas actuales de los lineamientos citados del NCCLS de 1997.

42

En la página anterior se presenta la "receta" de la “TÉCNICA DE FORMALINA CON ACETATO ETILO” que usted seguirá dentro del protocolo de laboratorio para diagnóstico de amebiasis. La concentración es un PROCEDIMIENTO DE RECUPERACIÓN utilizado para reducir la cantidad de material que se va a examinar. El material relevante se puede examinar más rápidamente, y puede incluir una mayor cantidad de organismos concentrados, permitiendo que con facilidad se tome muestras de una gran cantidad de heces.

La concentración es de utilidad para revelar infecciones ligeras cuando los quistes están presentes, no es un método satisfactorio para concentrar trofozoítos. La técnica de sedimentación con formol-éter (concentración) es efectiva en concentrar quistes de protozoarios en especimenes no conservados, y se puede usar también con especimenes conservados en formol. Los quistes presentan una apariencia normal y se pueden identificar en un frotis directo del concentrado en preparaciones sin teñir y con lugol. Ahora lea, (no memorice) los pasos de la receta, ponga atención especial a las palabras subrayadas: Ahora que ha leído la receta, estudie las palabras clave y los fundamentos que se muestran abajo. Recuerde el procedimiento de estudio: (1) vea cada palabra clave en turno, (2) relacione estos, a los pasos de la receta, y (3) regrese y relacione los pasos con las palabras clave y su fundamento.

PALABRAS CLAVE

1. suspension

.

1. suspensión

2. cuele

3. deseche y desinfecte

4. centrifugue

5. decante

6. repita

7. agregue formol, deje

reposar

8. agregue acetato de etilo

9. mezcle bien… remueva el tapón con cuidado

10. afloje el tapón… frote para limpiar por dentro

11. 0.1-0.2 ml

FUNDAMENTO

libera a los organismos de otros elementos

remueve las partículas gruesas

evita la contaminación

los organismos y partículas más pesadas

sedimentan

remueve materiales solubles y más ligeros

asegura que se lave apropiadamente

fija los organismos

remueve de grasas y aceites

permite una función uniforme… libera presión de manera gradual asegura un decantado más limpio… previene que los desechos se deslicen al sedimento provee sedimento suficiente para dos preparaciones

43

VAYA A LA SIGUIENTE PÁGINA

TÉCNICA DE CONCENTRACIÓN DE FORMALINA ACETATO DE ETILO






7. Agregue 9 ml de formol al 10% al sedimento y mezcle bien. 8. Agregue 3-4 ml de acetato de etilo ó algún sustituto. 9. Tape el tubo, invierta, agite vigorosamente, (30 segundos), retire la tapa con

cuidado. 10. Centrifugue por 10 minutos a 500 x g. Deben resultar cuatro capas: éter en la

superficie, en la superficie, seguido por un tapón de desechos, la solución de formol y el sedimento. Cuidadosamente libere el tapón de desechos de los lados del tubo con un palito aplicador, girándolo entre el tapón y el tubo; decante las tres capas superiores, frote con un hisopo para limpiar por dentro lo que resta del tapón de desecho.


*ver pie de página en la página 42.

44

Abajo se muestran las palabras clave de los pasos de la receta de concentración. A la derecha están los fundamentos en orden aleatorio. Llene los espacios en blanco con la

palabra clave correspondiente.

(Revise los pasos de la receta en la página anterior si así lo desea.)


1. suspensión ___ a. asegura un lavado adecuado

2. cuele ___ b. libera a los organismos de otros elementos

deseche y desinfecte ___ c. remueve materiales solubles y más ligeros

4. centrifugue ___ d. asegura un decantado más limpio…

5. decante ___e. previene que los desechos se deslicen al

sedimento

6. repita ___ f. evita la contaminación

7. agregue formol, ___ g. los organismos y partículas más pesadas

permita que repose sedimentan

8. agregue acetato de etilo ___ h. remueve partículas gruesas

9. mezcle bien … ___ i. remueve grasas y aceites

remueva el tapón ___ j. fija los organismos

cuidadosamente

10. afloje el tapón… ___ k. permite que funcione uniformemente

frote para limpiar por dentro libera la presión gradualmente

11. 0.1-0.2 ml. ___ l. provee suficiente sedimento para dos preparaciones


45


TÉCNICA DE CONCENTRACIÓN DE FORMOL-ÉTER






7. Agregue 9 ml de formol al 10% al sedimento y mezcle bien. 8. Agregue 3-4 ml de acetato de etilo ó algún sustituto. 9. Tape el tubo, invierta, agite vigorosamente, (30 segundos), retire la tapa con

cuidado. 10. Centrifugue por 10 minutos a 500 x g. Deben resultar cuatro capas: éter en la

superficie, en la superficie, seguido por un tapón de desechos, la solución de formol y el sedimento. Cuidadosamente libere el tapón de desechos de los lados del tubo con un palito aplicador, girándolo entre el tapón y el tubo; decante las tres capas superiores, frote con un hisopo para limpiar por dentro lo que resta del tapón de desecho.


.

*ver pie de página en la página 42.

46

Abajo se muestran los fundamentos (en orden aleatorio) de la receta de concentración. Coloque los números en los espacios en blanco de los pasos de la receta (página

opuesta) que coincidan:

FUNDAMENTO

___ a. remueve grasas y aceites

___ b. evita contaminación

___ c. permite que funcione uniformemente…

libera la presión gradualmente

___ d. los organismos y partículas mas pesadas sedimentan

___ e. asegura un decantado más limpio …

previene que los desechos se deslicen al sedimento

___ f. remueve partículas gruesas

___ g. remueve materiales solubles y ligeros

___ h. provee suficiente sedimento para dos preparaciones

___ i. asegura un lavado adecuado

___ j. libera a los organismos de otras partículas

___ k. fija los organismos


47

Unidad 4C RECETA: CULTIVO DE PROTOZOARIOS INTESTINALES


CULTIVO DE PROTOZOARIOS INTESTINALES * I. Prepare el inóculo del espécimen:

1. Tome dos tubos de ensaye y caliente (37° C) el medio. 2. Agregue 30 mg. de almidón de arroz estéril a cada tubo de medio. 3. Distribuya en cada tubo de ensaye suficiente penicilina y estreptomicina hasta

llegar a una concentración final de 200-250 unidades de cada una por ml. II. Inocule el espécimen:

1. Examine el espécimen para consistencia y rastros de moco, manchas de sangre y otras áreas anormales concentradas-utilice estas zonas para el cultivo.

Espécimen líquido o semisólido Espécimen formado 2. Con una pipeta de diámetro Tome dos palillos aplicadores y agregue

una porción (del tamaño de un guisante) al espécimen en cada tubo. Mezcle los antibióticos con el espécimen frotando este con las paredes del tubo auxiliándose con un palillo. Selle el tubo con parafina y petrolato.

grande agregue 0.5 ml del espécimen a cada tubo de ensaye. 3. Mezcle el inóculo con los antibióticos, agregando la menor cantidad de aire posible. 4. Selle el tubo con parafina y petrolato. III. Incubación del espécimen a 37° C. por 24 horas. IV. Prepare un frotis directo a partir del cultivo. V. Decida si debe cultivarse por mayor tiempo.

1. Si no se encuentran amibas y no se identifican, cultive por un mayor tiempo; tome dos tubos de medio fresco y agregue almidón de arroz a cada uno. No agregue antibióticos. Transfiera la mitad del sedimento de cada uno de los tubos en tubos frescos. Incube los cuatro tubos a 37° C; y 48 horas después.

2. Prepare y examine frotis directos de los cuatro cultivos. Si no se encuentran amibas o si no se identifican amibas, se transfiere la mitad del sedimento de cada tubo en dos tubos de transferencia con medio fresco, agregue almidón de arroz (sin antibióticos) e incube los cuatro últimos cultivos a 37° C; examine 48 y 72 horas después.

3. Al identificar amibas se deja de cultivar. VI. Prepare una laminilla teñida permanente para mantener un registro permanente y

hacer más fácil la identificación de un organismo sospechoso. Transfiera los sedimentos del cultivo a viales de PVA y prepare entonces laminillas teñidas permanentes y cuidadosamente examine con el objetivo de inmersión-anote sus hallazgos.

*Aunque los cultivos pueden demostrar organismos no reconocidos por la concentración o microscopía directa, no debe ser considerado como un método alternativo a otros, puesto que los especimenes positivos al microscopio pueden ser negativos al cultivarse. Actualmente los cultivos se utilizan más frecuentemente con el propósito de investigación (lineamientos NCCLS 1997.)

48

En la página anterior se presenta la “receta” para CULTIVO DE PROTOZOARIOS INTESTINALES que usted debe seguir dentro del protocolo de laboratorio para el diagnóstico de amibiosis. Ésta técnica, como en la técnica de concentración, son PROCEDIMIENTOS DE RECUPERACIÓN. El cultivo aumenta la posibilidad de encontrar organismos puesto que permite que la amiba se multiplique. Ahora lea (no memorice) los pasos en la receta; ponga especial atención a las palabras subrayadas: Ya que ha leído la receta, estudie las palabras clave y los fundamentos que se presentan abajo. Siga el procedimiento de estudio: (1) vea cada palabra en turno, (2) relacione la palabra con el paso en la receta, y (3) retrocede y relacione los pasos y las palabras clave con el fundamento.


I.

1. medio proporciona los nutrientes y la temperatura óptima

2. almidón de arroz proporciona alimento en partículas para la amiba

3. antibióticos mantiene el nivel óptimo de crecimiento bacteriano

II.

1. áreas anormales aumenta la posibilidad de encontrar amibas

2. agregar el espécimen inicia el cultivo

3. mezcle proporciona una distribución uniforme y libera el organismo al medio

4. Selle baja la tensión para un mejor crecimiento

III. incubación proporciona el tiempo y temperatura óptima para el crecimiento

IV. frotis directo apropiado para el examen inicial

V. cultivar por mayor tiempo aumenta las posibilidades de diagnóstico

VI. frotis teñido permanente proporciona un registro permanente y facilita la identificación

Repita el procedimiento de estudio antes de continuar.

49


CULTIVO DE PROTOZOARIOS INTESTINALES

I. Prepare el inóculo del espécimen:

1. Caliente el medio en dos tubos de ensaye (37° C). 2. Agregue 30 mg. de almidón de arroz estéril a cada tubo de medio. 3. Distribuya en cada tubo de ensaye suficiente penicilina y estreptomicina hasta



Espécimen líquido o semi-sólido Espécimen formado Tome dos palillos aplicadores y agregue


2. Con una pipeta de diámetro grande agregue 0.5 ml del espécimen a cada tubo de ensaye. 3. Mezcle el inóculo con los antibióticos, agregando la menor cantidad de aire posible. 4. Selle el tubo con parafina y petrolato. III. Incube el espécimen a 37° C. por 24 horas. IV. Prepare un frotis directo a partir del cultivo. V. Decida si debe cultivarse por mayor tiempo.

a. Si no se encuentran amibas y no se identifican, cultive por un mayor tiempo; tome dos tubos de medio fresco y agregue almidón de arroz a cada uno. No agregue antibióticos. Transfiera la mitad del sedimento de cada uno de los tubos en tubos frescos. Incube los cuatro tubos a 37° C; y 48 horas después.

b. Prepare y examine frotis directos de los cuatro cultivos. Si no se encuentran amibas o si no se identifican amibas, se transfiere la mitad del sedimento de cada tubo en dos tubos de transferencia con medio fresco, agregue almidón de arroz (sin antibióticos) e incube los cuatro últimos cultivos a 37° C; examine 48 y 72 horas después.

c. Al identificar amibas se deja de cultivar. VI. Prepare una laminilla teñida permanente para mantener un registro permanente y

hacer más fácil la identificación de un organismo sospechoso. Transfiera los sedimentos del cultivo a viales de PVA y prepare entonces laminillas teñidas permanentes y cuidadosamente examine con el objetivo de inmersión-anote sus hallazgos.

50

Se muestran abajo las palabras clave de los pasos en la receta de cultivo. Del lado opuesto están los fundamentos en orden aleatorio. Coloque en los espacios en blanco los números correspondientes a las palabras clave (utilice números romanos y arábigos; por ejemplo: II-4, IV, etc.):


I.

1. caliente el medio ___ a. baja la tensión de oxígeno para mejorar el crecimiento

2. almidón de arroz ___ b. proporciona materiales nutrientes y temperatura óptima para crecimiento 3. antibióticos ___ c. proporciona tiempo y temperatura óptima para crecimiento

II. 1. áreas anormales ___ d. proporciona alimento en partículas para la

amiba

2. agregue el espécimen ___ e. apropiado para el examen inicial

3. mezcle ___ f. mantiene el nivel óptimo de crecimiento bacteriano

4. Selle ___ g. aumenta las posibilidades de diagnóstico

III. incube ___ h. aumenta la posibilidad de tener amibas

IV. frotis directo ___ i. inicia el cultivo

V. cultivar por mayor tiempo ___ j. proporciona un registro permanente y facilita la identificación

VI. laminilla teñida permanente ___ k. proporciona una distribución uniforme y libera el organismo al medio


51

VAYA A LA PÁGINA SIGUIENTE

CULTIVO DE PROTOZOARIOS INTESTINALES II. Prepare el inóculo del espécimen:

1. Caliente el medio en dos tubos de ensaye (37° C). 2. Agregue 30 mg. de almidón de arroz estéril a cada tubo de medio. 3. Distribuya en cada tubo de ensaye suficiente penicilina y estreptomicina hasta



Espécimen líquido o semi-sólido Espécimen formado Tome dos palillos aplicadores y agregue


2. Con una pipeta de diámetro grande agregue 0.5 ml del espécimen a cada tubo de ensaye. 3. Mezcle el inóculo con los antibióticos, agregando la menor cantidad de aire posible. 4. Selle el tubo con parafina y petrolato. III. Incube el espécimen a 37° C. por 24 horas. IV. Prepare un frotis directo a partir del cultivo. V. Decida si debe cultivarse por mayor tiempo.

a. Si no se encuentran amibas y no se identifican, cultive por un mayor tiempo; tome dos tubos de medio fresco y agregue almidón de arroz a cada uno. No agregue antibióticos. Transfiera la mitad del sedimento de cada uno de los tubos en tubos frescos. Incube los cuatro tubos a 37° C; y 48 horas después.

b. Prepare y examine frotis directos de los cuatro cultivos. Si no se encuentran amibas o si no se identifican amibas, se transfiere la mitad del sedimento de cada tubo en dos tubos de transferencia con medio fresco, agregue almidón de arroz (sin antibióticos) e incube los cuatro últimos cultivos a 37° C; examine 48 y 72 horas después.

c. Al identificar amibas se deja de cultivar. VII. Prepare una laminilla teñida permanente para mantener un registro permanente

y hacer más fácil la identificación de un organismo sospechoso. Transfiera los sedimentos del cultivo a viales de PVA y prepare entonces laminillas teñidas permanentes y cuidadosamente examine con el objetivo de inmersión-anote sus hallazgos.

52

Se muestran abajo los fundamentos (en orden aleatorio) para la receta de cultivo. Coloque en los espacios en blanco el número de los pasos de la receta en el lugar apropiado (página previa):

FUNDAMENTOS

___ a. baja la tensión de oxígeno para mejorar el crecimiento

___ b. proporciona una distribución uniforme y libera el organismo al medio

___ c. proporciona material nutriente y temperatura óptima

___ d. proporciona un registro permanente y facilita la identificación

___ e. proporciona tiempo y temperatura óptima de crecimiento

___ f. inicia el cultivo

___ g. proporciona alimento en partículas para la amiba

___ h. con mayor posibilidad de contener amibas

___ i. apropiado para el examen inicial

___ j. aumenta las posibilidades de diagnóstico

___ k. mantiene el nivel óptimo de crecimiento bacteriano


53


54

Unidad 5 CUANDO SE CULTIVA

Las muestras frescas tienen la ventaja de que pueden cultivarse, si hay instalaciones adecuadas, tiempo e interés. El espécimen fresco no debe ser más viejo de 8 horas. Para aumenta la posibilidad de identificar E. histolytica, PREPARE UN CULTIVO del espécimen fresco siempre y cuando se sugiera la presencia de E. histolytica:

1. Si se encuentran amibas (quistes y trofozoítos) que no sean E. histolytica (identificados).

2. Si (posiblemente) se han encontrado amibas no identificadas. 3. Si las heces son disentéricas (acuosa o no formada y con apariencia anormal).

AHORA revise abajo ( ) las condiciones en las que se prepara un cultivo: ___ I. No se encuentran amibas en heces disentéricas. ___ 2. Se usan heces disentéricas y encontrándose trofozoítos de E. histolytica ___ 3. Amibas no identificadas. ___ 4. Posiblemente se encuentran quistes de E. histolytica. ___ 5. Se encuentran quistes de E. histolytica. ___ 6. Se encuentran quistes de E. coli. ___ 7. No se encuentran amibas en heces formadas.


55

Llene los espacios en blanco con los números apropiados que indiquen sus acciones en relación con el cultivo después de que ha examinado un frotis directo.

HAGA ESTO: CUANDO:

1. Cultive ___a. no se encontraron amibas en heces formadas. 2. No cultive ___ b. se encuentran amibas no identificadas.

___ c. se utilizaron heces disentéricas y no se encontraron amibas. ___ d. se encuentran trofozoítos de E. histolytica. ___ e. se encuentran quistes de E. histolytica. ___ f. se encuentran trofozoítos en heces disentéricas de E. coli. ___ g. cuando posiblemente se encuentra un trofozoíto de E. coli .


56

Unidad 6 SELECCIÓN DE LOS PROCEDIMIENTOS PARA EL PROTOCOLO DE LABORATORIO

Las preparaciones específicas en laminillas que se enseñan en esta lección, fueron seleccionadas por permitir la recuperación de amibas intestinalis tan bien como otros parásitos. Las preparaciones son:

frotis directo inicial frotis directo de concentrado laminilla teñida permanente laminillas con cultivo

En general, a mayor número de preparaciones (laminillas) incluidas en el protocolo, mayor va a ser el número de infecciones descubiertas en un periodo de tiempo. Sin embargo, debido a factores económicos y de tiempo, algunas preparaciones se recomienda usarlas como rutina y que otras sean complementarias. La selección de las preparaciones usadas en la rutina depende de estos factores:

1. se requiere recuperar quistes y trofozoítos 2. si el espécimen es fresco o conservado 3. disposición de tiempo e instalaciones

Antes de dejare esta página debe ser capaz de recordar tres factores de selección.

57

Dependiendo de la localización de los laboratorios, los especimenes que recibirá para ser examinados serán FRESCOS ó CONSERVADOS.

RECUERDE

Todas las preparaciones se pueden hacer a partir de ESPECÍMENES FRESCOS. Con excepción de los cultivos, se las preparaciones se pueden hacer a partir de especimenes CONSERVADOS (PVA y formol).

Los especimenes FRESCOS usualmente están disponibles en CLÍNICAS o laboratorios de HOSPITAL. El protocolo recomendado para estos laboratorios incluye los siguientes procedimientos:

PROCEDIMIENTO DE RUTINA FUNDAMENTO Después de haber examinado macroscópicamente al espécimen fresco, prepare un FROTIS y sumerja la laminilla en FIJADOR DE SCHAUDINN.

de ser necesario fije las laminillas para la tinción permanente

PREPARE Y EXAMINE EL FROTIS DIRECTO INICIAL.

permite ver la movilidad de los trofozoítos y una base para la tinción de organismos

PREPARE Y EXAMINE EL FROTIS DIRECTO CONCENTRADO.

colecta quistes en un área limitada

PREPARE LA TINCIÓN PERMAMENTE si el examen de los frotis directos muestra evidencia de la presencia de parásitos es positiva o sospechosa; o si el espécimen es suave o es de tamaño anormal.

tiñe estructuras mejor y proporciona un registro permanente

de consistencia suave es un indicativo de infección

PROCEDIMIENTO COMPLEMENTARIO Si el tiempo y las instalaciones lo permiten, PREPARE el CULTIVO. Cuando menos tiña permanentemente los cultivos que revelaron organismos en el frotis directo.

aumenta la posibilidad de recuperación e identificación

Los procedimientos deben repetirse con diferentes especimenes para cada paciente, dado que la excreción de los organismos es intermitente.

58

Usualmente los especimenes CONSERVADOS (PVA y formol) están disponibles en laboratorios de DIAGNÓSTICO CENTRAL. El protocolo recomendado para el laboratorio incluye los siguientes procedimientos:

PROCEDIMIENTO DE RUTINA FUNDAMENTO

Utilice los especimenes conservados en FORMOL para preparar un FROTIS DIRECTO CONCENTRADO.

Recupera los quistes, huevos, larvas

Utilice los especimenes conservados en PVA para preparar las TINCIONES PERMANENTES.

(tiñe quistes y trofozoítos), el fijador PVA incluye un plástico que ocasiona que el organismo se pegue a la laminilla, permitiendo la tinción permanente.

MODIFICACIONES DE PROCEDIMIENTO

Tiña solo en aquellos casos donde la evidencia, positiva ó sospechosa, es revelada por la preparación concentrada o donde el espécimen es suave o anormal (si se sabe).

Restringe el examen a los casos más relevantes (en un monitoreo donde los exámenes se deben realizar rápidamente)

Utilice las tablas en ésta página y la anterior para contestar las siguientes preguntas (a sí mismo):

1. Si usted está en una clínica u hospital y ha realizado el examen macroscópico de

especimenes frescos, ¿cuáles son las dos laminillas que preparará siempre?

¿Cuándo preparará la tinción permanente?

2. Si el tiempo y las instalaciones lo permiten, ¿qué procedimientos complementarios

puede usted realizar?

3. En el laboratorio diagnóstico central, ¿cuáles son las dos laminillas que se deben

preparar? ¿Qué tipo de espécimen conservado utiliza para cada caso?

4. ¿Cuáles son las condiciones bajo las cuales se puede modificar el protocolo y no

teñir todos los casos? ¿En qué casos se debe teñir?

59
Antes de dejar ésta página, asegúrese que puede responder correctamente a todas las preguntas.


60

Complete cada uno de los siguientes enunciados acerca de dos de los protocolos llenando los espacios en blanco con la letra apropiada. No revise las tablas en las páginas anteriores hasta que haya completado la mayoría de los enunciados sin auxiliarse de ellas:

1. Cuando una clínica u hospital recibe un ___ el primer paso es examinar macroscópicamente para identificar las anormalidades.

2. Después de examinar el espécimen macroscópicamente, realice un ___ y sumérjalo en el fijador Schaudinn.

3. Las dos laminillas deben estar siempre preparadas a partir de especimenes frescos, y el orden de preparación es ___ y ___.

4. El propósito de realizar la concentración es colectar ___ en un área reducida.

5. Una ___ se prepara en una clínica u hospital si el frotis directo muestra evidencia de ser positivo o sospechoso ó si la apariencia de las heces es anormal.

a. quistes b. frotis directo concentrado c. espécimen fresco d. frotis directo inicial e. trofozoítos f. laminilla teñida permanente g. prepare un frotis h. cultivo i. espécimen conservado en

formalina j. espécimen conservado en PVA

6. Si un espécimen fresco está disponible y el tiempo y las instalaciones lo permiten, se prepara un ___.

7. Si todo lo que hay disponible es un espécimen conservado (laboratorio central) el ___ se usa para ser concentrado; el ___ para el procedimiento de tinción permanente.

8. En un monitoreo (tiempo restringido) una ___ se prepara cuando el frotis directo concentrado muestra evidencia de ser positivo o sospechoso ó las heces son anormales.

Revise y corrija sus respuestas.

61

Complete los enunciados (llene los espacios en blanco) acerca de dos de los posibles protocolos:

1. Cuando se recibe un espécimen fresco, la primera cosa que se debe hacer es el examen macroscópico por áreas anormales: lo siguiente es preparar una _______________ y luego sumergirla en _______________.

2. En una clínica y hospital las laminillas preparadas siempre con un _______________ espécimen son_______________ y_______________.

3. Se prepara una laminilla de tinción permanente si el frotis directo muestra evidencia de_______________ ó _______________, ó las heces están _______________ ó______________.

4. El propósito de _______________ es colectar quistes en un área limitada. 5. Se requiere _______________ para realizar un cultivo. 6. Cuando se tiene conservado un solo espécimen, el formol se utiliza para

preparar _______________ y el PVA para preparar _______________. 7. En un monitoreo, donde se deben examinar muchos casos rápidamente, se

prepara una laminilla con tinción permanente si el frotis directo de concentrado muestra evidencia_______________ ó _______________ o las heces presentan _______________.

Revise y corrija sus respuestas.

62

RESUMEN

Ha aprendido los procedimientos de laboratorio que generalmente se consideran los más eficientes para examinar los especimenes fecales para el diagnóstico de amibiasis. Es probable, sin embargo, que las circunstancias particulares de su laboratorio requieran desviarse de los protocolos recomendados. En ese caso, usted debe considerar siempre lo siguiente:

1. Es esencial el etiquetado de los especimenes, laminillas y notas.

2. Todas las laminillas se deben preparar a partir de especimenes frescos. Utilizando especimenes conservados en fijador de PVA y formol, se puede hacer cualquier preparación del protocolo con excepción de los cultivos. Las muestras en formol se utilizan para preparar los frotis directos; las muestras fijadas en PVA se usan para preparas las laminillas teñidas permanentes.

3. Para aumentar las posibilidades de un diagnóstico exitoso, utilice para preparar laminillas y cultivos, muestras con manchas de sangre, rastros de moco o con áreas anormales.

4. Los especimenes frescos se deben examinar inmediatamente o fijarlos en PVA (que previene la desintegración de los trofozoítos) y formol (que conserva los quistes).

5. Se preparan usualmente un frotis directo inicial y un frotis directo de concentrado; si se necesitan se preparan otras laminillas.

6. Se prepara un frotis directo con Quensel (o cualquier otra tinción vital), dependiendo de los hallazgos en el frotis directo inicial; los hallazgos en la preparación Quensel se anotan junto a los del frotis directo inicial (en la misma columna) con la identificación apropiada. 7. La decisión para hacer el cultivo se hace con base en las instalaciones, tiempo e interés, así como el requerir información diagnóstica adicional. 8. Se preparan laminillas tinciones permanentes cuando el organismo no se ha podido examinar de los frotis directos, cuando la consistencia de los especimenes en fresco sugiere la presencia de trofozoítos o cuando se requiere de un registro permanente.

9. Al preparar laminillas, se debe poner mucha atención al orden en que se agregan y mezclan reactivos, y los reactivos en los especimenes antes que los especimenes.

10. Utilice siempre la “receta” cuando realice la tinción, concentración y cultivo.

11. En todo momento se debe tener cuidado especial para evitar contaminarse y su ambiente.

63

REFERENCIAS

Para profundizar en el tema puede usted hacer referencia a los artículos y libros que se enlistan abajo:

Artículos Brooke, M. M., y Goldman. 1949. Polyvinyl alcohol-fixatives a preservative and adhesive for protozoa in dysenteric stools and other liquid materials. J. Lab. Clin. Med.34: 1554-1560.

Ritchie, L. G. 1948. An ether sedimentation technique for routine stool examinations. Bull. U.S. Army Med. Dept. 8: 326.

Wheatley, W. B. 1951. A rapid staining procedure for staining intestinal amoebae and flagellates. Am. J. Clin. Path. 21: 990-991.

Libros Brown, H.W. 1975. Basic Clinical Parasitology. 4th ed. Appleton-Century-Crofts, New York.

Craig, C. F. 1948. The Laboratory Diagnosis of Protozoan Diseases. 2nd ed. Lea y Feibiger. Filadelfia.

Faust, E. C., Russell, R. F., y Jung, R. C. 1970. Craig and Faust’s Clinical Parasitology. 8ava ed. Lea y Febiger, Filadelfia.

Faust, E. C., Beaver, P. C., y Jung, R. C. 1975. Animal Agents and Vectors of Human Disease. 4th ed. Lea y Febiger, Filadelfia.

Markell E. K. y Voge, M. 1976. Medical Parasitology. 4a ed. W. B. Saunders. Filadelfia .

Manual Melvin, D.M. y Brooke, M.M. 1975. Laboratory Procedures for the Diagnosis of Intestinal Parasites. DHEW Publication No. (CDC) 75-8282. Disponible en Superintendent of Documents, U.S. Government Printing Office, Washington, D.C. 20402. GPO Lote No.017-023-00091-8. Precio $6.45

NCCLS. Procedures for the Recovery and Identification of Parasites from the Intestinal Tract; Approved Guideline. Documento NCCLS M28-A (ISBN 1-56238-342-6). NCCLS, 940 West Valley Road, Suite 1400, Wayne, Pensilvania19087-1898, USA 1997.

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RESULTADOS DE LAS PRUEBAS DE CAMPO-PARTE III La tabla resume los resultados del uso de esta parte de Amebiasis: Diagnóstico de Laboratorio por un amplio grupo de aprendices bajo condiciones de “campo”. Las pruebas de campo se hicieron en los siguientes lugares: Escuela de Medicina Emory, Atlanta, Ga. Participantes: 36 estudiantes de medicina de primer año. Hospital Grady Memorial, Atlanta, Ga. Participantes: 27 técnicos médicos aprendices y su instructor. Universidad de Tulane y Hospital Charity, New Orleans, La. Participantes: 13 estudiantes de postgrado en Parasitología, 7 técnicos médicos aprendices, y 6 personas con títulos científicos. Hospital Jackson Memorial, Miami, Fla. Participantes: 29 técnicos médicos en entrenamiento, 12 técnicos médicos, y 3 personas con grados científicos. Escuela técnica Murrell Dobbins, Filadelfia Pa. Participantes: 26 técnicos médicos aprendices, 15 directores de laboratorio, 7 técnicos médicos, y 2 médicos. Colegio Estatal Junior del Condado Broward, Fort Lauderdale, Fla. Participantes: 87 estudiantes. Las pruebas de campos se condujeron en un ambiente de salón de clase formal. Las instrucciones generales acerca del uso de los materiales y observación de su aplicación fueron supervisados por los representantes de la sucursal de laboratorio y de la unidad de comunicaciones instructivas. Cada aprendiz recibió un paquete con dos sobres; Sobre #1 contenía la evaluación previa a la lección, Parte I: "Ciclo biológico de Entamoeba histolytica," y Parte II: "Identificación de las amibas intestinales"; Sobre #2 contenía la Parte III: "Procedimientos de laboratorio," una evaluación posterior a la lección, y un cuestionario (para obtener información relevante acerca de los aprendices y solicitar su opinión acerca de los materiales de entrenamiento). Los artículos en el sobre #1 se usaron (en el orden mostrado arriba) durante una sesión de 4 horas en el día 1; los artículos del sobre #2 se usaron durante una sesión de 4 horas en el día 2. Todos los materiales se devolvieron al finalizar cada sesión. Este es el procedimiento que se siguió en todos los lugares con excepción de Filadelfia y Fort Lauderdale, donde las dos sesiones de 4 horas se efectuaron por la mañana y por la tarde del mismo día. De los 271 aprendices, 242 completaron las Partes I y II. Aquellos que no completaron el entrenamiento fue por falta de interés o falta de tiempo. La participación de los estudiantes fue esencialmente voluntaria, pero con frecuencia no se les había dicho que esperar. Así mismo, el usar estos materiales en un formato de salón de clases formal bajo cualquier condición limitada de tiempo, es contraria a las recomendaciones de uso (ver Especificaciones en la contraportada y en la Introducción al curso). Cada participante puede ser clasificado como perteneciente a uno de siete grupos de acuerdo con la ocupación actual del aprendiz, experiencia pasada, y como se relacionan con el material que se cubrió en la lección. Tres grupos que pertenecen a la población primaria en entrenamiento: Grupo A: 15 personal científico con grado técnico y por lo menos un curso en parasitología. Grupo B: 14 personal científico con grado técnico y ningún entrenamiento formal en parasitología Grupo C: 36 estudiantes de medicina del primer año sin entrenamiento formal en parasitología más allá de la biología a nivel técnico. Tres grupos que pertenecen a la población secundaria en entrenamiento: Grupo D: 14 personal científico avanzado, con títulos académicos y mucha experiencia. Grupo E: 37 tecnólogos médicos en entrenamiento con bachillerato, muchos con un año en escuela técnica. Todos con por lo menos 4 semanas de entrenamiento formal en parasitología. Grupo F: 46 técnicos médicos en entrenamiento con bachillerato, muchos con un año en escuela técnica. Ninguno con entrenamiento previo en parasitología. Un grupo estaba por fuera de las poblaciones de aprendices especificadas: Grupo G: 80 estudiantes técnicos con entrenamiento en biología.

Datos de 6 pruebas de campo de la Parte III: Procedimientos de Laboratorio

*Las pruebas de antes y después de la lección fueron iguales; se dio crédito a las respuestas en la prueba posterior sólo a aquellas respuestas exactas a lo que se enseño en la lección; en la prueba de antes de la lección, se dio crédito a las respuestas si era sinónimas o compatibles con lo que se enseña en la lección.

LIBRO DE RESPUESTAS

de los

PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO

Parte tres de un curso de tres partes

Amebiosis: Diagnóstico de laboratorio

Retire este libro de trabajo antes de comenzar la lección. Examínelo cuidadosamente,

y manténgalo al alcance para revisar su trabajo conforme estudia la lección.

etiqueteambos lugares

RESPUESTAS DE LAS PÁGINAS 4 Y 5

PÁGINA 13

1. c. 2. e. 3. f. 4. d. 5. b. 6. g. 7. b. 8. a. 9. b. 10. b. 11. a.

1. trofozoítos 2. colector (remitente) 3. organismos de vida libre 4. refrigerantes 5. orina, agua, y tierra 6. trofozoítos 7. método de 2 viales 8. con posibilidad de tener amibas líquid… infección (E. histolytica) 9. PVA y formol. 11. magnesia, aceite, bario, bismuto.

RESPUESTAS DE LA PÁGINA 11

( ó # 3)

( ó # 2)

Cualquiera de las muestras se puedeexaminar primero en el caso que losdos especimenes sean de la mismaedad y la misma consistencia

PÁGINA 17

( ó # 6)

( ó # 7)

( ó # 4)

( ó # 3)

Cualquiera de las muestras se puedeexaminar primero en el caso que losdos especimenes sean de la mismaedad y la misma consistencia

PÁGINA 19

FROTIS DIRECTO DE CONCENTRADO

FROTIS DIRECTO INICIAL

FROTIS DIRECTO INICIAL

FROTIS DIRECTO DE CULTIVO

FROTIS DIRECTO DE CONCENTRADO

FROTIS DIRECTO DE CULTIVO

PVA

FRESCA

inmediatamente

inmediatamente

seca

cubra,entonces

PÁGINA 21

1_ a. 2_ b. 3_ c. _ d. 4_ e. _ f. 5_ g. 6_ h. _ i. 7_ j. _ k. 8_ l. _m.

PÁGINA 39 PÁGINA 32

5_ a. 1_ b. 3_ c. 6_ d. 4_ e. 2 f.

PÁGINA 45

PÁGINA 41

2_ a. 4_ b. 6_ c. 3_ d. 1_ e. 5 f.

II-4 a. I-1 b. _III _c. _I-2_d. _VI _e. _I-3 f. V g. _II-1 h. _II-2 i. _VI _ j. _II-3_k.
_ a. 1_ b. 1_ c. _ d. 2_ e. 3_ f. 4_ g.

6_ a. 1_ b. 5 _ c. 10_ d. 3_ e. 4_ f. 2_ g. _ 8_ h. _ 7_ i. _ 9_ j. 11_ k.

8 _ a. 3 b. 9 c. 4 _ d. 10 e. 2 _ f. 5 _ g. 11 h. 6 i. 1 _ j. 7 k.

II-4_a. II-3_b. I-1 _c. VI _ d. III_ e. II-2_f. I-2_ g. II-1_h. IV i. V _j. I-3 _k.

1. 2.

3. 4.

5. 6.

7.

1. c._ 2. g._ 3. d. y b._ 4. a._ 5. f._ 6. h._ 7. i. … j. 8. f._

2_ a. 1_ b. 1_ c. 2_ d. 2_ e. 1_ f. 1_ g.

1. frotis… Fijador Schaudinn.

2. fresca… frotis directo inicial y frotis directo de concentrado.

3. positiva o sospechosa… suave o anormal. 4. concentración 5. espécimen fresco 6. frotis directo de concentrado…

tinción permanente 7. positiva o sospechosa…

anormal.

PÁGINA 62



Date post:	13-Mar-2020
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