i
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
“EVALUACIÓN CUANTITATIVA DE RESIDUOS EN CARNE DE
GANADO DE ENGORDE, POST APLICACIÓN POUR-ON, DEL
PRODUCTO FIPRONIL MÁS IVERMECTINA”
Trabajo de Grado presentado como requisito para optar el Título de
Médico Veterinario Zootecnista
AUTOR
NATHALY ALEXANDRA FREIRE PAZMAY
TUTOR
DR. JORGE MOSQUERA ANDRADE
Quito, Abril 2017
i
ii
DEDICATORIA
A mis padres, porque siempre estuvieron a mi lado brindándome su
apoyo.
A mi hermano, por estar siempre a mi lado y apoyarme como amigo.
A mi hijo, por ser mi motor y fuente de inspiración.
A Jorge, gracias por tu amor, paciencia y por estar siempre a mi lado,
A mis abuelitos, Papá Beto y Mamá Mashita, seguro desde el cielo
guiaron cada uno de mis pasos y están orgullosos de mí.
Finalmente, quiero dedicar este trabajo a mi familia, amigos y a mis hijos
de cuatro patas, ya que ellos representan la pureza de la vida.
Nathaly
iii
AGRADECIMIENTO
A Dios por darme la salud y la sabiduría para culminar una etapa
importante de mi vida.
Expreso mi agradecimiento a la Facultad de Medicina Veterinaria y
Zootecnia de la Universidad Central del Ecuador, a sus autoridades,
personal docente y administrativo, de manera especial al Dr. Jorge
Mosquera, por su destacada labor como tutor en el desarrollo del
presente trabajo de investigación.
A la empresa James Brown Pharma por brindarme el apoyo necesario
para llevar a cabo la presente investigación.
A mis padres Jorge y Socorro por haberme forjado como la persona que
soy en la actualidad; muchos de mis logros se los debo a ustedes entre
los que se incluye éste.
Agradezco a mi familia y mis amigos por ser parte de todo este largo
camino.
iv
© DERECHOS DE AUTOR
Yo, Nathaly Alexandra Freire Pazmay en calidad de autor del trabajo de
investigación “EVALUACIÓN CUANTITATIVA DE RESIDUOS EN CARNE
DE GANADO DE ENGORDE POST APLICACIÓN POUR-ON DEL
PRODUCTO FIPRONIL MÁS IVERMECTINA” autorizo a la Universidad
Central del Ecuador, hacer uso de todos los contenidos que me
pertenecen o parte de los que contienen esta obra, con fines
estrictamente académicos o de investigación.
Los derechos que como autor me corresponde, con excepción de la
presente autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo
establecido en los artículos 5, 6, 8, 19 y demás pertinentes de la Ley de
Propiedad Intelectual y su Reglamento.
Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice
la digitalización y publicación de este trabajo de investigación en el
repositorio virtual, de conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley
Orgánica de Educación Superior.
En la ciudad de Quito, a ___ de Abril de 2017.
Nathaly Alexandra Freire Pazmay
Cd. N°1723182869
v
INFORME DEL TUTOR
En mi carácter de Tutor del Trabajo de Investigación, presentado por la
señorita NATHALY ALEXANDRA FREIRE PAZMAY, para optar por el
Título o Grado de Médico Veterinario y Zootecnista, cuyo título es
“EVALUACIÓN CUANTITATIVA DE RESIDUOS EN CARNE DE
GANADO DE ENGORDE, POST APLICACIÓN POUR-ON, DEL
PRODUCTO FIPRONIL MÁS IVERMECTINA”. Considero que dicho
trabajo reúne los requisitos y méritos suficientes para ser sometido a la
presentación pública y evaluación por parte del jurado examinador que se
designe.
Quito, a los ___ días del mes de Abril del 2017.
Dr. Jorge Mosquera Andrade
CI: 1702609197
vi
CALIFICACION DEL TRABAJO ESCRITO FINAL
vii
viii
ix
INDICE GENERAL
Pág.
DEDICATORIA ........................................................................................... ii
AGRADECIMIENTO .................................................................................. iii
© DERECHOS DE AUTOR ....................................................................... iv
INFORME DEL TUTOR ............................................................................. v
CALIFICACION DEL TRABAJO ESCRITO FINAL .................................. vi
INDICE GENERAL .................................................................................... ix
LISTA DE CUADROS ............................................................................... xi
LISTA DE GRAFICOS .............................................................................. xii
RESUMEN ............................................................................................... xiii
ABSTRACT ............................................................................................. xiv
CAPITULO I............................................................................................... 1
Introduccion ............................................................................................... 1
Objetivos .................................................................................................... 4
CAPÍTULO II .............................................................................................. 5
Marco teórico ............................................................................................. 5
Consumo de carne en Ecuador ................................................................. 6
Empleo de productos veterinarios en la producción animal ....................... 8
Principales antiparasitarios y estudios realizados .................................... 10
El consumidor demanda seguridad en la carne de vacuno ..................... 14
¿Por qué es necesario el periodo de tiempo de retiro? ........................... 16
Control de residuos veterinarios en ecuador ........................................... 17
CAPITULO III ........................................................................................... 19
Materiales y Métodos ............................................................................... 19
x
Metodología ............................................................................................. 21
CAPÍTULO IV .......................................................................................... 33
Resultados y discusión ............................................................................ 33
CAPÍTULO V ........................................................................................... 39
Conclusiones ........................................................................................... 39
Bibliografia ............................................................................................... 40
Anexos ..................................................................................................... 45
xi
LISTA DE CUADROS
CUADROS pág.
Cuadro 1. Composición nutricional de las carnes por 100g ...................... 6
Cuadro 2. Número de cabezas de ganado en Ecuador ............................ 6
Cuadro 3. Niveles residuales de Fipronil e ivermectina (mg/kg) en carne
de bovinos de engorde, tras la aplicación pour-on, en 10 muestras
utilizando Cromatografía Liquida (HPLC). ............................................... 33
Cuadro 4. ANOVA Comparaciones por pareja entre los niveles de factor
tiempo ...................................................................................................... 36
Cuadro 5. ANOVA Comparaciones por parejas entre cada fármaco dentro
de cada nivel del factor tiempo. ............................................................... 37
xii
LISTA DE GRAFICOS
GRAFICO pág.
Gráfico 1. Existencia de ganado vacuno por provincias (miles de cabezas). ....... 7
Gráfico 2. Existencia de ganado vacuno por región 2015 ........................................ 7
Gráfico 3. Registro del peso de cada animal ............................................................ 23
Gráfico 4. Baño pour-on ............................................................................................... 23
Gráfico 5. Sujeción de animales en la manga .......................................................... 24
Gráfico 6. Desinfección de la zona a incidir .............................................................. 24
Gráfico 7. Infiltración de Lidocaína al 2% .................................................................. 25
Gráfico 8. Realización de la incisión .......................................................................... 25
Gráfico 9. Extracción de músculo ............................................................................... 25
Gráfico 10. Músculo en frasco recolector .................................................................. 26
Gráfico 11. Rotulación de la muestra......................................................................... 26
Gráfico 12. Muestra en cooler para transportar ....................................................... 26
Gráfico 13. Sutura de zona incidida ........................................................................... 27
Gráfico 14. Aplicación de cicatrizante ........................................................................ 27
Gráfico 15. Residuos de Fipronil e Ivermectina en carne bovina en 10 muestras de carne. .......................................................................................................................... 35
xiii
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
“EVALUACIÓN CUANTITATIVA DE RESIDUOS EN CARNE DE GANADO DE ENGORDE POST, APLICACIÓN POUR-ON, DEL PRODUCTO FIPRONIL MÁS
IVERMECTINA”.
Autor: Nathaly Alexandra Freire Pazmay
Tutor: Dr. Jorge Mosquera Andrade
Fecha: abril 2017
RESUMEN
La presente investigación se realizó con el fin de determinar residuos de Ivermectina y
Fipronil en carne de ganado de engorde tratados con una formulación comercial que
contiene la asociación de ambos fármacos. Se desarrolló y validó un método analítico
mediante cromatografía líquida de alta eficiencia (HPLC). Para el estudio se utilizaron 10
bovinos Charbray y Brahmán, menores de un año, de ±212 kg, los que fueron tratados a
una dosis de 1ml/10kg en baño pour-on. El muestreo se realizó mediante una biopsia en
las tablas del cuello los días 0, 15, 45, 75 y 105 post aplicación del producto. Para validar
la metodología analítica y elaborar las curvas de calibración, se utilizaron muestras de
tejido blanco libre de fármacos. Para Ivermectina el LMR es de 0.04mg/kg con un tiempo
de retiro de 28 días y para Fipronil el LMR es de 0.5mg/kg con un tiempo de retiro de 100
días. La técnica utilizada para la detección de Ivermectina y Fipronil en los tejidos
analizados presentó los siguientes resultados: el día 0 (tejido libre de fármaco),
<0.01mg/kg tanto para Ivermectina como para Fipronil, día 15, 0.003 mg/kg para Fipronil;
0.038mg/kg para Ivermectina, día 45, 0.030 mg/kg para Fipronil; 0.0 mg/kg Ivermectina,
día 75, 0.002 mg/kg para Fipronil; 0.0 mg/kg Ivermectina, a partir del día 105 no se
detecta residuos para Ivermectina ni para Fipronil. Las mayores concentraciones
residuales para los dos productos fueron observadas el día 15; desapareciendo los
residuos de Ivermectina el día 45. Los residuos encontrados en carne para cada fármaco
no sobreasan los LMR en ninguno se los muestreos realizados.
Palabras clave: Ivermectina / Fipronil/ carne /residuos/ LMR/ HPLC.
xiv
ABSTRACT
A study was made to determine the effects of Ivermectin and Fipronil in the meat of the
beef in order to feed the cows with the formulation to the consumption of the two drugs.
During the studies the validation and effects of drugs (HPLC) in liquid state for the high
efficiency of the product. For this study it was used 10 cows Charbray and Brahman,
which were less than a year old and less than ±212 kg. This subject were given a doses
of 1ml/10kg , which in turn a biopsy was done around the neck during the days 0,
15. 45, 75 and 105 post application or consumption of the product. To validate this
analytic study, statistical analysis of the calibration samples were taken of white tissue,
were used without use of the above mention products (Ivermectin and Fipronil). The
amount of Ivermectina used was of 0.04mg/kg in a time frame of twenty eight days and
for the Fipronil of 0.5mg/kg used in a time frame of one hundred days. The process used
was to detect of Ivermectin and Fipronil was by analysing the tissues of the beef on
different days. On day 0 (the tissue was free of substances or products), it was less than
0.01mg/kg. for Ivermectina and Fipronil, On day 15, 0.003mg/kg for the Fipronil; and
0.038mg/kg for Ivermectin, on day 45, 0.030mg/kg for Fipronil: while 0.0 mg/kg for
Ivermectin, on day 75, it shows 0.002 mg/kg for Fipronil; 0.0 mg/kg for Ivermectin, and
after day 105 anything shows for both products as mention above. The majority of the
concentration of the drugs were present during day 15 for Ivermectin and Fipronil, but on
day 45 the presence of Ivermectin had disappeared from the tissues tested. The tissue
tested did show small samples of drugs in the beef tissues and does not surpass the
limits of the LMR in any of the samples taken during process.
Key words: Ivermectin/ Fipronil/ meat/ residues/ LMR/ HPLC
1
CAPITULO I
INTRODUCCION
En Ecuador, cada año se sacrifican alrededor de un millón de reses, esto
es aproximadamente 500 millones de libras de carne, de acuerdo con la
Federación Nacional de Ganaderos (Castro, 2014).
El consumo per cápita de carne de res en Ecuador es de 10kg al año
(Pérez, 2015). Los consumidores son cada vez más exigentes con la
calidad e inocuidad del producto que llevan a su mesa, razón por la que la
meta principal de los productores ganaderos ha sido producir carne lo
más saludable posible, por lo que a diario proporcionan lo mejor en el
manejo y cuidado de sus animales (FAO, 2012).
Hay ocasiones en que los animales se enferman y necesitan una terapia
con medicamentos; esto constituye, dentro de la explotación, un rubro
más en los costos de producción, razón por la que cada animal debe ser
evaluado, con el fin de poder determinar la relación costo-beneficio del
tratamiento y, a la vez, evaluar el umbral de daño que pudiera ocasionar
la intervención farmacológica, tanto para los animales, el medio ambiente
y la salud pública (Federación Nacional de Productores de Leche, 2014).
Durante años, uno de los principales problemas en el país, en hatos de
climas cálidos, es la presencia de ectoparásitos en bovinos,
principalmente las garrapatas, el gusano barrenador, tórsalo y las
moscas, así como las enfermedades transmitidas por éstos, a las que se
ha considerado como uno de los mayores problemas sanitarios para la
producción ganadera.
2
Toriz (2013) manifiesta que las infestaciones intensas por parásitos
externos, principalmente las garrapatas. producen pérdidas económicas,
pérdida de piel y de producción en los animales enfermos.
La presencia de parásitos en los bovinos son importantes para que los
animales obtengan inmunidad, pero cuando el equilibrio se rompe, debido
a factores que producen stress y baja de inmunidad, aparecen las
infestaciones masivas; esto nos obliga a buscar un método farmacológico
adecuado de control para evitar grandes pérdidas en la rentabilidad del
hato (ElAgro, 2014).
Frente a esta problemática, una de las opciones más eficaces para el
control de estos parásitos en las explotaciones son los antiparasitarios.
Debemos estar conscientes que todos los antiparasitarios dejan residuos
en el animal tratado, bien del principio activo en su forma original o bien
de sus metabolitos, sin importar la forma de aplicación interna o externa,
lo único que varía en cada producto es la cantidad de residuos,
los órganos donde se depositan (músculo, grasa, hígado, piel, etc.) y
cuánto tiempo tardan en desaparecer tras la aplicación del producto
(Junquera, 2015).
La administración de estas sustancias con fines terapéuticos es, en
muchos casos, necesaria, pero cuando se utilizan los medicamentos de
forma fraudulenta, indiscriminada y abusiva sin atender a los principios de
la buena práctica veterinaria, la presencia de residuos en los alimentos
puede generar productos de baja calidad y constituyen un riesgo para la
salud de los consumidores, produciendo toxicidad aguda o crónica,
efectos mutagénicos y carcinogénicos, desórdenes en el desarrollo
corporal, reacciones alérgicas, entre otros (Lozano & Arias, 2008).
Lamentablemente, en nuestro país aún no existe control ni regulación de
la presencia de residuos de antiparasitarios en alimentos de origen
animal, debido a las dificultades técnicas que implican su detección y al
3
costo económico. Esto hace que exista un ambiente de temor ante el
expendio de carne que no posee los controles adecuados.
La obligación del productor ganadero es esperar a que se eliminen del
organismo de los bovinos los medicamentos aplicados antes de enviar a
faena, es decir respetar el tiempo de retiro de los medicamentos, para de
esta manera garantizar la calidad e inocuidad de los productos de origen
animal que está produciendo para el consumo (FAO, 2012).
Una de las funciones importantes del Médico Veterinario es velar por la
calidad del producto que será consumido por la población, ejerciendo
control en las explotaciones y en plantas faenadoras, para evitar que
sustancias ajenas a la carne, como son los antiparasitarios, se incorporen
a la misma y que será consumida por la población.
El presente estudio sobre evaluación cuantitativa de residuos de fipronil e
ivermectina, post aplicación pour-on en carne de ganado de engorde,
tiene como fin promover la vigilancia de residuos de medicamentos de
uso veterinario en carne, evitar que lleguen al consumidor alimentos con
residuos de sustancias que puedan tener consecuencias negativas para
la salud y disponer de programas de control de residuos que nos permitan
certificar alimentos de origen animal y así evitar rechazos en puertos de
entrada y abrir nuevos mercados internacionales.
La presente investigación se realizó en la hacienda Diana ubicada en la
Provincia de Santo Domingo de los Tsáchilas, mediante la utilización de
una metodología sencilla, pero a la vez moderna que certifique el estado
del producto cárnico.
4
OBJETIVOS
General
Determinar residuos en carne de ganado de engorde post aplicación pour-
on, del producto que contiene fipronil mas ivermectina.
Específicos
Determinar residuos de fipronil más ivermectina en carne de ganado de
engorde.
Determinar el tiempo de retiro del fipronil más ivermectina.
5
CAPÍTULO II
MARCO TEORICO
A través de la historia, la carne ha formado parte de la dieta de la
humanidad, por lo tanto, se ha puesto énfasis en encontrar productos
sanos que no solo satisfagan el gusto del consumidor, sino que ayuden a
prevenir futuras afecciones al mismo.
El Codex Alimentarius define la carne como “todas las partes de un
animal que han sido dictaminadas como inocuas y aptas para el consumo
humano o se destinan para este fin” (CODEX, 2005).
En la actualidad, los productos de origen animal son altamente apreciados
por los consumidores de países más o menos desarrollados, ya que la
carne es considerada un alimento muy nutritivo y esencial en la dieta, que
proporciona a nuestro organismo gran cantidad de nutrientes (Fundación
Española de la Nutrición, 2010).
La carne se compone de agua, proteínas y aminoácidos, minerales,
grasas, ácidos grasos, vitaminas y otros componentes bioactivos, así
como pequeñas cantidades de carbohidratos (FAO, 2015).
Desde el punto de vista nutricional, la importancia de la carne deriva de
sus proteínas de alta calidad que contienen todos los aminoácidos
esenciales, así como de sus minerales y vitaminas de elevada
biodisponibilidad. La carne es rica en vitamina B12 y hierro, los que no
están fácilmente disponibles en las dietas vegetariana (CODEX, 2005).
6
Cuadro 1. Composición nutricional de las carnes por 100g
Producto Agua Proteína Grasas Cenizas kJ*
Carne de vacuno (magra)
75.0 22.3 1.8 1.2 485
Canal de vacuno
54.7 16.5 28.0 0.8 1351
Carne de cerdo (magra)
75.1 22.8 1.2 1.0 469
Canal de cerdo 41.1 11.2 47.0 0.6 1975
Carne de ternera (magra)
76.4 21.3 0.8 1.2 410
Carne de pollo 75.0 22.8 0.9 1.2 439
Carne de venado (ciervo)
75.7 21.4 1.3 1.2 431
Fuente: (FAO, 2015)
Consumo de carne en Ecuador
Ecuador tiene la suficiente cantidad de carne para satisfacer el consumo
de sus 16,144,363 habitantes; el sector agropecuario cuenta con un total
de 4,12 millones de cabezas a nivel nacional (INEC, 2015).
Cada año se procesan alrededor de 220.000 toneladas métricas de carne,
que se obtienen del millón de reses faenadas en camales formales, de
acuerdo con la Federación Nacional de Ganaderos (Pérez, 2015).
Cuadro 2. Número de cabezas de ganado en Ecuador
Ganado (miles de cabezas)
AÑO VACUNO PORCINO OVINO
2014 4.579 1.910 619
2015 4.115 1.638 507
Fuente: Encuesta de Superficie y Producción Agropecuaria Continua (ESPAC 2015)
7
Gráfico 2. Existencia de ganado vacuno por región 2015
Manabí posee 893.088 cabezas de ganado vacuno y es la provincia con
mayor participación, lo que representa el 21,70 %del total Nacional,
seguido por Esmeraldas con 331 mil cabezas (INEC, 2015), como puede
verse en la figura N°1.
Gráfico 1. Existencia de ganado vacuno por provincias (miles de
cabezas).
(INEC, 2015)
(INEC, 2015)
El ecuatoriano consume cada año, en promedio, 54 kilogramos de
distintas variedades de carne, de las que 32 kg corresponden a carne de
8
pollo; 12 kg son de cerdo y el resto, 10 kg, corresponden a res y pescado
(Pérez, 2015).
Empleo de productos veterinarios en la producción animal
El uso de medicamentos veterinarios es esencial durante la crianza de
animales productores de alimentos dado que los sistemas actuales de
explotación favorecen la aparición de procesos infecciosos y parasitarios
que requieren la utilización de fármacos con fines profilácticos o
terapéuticos.
Es muy importante que estos fármacos sean usados de una forma
responsable, es decir, utilizando una dosis correcta para garantizar el
efecto deseado. Nunca administrar dosis mayores porque pueden
presentarse efectos negativos o prolongarse los períodos de retiro en el
organismo del animal. Si se usan dosis más bajas no se alcanzan los
efectos deseados y no se logra el objetivo primario que es sanar al animal
(SENASA, 2013).
En el caso de los antiparasitarios cuando son subministrados en dosis
bajas puede aumentar la resistencia de los parásitos a dichos
medicamentos; por ejemplo, los productores de ganado de carne deben
evitar el uso de subdosis de avermectinas para el control del tórsalo, ya
que inducen la resistencia de otros parásitos (SENASA, 2013).
En el país, la mayoría de explotaciones de clima tropical tiene un gran
desafío frente a las parasitosis externas como son las garrapatas, las
miasis, tórsalo, piojos, moscas de los cuernos y las enfermedades
transmitidas por éstas, convirtiéndose en un verdadero problema
sanitario.
Las garrapatas son parásitos externos que constituyen un gran enemigo
para los bovinos, no solamente por los daños que producen en la piel, la
anemia y pérdida de peso de los animales, sino también por la
9
transmisión de los microorganismos que son conocidos como
hemoparásitos y que corresponden a Babesia bigemina, Babesia bovis y
Anaplasma marginale, las que le producen enfermedades (ElAgro, 2014).
La presencia de estos parásitos son un problema muy serio el que, si no
se le da el manejo técnico adecuado, puede producir grandes pérdidas
económicas, ocasionadas por los efectos que tiene en la producción de
leche y carne, la ocurrencia de abortos, la presencia de infecciones por
hemoparásitos y hasta la muerte de los animales, así como por los gastos
por, honorarios médicos, medicamentos veterinarios y exámenes de
laboratorio (ElAgro, 2014).
Con el fin de eliminar e intentar controlar estos parásitos externos, el
ganadero en conjunto con el Médico Veterinario optan por buscar un
antiparasitario eficaz que posea todas las características deseadas de un
buen antiparasitario como son: amplio margen terapéutico, efecto potente
y rápido, baja toxicidad, amplio espectro, fácil administración, baja o nula
generación de resistencia y escaso o nulo efecto sobre el ecosistema
(Sumano & Ocampo, 2006).
Entre las características del antiparasitario ideal, es importante poner más
énfasis a los residuos que éste puede dejar en los alimentos de consumo
humano como son la carne y la leche y, así mismo, valorar la importancia
del tiempo de retiro para asegurar un alimento inocuo y libre de residuos
(CORFOGA, 2015).
El uso incorrecto de medicamentos en el tratamiento de los animales
puede dar como resultado la contaminación del producto comestible con
niveles de medicamentos por encima de los permitidos por la legislación
vigente, que lo harán no apto para el consumo humano.
10
Principales antiparasitarios y estudios realizados
Ivermectina
Sumano y Ocampo (2006) señalan que la Ivermectina es un
antiparasitario de amplio espectro eficaz contra una gran variedad de
nemátodos y ectoparásitos, pero sin acción contra céstodos y tremátodos.
El amplio volumen de distribución (Vd) indica que una gran cantidad se
localiza en los diferentes tejidos, incluyendo la piel, dato que es
importante en medicina veterinaria por dos razones:
Si la carne o productos tratados con ivermectina llegan a ser consumidos
por el ser humano, suele constituir un problema de salud pública.
El efecto residual del fármaco puede llegar a ser de 10-12 semanas, y
éste es considerado ideal para el control de ectoparásitos como pulgas,
garrapatas y moscas.
En el ganado, la Ivermectina está aprobada para el control de: gusanos
redondos gastrointestinales (adultos y larvas de 4° estadio), vermes
pulmonares (adultos y larvas de 4° estadio), cresas de ganado (estadios
parasitarios), piojos chupadores y ácaros (Plum & Pharm, 2006)
La absorción de la Ivermectina en rumiantes es 1/4 a 1/3 de la dosis
debido a la inactivación de la droga en el rumen. Si bien hay mayor
biodisponibilidad luego de la administración SC, la absorción enteral es
más rápida que la SC (Plum & Pharm, 2006).
La Ivermectina se distribuye bien en tejidos, pero no penetra con facilidad
en el líquido cefalorraquídeo, con lo que se minimiza su toxicidad. Se
metaboliza en el hígado mediante rutas oxidativas y se excreta
primariamente en la materia fecal y menos de 5% de la droga se excreta
en la orina (Plum & Pharm, 2006).
11
Se elimina en la bilis. En bovinos, la excreción fecal representa el 98% o
más del total de la dosis administrada (Sumano & Ocampo, 2006)
La biodisponibilidad subcutánea es mayor en el ganado vacuno que en el
ganado porcino, ovino y caprino. En el ganado vacuno el lamido de unos
animales a otros, tras la administración tópica, puede modificar los niveles
plasmáticos del compuesto, ya que parte de la dosis es ingerida por vía
oral (Botana, Landoni, & Jiménez, 2002).
En el ganado, la sobredosificación no se presenta hasta inyectar 30 veces
la dosis recomendad (Plum & Pharm, 2006).
Se ha detectado que el contenido gástrico tiene la menor concentración
del fármaco, pero se encuentra en grandes cantidades en el moco y
contenido intestinal (Sumano & Ocampo, 2006).
Dosis recomendada vía tópica: 500ug/kg = 0.5mg/kg = 0.5ml/kg (Sumano
& Ocampo, 2006).
Se han realizado varios estudios entre los que tenemos:
En el año 2006, Palma; Godoy; Arboix y Pérez en la Universidad de
Chile, determinaron la presencia de abamectina y triclabendazol en
tejidos bovinos, mediante cromatografía liquida de alta eficiencia
HPLC. Se trataron 16 bovinos con una formulación comercial que
contiene ambos fármacos para administración oral a una dosis de
0.2mg/kg de AMB y 10mg/kg de TCBZ. Se estableció valores de
límites máximos de residuos (LMR) para los fármacos en estudio
que fueron 20 µg/kg para abamectina y de 0,15 mg/kg para
triclabendazol. Los tejidos fueron analizados los días 7, 14, 28 y 42
y presentaron los siguientes valores: para ABM el día 7 fue 0,293
ng/g a partir del día 14 no se detectan residuos, para TCBZ el día 7
fue 0,053 ug/g, el día 14 fue de 0.010ug/g, a parir de día 28 no se
detecta residuos.
12
Pérez; Palma; Villegas; Vega y Pérez en el año 2006, en la
Universidad de Chile, determinaron la presencia de residuos de
ivermectina en leche, muestras de leche libre de fármaco (1 mL)
fueron sobrecargadas con 10 µL de estándar de IVM para alcanzar
las siguientes concentraciones finales: 0,5, 1,0, 5,0, 10,0, 25,0
ng/mL, las que fueron analizadas por cromatografía líquida de alta
eficiencia (HPLC). El límite de cuantificación del método fue
establecido en 0,043 ng/mL. De 96 muestras de leche obtenidas, el
8,3% presentó concentraciones de 0.35 ng/ml de ivermectina
valores superiores al límite de cuantificación.
En el año 2007 Núñez; Palma; Araneda; Cabezas y Pérez, en la
Universidad de Concepción Campus Chillán, se realizó un estudio
para determinar la presencia de residuos de ivermectina en tejido
de ovinos. Se utilizaron 12 ovinos tratados con 0,2 mg/kg de
ivermectina vía SC. Las muestras fueron analizadas mediante
cromatografía liquida HPLC los días 1.5, 7, 14, 21 post aplicación.
El límite de cuantificación se establece en músculo 0.18ng/g. Las
mayores concentraciones de residuos en músculo fueron
observadas a los 1,5 (7.0ng/g), 7 (16 ng/g), y 14 (1,0ng/g) días post
tratamiento, a partir del día 21 encontramos concentraciones de
0.1ng/g que se encuentran dentro de LRM.
Fipronil
El fipronil pertenece al grupo de los fenilpirazoles. Es un compuesto muy
lipofílico utilizado como acaricida e insecticida (Boggio & San Andrés,
2007).
Este antiparasitario es usado en el control de pulgas y garrapatas en
perros, gatos y otras especies (Toriz, 2013).
El mecanismo de acción del fipronil en los invertebrados es interferir con
el pasaje de los iones cloruro en los correspondientes canales regulados
13
por el GABA, con lo que se interrumpe la actividad en el sistema nervioso
central (Plum & Pharm, 2006).
El fipronil se acumula en el aceite de la piel y los folículos pilosos y
continúa siendo liberado durante un periodo resultante de la extensa
actividad residual. Aplicada en forma tópica, la droga parece diseminarse
sobre el cuerpo en aproximadamente 24 horas mediante translocación
(Plum & Pharm, 2006).
Se distribuye perfectamente sobre toda la piel y el pelo del animal, ya que
se difunde en todas las estructuras ricas en lípidos de la epidermis,
consiguiéndose un fenómeno de concentración en las glándulas sebáceas
(Sumano & Ocampo, 2006).
Rara vez se ha comunicado hipersensibilidad al producto. La irritación
temporaria puede suceder en el sitio de administración
Está indicado para el tratamiento y control de los siguientes parásitos
externos de los bovinos: Garrapatas (Riphicephalus microplus), mosca del
cuerno (Haematobia irritans), piojos masticadores (Damalinia bovis),
piojos chupadores (Linognatus vituli) y miasis nodular (Dermatobia
hominis) (Toriz, 2013).
Dosis recomendada: 1 mg/kg de peso =1ml/10Kg (Sumano & Ocampo,
2006).
Se han realizado varios estudios entre los que tenemos:
En el año 2014 en la Universidad Nacional del Argentina Falcón;
Currie y Michellod realizaron un estudio con el objetivo de
establecer la presencia de agroquímicos en muestras de arroz, se
tomaron 156 muestras, la metodología consistió en análisis de
extractos utilizando Cromatografía Líquida (HPLC) y Cromatografía
Gaseosa. Fueron analizados varios agroquímicos entre los que
constaba Fipronil. Los resultados, correspondientes a las muestras
14
analizadas, no sobrepasaron el LMP establecidos por las
normativas vigentes. El resultado para fipronil fue 0.002 mg/g en
arroz, esto bajo los LMR dado por el Codex Alimantarius que es de
0.01 mg/kg de fipronil en arroz.
En el año 2014 en la Universidad de Brasilia se realizó un estudio
por Rodrigues da Costar, cuyo objetivo fue relacionar el aumento
de la mortalidad de las abejas con la presencia de pesticidas en los
productos de la colmena, se ha desarrollado un método para
determinar el fipronil e imidacloprid en la miel por cromatografía de
gases con detector de captura de electrones (GC-ECD) y la
cromatografía líquida de alto rendimiento con detector de diodos
con el arreglo (HPLC-DAD), respectivamente. El estudio empezó
con extracciones y análisis de 28 muestras de miel con 0,5 mg/kg
de fipronil. Se encontró que después de 52 días, la concentración
resultante del fipronil fue de solo 0,29 mg/kg, es decir la
concentración había disminuido en un 41%.
El consumidor demanda seguridad en la carne de vacuno
El contenido nutricional de la carne y su mayor grado de consumo en el
país y en el mundo entero, ha motivado a los productores para garantizar
carne segura e inocua para el consumo humano.
El ganadero posee la mentalidad de “producir y vender” los productos
obtenidos de su ganado. En los últimos tiempos esta mentalidad está
siendo reemplazada por la estrategia de preguntar antes a los
consumidores qué cualidades desean de los productos derivados de la
carne de vacuno, y después elaborarlo y producirlo (VanOverdeke, 2010).
La demanda de carne de vacuno crece cuando el producto elaborado
cumple con las expectativas del consumidor (VanOverdeke, 2010).
15
Desde el punto de vista del consumidor, las características más
apreciables de la carne son: la suavidad, el sabor, tamaño de la porción,
el precio y la seguridad de los alimentos, donde se pregunta: es seguro
este producto para el consumo? (VanOverdeke, 2010).
A nivel de la producción los temas de interés se centran principalmente en
el rendimiento, la salud y la productividad en todo el sistema
(VanOverdeke, 2010).
La seguridad alimentaria y la garantía de la calidad se volvieron
importantes ocupaciones de carácter social para la industria de carne del
ganado vacuno durante la década de los años 90, debido al gran impacto
que tuvieron la aparición de bacterias en las explotaciones (VanOverdeke,
2010).
La tendencia de algunos productores, en los últimos años, es ir
implementando buenas prácticas ganaderas que garanticen inocuidad de
su producto para de esta manera inspirar confianza del consumidor y que
éstos perciban la carne como un producto seguro y sano (FAO, 2012).
Hablar de un alimento inocuo es referirse a un alimento que no constituye
riesgo para la salud, que es un alimento sano, que no contiene agentes
físicos, químicos o biológicos que puedan causar daño a la salud de los
consumidores (VanOverdeke, 2010).
Según Plum (2006) las autoridades sanitarias y los consumidores
preguntan a menudo por los posibles efectos adversos de la continua
exposición a los residuos de medicamentos, el consumidor debe saber
que hay tres principales tipos de efectos que puede producir el consumo
prolongado de carne con residuos medicamentosos:
Efecto mutagénicos: hay una cierta preocupación sobre la
posibilidad de que los medicamentos constituyan un peligro
16
potencial para la población humana al producir mutaciones
genéticas o aberraciones cromosómicas.
Efecto teratógeno: Cuando un fármaco produce un efecto toxico en
el feto o embrión durante una fase crítica de la gestación.
Efecto Alérgico: es el efecto alérgico o hipersensitivo que sigue a la
administración de un fármaco, es decir la alergia medicamentosa o
yatrogénica.
Existe un límite máximo de residuos en los alimentos, el cual es permitido
por el Codex Alimentarius; aquel es conocido como ADI, que es la
ingesta o aporte diario aceptable, y hace referencia a la dosis diaria de
residuos medicamentosos que durante toda la vida aparece en una
persona sin riesgo apreciable alguno para su salud; se expresa en mg de
medicamento por kg de peso corporal (Booth & Mcdonal, 2012).
Antes de que se apruebe el uso de una sustancia en los animales
productores de alimentos debe presentarse a la FDA suficiente evidencia
científica que demuestre que el fármaco es seguro y eficaz para el uso
destinado (SENASA, 2013).
El logro de la inocuidad de los alimentos como medio de proteger la salud
pública y promover el desarrollo económico continúa siendo un importante
desafío en los países tanto en desarrollo como desarrollados (Booth &
Mcdonal, 2012).
¿Por qué es necesario el periodo de tiempo de retiro?
El veterinario y el ganadero tienen una gran responsabilidad ya que deben
cumplir con exactitud el periodo de suspensión medicamentosa previo al
sacrificio animal para asegurar que no existan concentraciones ilegales de
medicamentos en carne, leche y huevos (Plum & Pharm, 2006).
17
El periodo de retiro es importante para que el animal elimine el
medicamento y sus metabolitos del organismo.
El Codex Alimentarius define el límite máximo de residuos de
medicamentos veterinarios como: Concentración máxima de residuos
resultante del uso de un medicamento veterinario (expresada en mg/kg o
µg/kg sobre la base del peso fresco) que la Comisión del Codex
Alimentarius recomienda que se permita legalmente o se reconozca como
admisible dentro de un alimento o en la superficie del mismo” (FAO,
2015).
Respetar el tiempo de retiro de los productos es esencial desde el punto
de vista de la salud pública, puesto que la presencia de residuos en los
tejidos comestibles puede dar lugar a trastornos en la salud, como por
ejemplo: efectos adversos toxicológicos crónicos, efectos farmacológicos
agudos, efectos adversos en la microflora del tubo digestivo, reacciones
alérgicas y resistencia a los antimicrobianos entre otros (SENASA, 2013).
La presencia de residuos no solo afecta a la salud de los consumidores
sino también pueden afectar las exportaciones de productos, el comercio
internacional, la imagen del país y la competitividad (VanOverdeke, 2010).
En empresas comercializadoras de carne se arriesga el cierre de la
mismas en caso de que sean detectados residuos que excedan los límites
de residuos definidos por el CODEX.
Control de residuos veterinarios en Ecuador
En nuestro país aún no contamos con una legislación que obligue al
productor ganadero a realizar análisis de la carne para garantizar que los
residuos de medicamentos veterinarios se encuentren en un límite
permitido para el consumo humano.
Esto fue corroborado en una entrevista personal con el Mgs. Rommel
Betancourt, Coordinador general del área de Inocuidad de Alimentos de
18
AGROCALIDAD; El funcionario manifiesta que en el país, efectivamente,
aún no se cuenta con un programa de regulación de residuos de
medicamentos veterinarios en alimentos de origen animal; una de las
razones es su alto costo económico, ya que cada análisis estaría en
aproximadamente $30 por muestra, valor que el productor ganadero no ve
rentable ni necesario invertir (Betancourt, 2016)
Agrocalidad, en la actualidad, tiene vigente el “Manual de procedimientos
para la inspección y habilitación de mataderos” cuyo objetivo es el
cumplimento de los requisitos para habilitar mataderos y velar la
inocuidad de los alimentos en su fase primaria; esta normativa no
contempla análisis de laboratorio para residuos en carne. Para principios
del año 2017, Agrocalidad tiene planeado implementar un “Programa
Nacional de Vigilancia y control de residuos de medicamentos veterinarios
en productos pecuarios”; este programa, en la actualidad se encuentra en
la fase de revisión y aprobación, el que reemplazará a la resolución 096
correspondiente al Plan Nacional de Vigilancia y control de contaminantes
en la producción primaria. El nuevo plan iniciará realizando análisis de
antimicrobianos y en un futuro se espera el análisis de algunos
antiparasitarios En el país, la única actividad de control de residuos por
parte de AGROCALIDAD son los programas de capacitación impartidos
por Médicos Veterinarios a dueños de fincas, con el fin de concienciar el
uso responsable de medicamentos veterinarios y la importancia del
tiempo de retiro (Betancourt, 2016).
La presente investigación está orientada al sector productivo tratando de
analizar la necesidad e importancia de realizar estudios de la eliminación
de los residuos en la carne, para establecer el periodo de retiro y
descarte.
19
CAPITULO III
MATERIALES Y METODOS
En la presente investigación se utilizaron los siguientes materiales:
Materiales para muestreo:
Overol de trabajo
Caja de guantes desechables
Frascos de lidocaína 50ml al 2%
Jeringas de 5ml
Agujas calibre 18
Gasas estériles
Material de antisepsia en general
Frascos para recolección de muestras
Marcador permanente
Suturas Vicryl # 0
Hojas de Bisturí # 20
Equipo básico de disección
Cooler
Pasta tópica cicatrizante
1litro de producto fipronil mas ivermectina
20
Materiales de laboratorio:
Determinación de Fipronil
Balanza Analítica EAFQ – 009
HPLC EAFQ – 022
Ultrasonido EAFQ – 003
Pipeta automática EAFQ-006
Balones aforados de 10 ml, 1000ml, 25 ml y 50 ml
Columna C18 3µm, EAFQ-054
Papel filtro
Viales para HPLC
Micro filtro poro 0,45 µm
Reactivos
Agua grado I
Acetonitrilo
Metanol
Estándar de Fipronil
Determinación de Ivermectina:
Balanza Analítica EAFQ – 009
HPLC EAFQ – 022
Ultrasonido EAFQ – 003
Pipeta automática EAFQ-006
Balones aforados de 10 ml, 1000ml, 25 ml y 50 ml
21
Columna C18 3µm, EAFQ-054
Papel filtro
Viales para HPLC
Micro filtro poro 0,45 µm
Reactivos
Agua grado I
Metanol
Estándar de Ivermectina
METODOLOGIA
Tipo de investigación
El presente estudio fue de tipo experimental.
Ubicación geográfica
La investigación se realizó en la Hacienda la Diana (Anexo 1), ubicada en
el km 20 vía a Quinindé en la provincia de Santo Domingo de los
Tsáchilas, la que se encuentra ubicada a una altura media de 604 msnm,
con las siguientes condenadas: Latitud -,2206 y Longitud de -79,2902, con
un clima variante que va de 5 a 400 C (Anexo 2) (GAD Municipal Santo
Domingo, 2015).
Factores en estudio
La presente investigación se refiere a la evaluación cuantitativa de
residuos en carne de ganado de engorde post aplicación pour-on del
producto fipronil más ivermectina utilizando la metodología de
Cromatografía Líquida de Alta Resolución HPLC.
22
La Cromatografía Líquida es una de las técnicas analíticas ampliamente
utilizadas, la que permite separar físicamente los distintos componentes
de una solución por la adsorción selectiva de los constituyentes de una
mezcla.
En toda cromatografía existe un contacto entre dos fases, una fija que
suele llamarse fase estacionaria y una móvil (fase móvil) que fluye
constantemente durante el análisis, y que en este caso es un líquido o
mezcla de varios de ellos. La fase estacionaria, por su parte, puede
ser alúmina, sílice o resinas de intercambio iónico que se encuentran
disponibles en el mercado (Wikipedia, 2016).
Análisis de datos
La información recolectada fue analizada estadísticamente con un Modelo
de dos factores, con medidas repetidas (MR) ANOVA.
En un diseño de dos factores (tiempo, con cinco niveles, y contenido, con
dos niveles) y una variable dependiente (la cantidad del principio activo
evaluado), ambos con medidas repetidas, los sujetos que participan en el
experimento pasan por todas las condiciones experimentales, es decir,
por todas las condiciones definidas por las posibles combinaciones entre
los niveles de ambos factores.
Unidades de Muestreo
Universo: Ganado vacuno de la hacienda Diana de la Provincia de Santo
Domingo de los Tsáchilas.
Población: Ganado bovino de engorde mayor de un año de edad.
Procedimiento de la Investigación
1. Fase de campo (muestreo)
23
Gráfico 4. Baño pour-on
La investigación se realizó tomando 5 muestras de tejido de las tablas del
cuello de 10 bovinos de la hacienda Diana; el primer muestreo se realizó
el día 0 antes de la aplicación del producto; el segundo muestreo al día
15, el tercer muestreo al día 45, el cuarto muestreos al día 75 y, el ultimo,
al día 105 post aplicación del producto.
Baño pour-on
Se colocó a los animales en la balanza para registrar el peso de
cada uno y de esta manera realizar el cálculo correspondiente de la
dosis del producto a aplicar (1ml/10kg) (Anexo 3).
Gráfico 3. Registro del peso de cada animal
Posteriormente, los animales fueron ingresados a la manga de
manejo para realizar el baño con la dosis correspondiente a lo
largo de la línea dorsal del cuello.
24
Muestreo
Se colocó a los animales en la manga de manejo, con la ayuda del
vaquero y se procedió a la sujeción del mismo.
Gráfico 5. Sujeción de animales en la manga
Dejando expuesto el músculo de la tabla del cuello se procedió a
la desinfección con yodo.
Gráfico 6. Desinfección de la zona a incidir
Se infiltro 5ml de lidocaína al 2% en cada uno de los cuatro puntos
donde se realizaría la incisión.
25
Gráfico 7. Infiltración de Lidocaína al 2%
Se realizó una incisión de 3cm de largo en la piel para ingresar al
músculo.
Gráfico 8. Realización de la incisión
Se expuso el músculo del cuello y se procedió a tomar un pedazo
del mismo de aproximadamente 20gr.
Gráfico 9. Extracción de músculo
26
Gráfico 11. Rotulación de la muestra.
Gráfico 10. Músculo en frasco recolector
La muestra fue colocada en un frasco rotulado para ser
transportada en un cooler al laboratorio
Gráfico 12. Muestra en cooler para transportar
Posteriormente se realizó una sutura de músculo y piel por
separado, desinfectando el área incidida con clorhexidina.
27
Gráfico 13. Sutura de zona incidida
Finalmente se colocó una pasta cicatrizante.
Gráfico 14. Aplicación de cicatrizante
2. Fase de laboratorio (procesamiento de muestras)
Determinación de fipronil método cromatógrafico HPLC
Fundamento
Consiste en la extracción del Fipronil de la muestra a través de la
extracción con Metanol y posterior identificación y cuantificación por
cromatografía liquida con detector a una longitud de onda 254 nm.
Preparación de muestras
1. El manejo de las muestras se realiza en base al
procedimiento Instructivo de Transporte, Manipulación,
Recepción, Protección, y Disposición de las muestras
IG-01-5.8.
28
2. Homogenizar la muestra mediante agitación en el
propio envase, antes de abrirlo e iniciar con la
determinación del Fipronil.
Preparación de reactivos
Preparación de Fase Móvil: En un balón volumétrico de 1000 ml
añadir 510 ml de Acetonitrilo, 340 ml de Metanol y llevar a
volumen con agua grado I.
Condiciones ambientales
1. Temperatura
Límite superior 35°C
Límite inferior 15°C
2. Humedad:
Límite superior 70%
Límite inferior 25%
Normas de seguridad
1. Verificar que la balanza se encuentre calibrada, limpia y en
perfectas condiciones.
2. Verificar que el HPLC se encuentre en las condiciones adecuadas
antes de proceder con el ensayo.
Preparación del estándar:
1. Pesar alrededor de 25 mg de estándar de Fipronil en un balón
volumétrico de 50 ml y disolver con Metanol.
2. Ultrasonar por 10 minutos o hasta disolución, sacar y enfriar
después llevar a volumen con Metanol.
29
3. Tomar una alícuota de 1 ml a un balón aforado de 10 ml y aforar
con Metanol y micro filtrar en micro filtro de poro de 0,45 µm y
leer (Anexo 7).
Preparación de la muestra:
1. Pesar aproximadamente de 5 g de muestra previamente
homogenizada, en un balón de 25 ml
2. Agregar alrededor de 30 ml de Metanol y llevar al ultrasonido por
15 minutos, enseguida retirar y agitar vigorosamente, después
volver aponer en el ultrasonido por 30 minutos
3. Retirar del ultrasonido, dejar enfriar y llevar a volumen con
metanol y microfiltrar por micro filtro de poro 0.45 μm y leer.
Condiciones cromatográfícas:
Columna: Columna C18 3µm, EAFQ-054
Temperatura: 30ºc
Fase Móvil: Acetonitrilo: Metanol: Agua Grado I (51/34/15)
Flujo: 1 ml/min
Detección: 254 nm
Volumen de Inyección: 10 µl
Reporte de resultados
1. Calcular los mg de Fipronil, en la hoja de cálculo respectivo.
2. Del análisis se reporta los resultados como mg/Kg, en el Registro
de Resultados Área Físico Químico R-03-4.1 de la Orden de
Trabajo correspondiente.
Determinación de ivermectina método cromatógrafico HPLC
30
Fundamento
Consiste en la extracción del Ivermectina de la muestra a través de la
extracción con Metanol y posterior identificación y cuantificación por
cromatografía liquida con detector de fluorescencia a una longitud de
excitación de 365 nm y de emisión 465 nm.
Preparación de muestras
1. El manejo de las muestras se realiza en base al procedimiento
Instructivo de Transporte, Manipulación, Recepción, Protección, y
Disposición de las muestras IG-01-5.8.
2. Homogenizar la muestra mediante agitación en el propio envase,
antes de abrirlo e iniciar con la determinación del Ivermectina.
Preparación de reactivos
Preparación de Fase Móvil: En un balón volumétrico de 1000 ml
añadir 995 ml de Metanol y llevar a volumen con agua grado I.
Condiciones ambientales
1. Temperatura
Límite superior 35°C
Límite inferior 15°C
2. Humedad:
Límite superior 70%
Límite inferior 25%
Normas de seguridad
31
1. Verificar que la balanza se encuentre calibrada, limpia y en
perfectas condiciones.
2. Verificar que el HPLC se encuentre en las condiciones
adecuadas antes de proceder con el ensayo.
Preparación del estándar
1. Pesar alrededor de 25 mg de estándar de Ivermectina en
un balón volumétrico de 50 ml y disolver con Metanol.
2. Ultrasonar por 10 minutos o hasta disolución, sacar y
enfriar después llevar a volumen con Metanol.
3. Tomar una alícuota de 1 ml a un balón aforado de 10 ml y
aforar con Metanol y micro filtrar en micro filtro de poro de
0,45 µm y leer (Anexo 8).
Preparación de la muestra
1. Pesar aproximadamente 5 g de muestra previamente
homogenizada, en un balón de 25 ml.
2. Agregar alrededor de 30 ml de Metanol y llevar al ultrasonido por
15 minutos, enseguida retirar y agitar vigorosamente, después volver
aponer en el ultrasonido por 30 minutos.
3. Retirar del ultrasonido, dejar enfriar y llevar a volumen con metanol
y microfiltrar por micro filtro de poro 0.45 μm y leer.
Condiciones cromatográfícas
Columna: Columna C18 3µm, EAFQ-054
Temperatura: 30ºc
Fase Móvil: Metanol: Agua Grado I (95:5)
32
Flujo: 1 ml/min
Detección: Ex: 365 nm y Em: 465 nm
Volumen de Inyección: 20 µl
Reporte de resultados
1. Calcular los mg de Ivermectina, en la hoja de cálculo respectivo.
2. Del análisis se reporta los resultados como mg/Kg, en el
Registro de Resultados Área Físico QuímicoR-03-4.1 de
la Orden de Trabajo correspondiente.
33
CAPÍTULO IV
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Presentación de resultados
El análisis de residuos en carne de ganado de engorde tratados con la
asociación de fipronil e ivermectina vía SC, se realizó utilizando
Cromatografía Liquida de alta eficiencia HPLC. El muestreo se realizó a
10 animales en los días 0, 15, 45, 75 y 105.
La Comisión Codex Alimentarius (2003) definen el Límite Máximo de
Residuos (LMR) como “la concentración máxima de residuos resultantes
del uso de un medicamento que se permite legalmente o se reconoce
como admisible en un alimento y que no produce riesgos toxicológicos
para la salud humana”. De acuerdo a ello, se han establecido los valores
de límites máximos de residuos (LMR) para los fármacos en estudio; que
fueron de 0.04 mg/kg (CODEX, 2003) para Ivermectina, con tiempo de
retiro 28 días aproximadamente (Sumano & Ocampo, 2006) y de 0.5
mg/kg (CODEX, 2012) para Fipronil con tiempo de retiro 100 días
aproximadamente (Sumano & Ocampo, 2006).
Cuadro 3. Niveles residuales de Fipronil e ivermectina (mg/kg) en carne
de bovinos de engorde, tras la aplicación pour-on, en 10 muestras
utilizando Cromatografía Liquida (HPLC).
34
Fuente: El Autor
En el Cuadro 3 podemos observar las concentraciones promedio de
Fipronil e Ivermectina durante el tiempo de estudio.
Para Ivermectina, en el día 0 existe ausencia del producto en las
muestras obtenidas, en el día 15 existe un pico de concentración de
residuos, 0.038 mg/kg, a partir del día 45 se aprecia la ausencia de
residuos para Ivermectina, en ninguno de los tiempos de estudio se
supera los LMR y se cumple su tiempo de retiro establecido.
Estos datos son inferiores a los descritos por Núñez, Palma, Araneda,
Cabezas y Pérez (2007) en ovinos tratados con 0,2 mg/kg de ivermectina
vía SC, donde el día 14 del estudio aún se observan concentraciones por
N° de
muestra
ID de
animal
Día 0 Día 15 Día 45 Día 75 Día 105
Fipronil
mg/kg
Ivermectina
mg/kg
Fipronil
mg/kg
Ivermectina
mg/kg
Fipronil
mg/kg
Ivermectina
mg/kg
Fipronil
mg/kg
Ivermectina
mg/kg
Fipronil
mg/kg
Ivermectina
mg/kg
1 116 0 0 0,004 0,04 0,031 0 0,001 0 0 0
2 316 0 0 0,005 0,03 0,02 0 0,003 0 0 0
3 416 0 0 0,002 0,04 0,035 0 0,002 0 0 0
4 516 0 0 0,002 0,04 0,038 0 0,002 0 0 0
5 816 0 0 0,002 0,04 0,021 0 0,002 0 0 0
6 916 0 0 0,003 0,04 0,040 0 0,002 0 0 0
7 1116 0 0 0,002 0,04 0,037 0 0,003 0 0 0
8 1216 0 0 0,001 0,04 0,033 0 0,002 0 0 0
9 1616 0 0 0,003 0,03 0,027 0 0,002 0 0 0
10 1816 0 0 0,002 0,04 0,022 0 0,002 0 0 0
N 10 10 10 10 10 10 10 10 10 10
Media 0 0 0,003 0,038 0,030 0 0,002 0 0 0
Error estándar 0 0 0,000 0,001 0,002 0 0,000 0 0 0
95% de
intervalo
de
confianza
para la
media
Lim. Inf.
0 0
0,002 0,035 0,025
0
0,002
0 0 0
Lim. Sup.
0 0
0,003 0,041 0,036
0
0,003
0 0 0
Mediana 0 0 0,002 0,040 0,032 0 0,002 0 0 0
Coeficiente de
Variación 0 0 0,000 0,000 0,000
0 0,000
0 0 0
Desviación estándar 0 0 0,001 0,004 0,007 0 0,001 0 0 0
Mínimo 0 0 0,001 0,030 0,020 0 0,001 0 0 0
Máximo 0 0 0,005 0,040 0,040 0 0,003 0 0 0
35
Co
nce
ntr
ació
n -
fárm
aco
mg/
kg
,000
,010
,020
,030
,040
0 15 45 75 105
Días
encima del LMR. Estas diferencias se pueden explicar por la acción de
variables que afecten la biodisponibilidad del fármaco como son la dosis
administrada y la especie en estudio.
Los datos obtenidos en el presente estudio son superiores a los
realizados por Palma, Godoy, Arboix y Pérez (2006) en bovinos tratados
con 0,2 mg/kg de abamectina por vía oral, donde el día 14 de estudio no
se detectan residuos de AMB, siendo su pico máximo de concentración el
día 7. Diferencias que pueden ser atribuidas a la dosis y vía de
administración.
Para Fipronil en el día 0 existe ausencia del producto en las muestras
obtenidas, en el día 15 existe un pico de concentración de residuos, 0.003
mg/kg, el día 45 observamos una caída en el pico de concentración, 0.030
mg/kg, al día 105 no se observan residuos, en ninguno de los tiempos es
superado el LMR y se cumple con su tiempo de retiro establecido.
Hasta la actualidad, no existen registros de estudios similares al presente
trabajo. Donde se trate de medir los niveles de residuos de fipronil en
carne de ganado bovino, con la metodología de HPLC.
Gráfico 15. Residuos de Fipronil e Ivermectina en carne bovina en 10
muestras de carne.
Fipronil Ivermectina
36
El Gráfico 15 representa las medias de las muestras para poder
interpretar el efecto de la interacción en él. Podemos observar que la
cantidad de residuos va decreciendo con el paso del tiempo, no sin antes
alcanzar un pico de concentración. Esto ocurre tanto con el Fipronil
(Fármaco 1) como con la Ivermectina (Fármaco 2). Sin embargo, la
diferencia entre ambos productos es evidente, alcanzando el pico de
concentración y eliminándose uno antes que el otro. No obstante, para
poder afirmar esto último (es decir, para poder interpretar correctamente
el efecto de la interacción), es necesario efectuar comparaciones
múltiples.
Cuadro 4. ANOVA Comparaciones por pareja entre los niveles de factor
tiempo
(I) Tiempo (J) Tiempo
Diferencia de medias
(I-J) Error estándar Sig.b
95% de intervalo de confianza para
diferenciab
Límite inferior Límite superior
1 2 -,020* ,001 ,000 -,022 -,018
3 -,015* ,001 ,000 -,020 -,011
4 -,001* ,000 ,000 -,001 -,001
5 ,000 ,000 . ,000 ,000
2 1 ,020* ,001 ,000 ,018 ,022
3 ,005* ,001 ,009 ,001 ,009
4 ,019* ,001 ,000 ,017 ,022
5 ,020* ,001 ,000 ,018 ,022
3 1 ,015* ,001 ,000 ,011 ,020
2 -,005* ,001 ,009 -,009 -,001
4 ,014* ,001 ,000 ,010 ,019
5 ,015* ,001 ,000 ,011 ,020
4 1 ,001* ,000 ,000 ,001 ,001
2 -,019* ,001 ,000 -,022 -,017
3 -,014* ,001 ,000 -,019 -,010
5 ,001* ,000 ,000 ,001 ,001
5 1 ,000 ,000 . ,000 ,000
2 -,020* ,001 ,000 -,022 -,018
3 -,015* ,001 ,000 -,020 -,011
4 -,001* ,000 ,000 -,001 -,001
Se basa en medias marginales estimadas
*. La diferencia de medias es significativa en el nivel ,05.
b. Ajuste para varias comparaciones: Bonferroni.
37
El cuadro 4 muestra las comparaciones por pares entre los niveles del
factor tiempo. Para controlar la tasa de error, tanto los niveles críticos
(Sig.) como los intervalos de confianza están ajustados mediante la
corrección de Bonferroni. El resultado de las comparaciones indica que el
nivel de residuos en el nivel 1 (0 días) es significativamente diferente (Sig.
< 0,05) que, en el resto de niveles, exceptuando el nivel 5 (105 días) con
el que no presenta diferencias. El mismo fenómeno es observado en el
resto de comparaciones.
Cuadro 5. ANOVA Comparaciones por parejas entre cada fármaco dentro
de cada nivel del factor tiempo.
T
i
e
m
p
o (I) Fármaco (J) Fármaco
Diferencia de
medias (I-J) Error estándar Sig.b
95% de intervalo de
confianza para diferenciab
Límite
inferior
Límite
superior
1 1 2 ,000 ,000 . ,000 ,000
2 1 ,000 ,000 . ,000 ,000
2 1 2 -,035* ,002 ,000 -,039 -,032
2 1 ,035* ,002 ,000 ,032 ,039
3 1 2 ,030* ,002 ,000 ,025 ,036
2 1 -,030* ,002 ,000 -,036 -,025
4 1 2 ,002* ,000 ,000 ,002 ,003
2 1 -,002* ,000 ,000 -,003 -,002
5 1 2 ,000 ,000 . ,000 ,000
2 1 ,000 ,000 . ,000 ,000
Se basa en medias marginales estimadas
*. La diferencia de medias es significativa en el nivel ,05.
b. Ajuste para varias comparaciones: Bonferroni.
38
El cuadro 5 recoge las comparaciones entre cada Fármaco dentro cada
nivel del factor TIempo. Con el fin de controlar la tasa de error, tanto los
niveles críticos (Sig.) como los intervalos de confianza están ajustados
mediante la corrección de Bonferroni.
Esta tabla muestra que el nivel de residuos para cada fármaco difiere
significativamente uno de otro en los momentos temporales 2, 3 y 4 (15,
45 y 75 días) pero no en los momentos 1 y 5 (al inicio del experimento y al
fin del mismo). El gráfico de perfil de la interacción (ver figura 1) clarifica el
significado de estas comparaciones. En él se observa con claridad que
tras los baños se presentan picos desiguales para cada principio activo, a
medida que va pasando el tiempo, van desapareciendo las diferencias
iniciales entre el nivel de cada fármaco.
Los resultados del presente estudio demuestran la presencia de residuos
de Fipronil e Ivermectina en carne de ganado de engorde destinado al
consumo humano; es importante considerar la realización de estudios
más amplios tendientes a evaluar esta situación con el fin de conocer la
real magnitud del problema a nivel nacional.
La prevención de la presencia de residuos de medicamentos está en la
mayoría de las veces a cargo del productor, que controla la administración
de medicamentos al ganado, y de manera especial sobre el médico
veterinario, en su rol de asesor de la explotación. La responsabilidad pesa
también sobre el personal de la explotación.
39
CAPÍTULO V
CONCLUSIONES
CONCLUSIONES
Mediante la Cromatografía Líquida de Alta Eficiencia HPLC, se
determinó la presencia de residuos de Fipronil e Ivermectina en
carne de ganado de engorde; estos residuos alcanzan un pico de
concentración a los 15 días y van decreciendo con el paso del
tiempo y, en ningún momento se superó los LMR.
Se estableció, por lo anterior, que no existe tiempo de retiro para el
uso del producto Fipronil más Ivermectina aplicado pour-on, en
ganado de engorde, no existiendo limitación para el consumo de
carne bovina tras la aplicación de una sola dosis del mismo.
Los resultados permiten concluir que el método de análisis utilizado
presenta alta sensibilidad, precisión y exactitud que permiten
obtener resultados seguros y confiables en la detección de
residuos de Fipronil e Ivermectina en carne.
El presente estudio deja ver la falta de control que existe en
nuestro país por parte de las autoridades competentes, sin aplicar
las normas establecidas por el Codex Alimentarius.
40
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45
ANEXOS
Anexo 1. Hacienda Diana (Santo Domingo de los Tsáchilas).
Anexo 2. Mapa de la Provincia de Santo Domingo de los Tsáchilas.
46
Anexo 3. Tabla de registro inicial de animales a experimentar.
Anexo 4. Tabla de registro para cada toma de muestras
Anexo 5. Presentación del producto
N° DE ANIMAL ID DE ANIMAL PESO (Kg) RAZA EDAD (meses) SEXO VIA DE ADMINISTRACION DOSIS (ml)
1 0116 240 BRAHMAN 10 MACHO POUR -ON 24
2 0316 240 CHARBRAY 10 MACHO POUR -ON 24
3 0416 170 BRAHMAN 10 MACHO POUR -ON 17
4 0516 230 SENEPOL 11 MACHO POUR -ON 23
5 0816 210 CHARBRAY 11 MACHO POUR -ON 21
6 0916 180 CHARBRAY 10 MACHO POUR -ON 18
7 1116 210 CHARBRAY 11 MACHO POUR -ON 21
8 1216 280 CHARBRAY 11 MACHO POUR -ON 28
9 1616 200 BRAHMAN 10 MACHO POUR -ON 20
10 1816 160 BRAHMAN 10 MACHO POUR -ON 16
NUMERO DE MUESTRA ID. DEL ANIMAL FECHA RAZA EDAD SEXO VIA DE APLICACIÓN LUGAR DE BIOPSIA
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
47
Anexo 6. Animales de la Hacienda Diana
Anexo 7: Estándar de Fipronil
48
Anexo 8. Estándar de Ivermectina.
49
Anexo 9. Ejemplo de hoja de resultado emitido por el laboratorio.
1
Anexo10. Cuadro de resumen de resultados finales
RESUMEN DE RESULTADOS DE FIPRONIL E IVERMECTINA
DATOS DEL CLIENTE
Cliente: JAMES BROWN PHARMA CA.
Dirección: SAN JAVIER N26-135 Y AV. ORELLANA
Teléfono: 2239255 ext 218
DATOS DE LA MUESTRA
Nombre de la Muestra: MUSCULO Lote: x
Fecha elaboración: x
Tipo de muestra: MUSCULO Fecha vencimiento: x
Contenido declarado: I unidad
Muestreado por: CLIENTE Contenido encontrado: I unidad
Color: CARACTERISTICO
Fecha de recepción: 06-09-2016
Hora de recepción: 09:12
Olor: CARACTERISTICO Fecha análisis: 06-09-2016
Estado: SOLIDO-BLANDO Fecha entrega: 02-02-2017
DIA O DIA 15 DIA 45 DIA 75 DIA 105
N' DE
MUESTRA
ID DE
ANIMAL
FIPRONIL
mg/kg
IVERMECTINA
mg/kg
FIPRONIL
mg/Kg
IVERMECTINA
mg/kg
FIPRONIL
mg/ Kg
IVERMECTINA
mg/kg
FIPRONIL
mg/Kg
IVERMECTINA
mg/kg
FIPRONIL
mg/Kg
IVERMECTINA
mg/kg
1 0116 <0.01 <0.01 0,004 0,04 0,031 <0.01 0,001 <0.01 <001 <001
2 0316 <0.01 <0.01 0,005 0,03 0,02 <0.01 0,003 <0.01 <0.01 <0.01
3 0416 <0.01 <0.01 0,002 0,04 0,035 <0.01 0,002 <0.01 «0.01 <0.01
4 0516 <0.01 <0.01 0,002 0,04 0,038 <0.01 0,002 <0.01 <0.01 <0.01
5 0816 <0.01 <001 0,002 0,04 0,021 <0.01 0,002 <0.01 <0.01 <0.01
6 0916 <0.01 <001 0,003 0,04 0,040 <001 0,002 <001 «0,01 <0.01
7 1116 <0.01 <0.01 0,002 0,04 0,037 <0.01 0,003 <001 <0.01 <0.01
8 1216 <0.01 <001 0.001 0,04 0,033 <001 0,002 <0.01 <0.01 <0.01
9 1616 <0.01 <0.01 0,003 0,03 0,027 <0.01 0,002 <0.01 <0.01 <0.01
10 1816 <0.01 «0.01 0,002 0,04 0,022 «0.01 0,002 <0.01 «0,01 <0.01
