UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO
CURSO DE GRADUAÇÃO EM ZOOTECNIA
MARCOS VINICIUS SOARES CAMARGO
PRÁTICAS DE MANEJO EM PISCICULTURA SEMI-INTENSIVA NA FAZENDA
EXPERIMENTAL DA UFMT
CUIABÁ
2016
MARCOS VINICIUS SOARES CAMARGO
PRÁTICAS DE MANEJO EM PISCICULTURA SEMI-INTENSIVA NA FAZENDA
EXPERIMENTAL DA UFMT
Trabalho de Conclusão do Curso de Gradação em Zootecnia da Universidade Federal de Mato Grosso, apresentado como requisito parcial à obtenção do título de Bacharel em Zootecnia. Orientador: Profa. Dra. Janessa Sampaio
de Abreu Ribeiro
CUIABÁ
2016
MARCOS VINICIUS SOARES CAMARGO
PRÁTICAS DE MANEJO EM PISCICULTURA SEMI-INTENSIVA NA FAZENDA
EXPERIMENTAL DA UFMT
Trabalho de conclusão de curso aprovado como requisito parcial para obtenção do
grau de Bacharel em Zootecnia pela Universidade Federal de Mato Grosso.
BANCA EXAMINADORA
____________________________________________
Profa. Dra. Janessa Sampaio de Abreu Ribeiro
Departamento de Zootecnia e Extensão Rural (DZER)
Faculdade de Agronomia e Zootecnia (FAAZ/UFMT)
Presidente da Banca
____________________________________________
Prof. Dr.MárcioAquioHoshiba
Departamento de Zootecnia e Extensão Rural (DZER)
Faculdade de Agronomia e Zootecnia (FAAZ/UFMT)
____________________________________________
Zootecnista Calixto Ramos Corrêa Neto
Programa de Pós Graduação em Ciência Animal (PGCA/UFMT)
Faculdade de Agronomia e Zootecnia (FAAZ/UFMT)
Cuiabá
2016
DEDICATÓRIA
Primeramente dedico este trabalho à Deus, que iluminouminha jornada até aqui, se
mostrando presente e me dando forças para superar todas as dificuldades que
enfrentei.
Aos meus pais, Marcos Camargo da Silva e Nadir Ferreira Soares Camargo da
Silva, que nunca mediram esforços para que eu chegasse até aqui, deixo minha
imensa gratidão.
À minha namorada, futura esposa, Tamyres Carmen de Barros Pfeifer, que me
incentivou à estudar e não desistir dos meus objetivos.
Aos meus professores, em especial à minha orientadora professora Janessa
Sampaio de Abreu Ribeiro e o professor Márcio Aquio Hoshiba por terem acreditado
em meu potencial e me ajudarem nesta caminhada.
Aos meus amigos, Calixto Correa Neto e Donaldo por terem me fornecido suporte e
conhecimento além de grande ajuda nesta etapa da minha vida.
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1. Tambaqui (Colossoma macropomum). ....................................................... 5
Figura 2.Pacu (Piaractus mesopotamicus). ................................................................ 5
Figura 3.Tambacu (Colossoma macropomum fêmea + Piaractus mesopotamicus
macho) ........................................................................................................................ 6
Figura 4.Tambatinga (Colossoma macropomum fêmea x Piaractus brachypomus
macho) ........................................................................................................................ 6
Figura 5. Pintado da Amazônia (Pseudoplatystoma spp fêmea + Leiarius
marmoratus macho) .................................................................................................... 7
Figura 6. Sistema de cultivo extensivo. ...................................................................... 9
Figura 7. Sistema de cultivo semi-intensivo................................................................ 9
Figura 8. Sistema de cultivo intensivo. ..................................................................... 10
Figura 9. Sistema de cultivo superintensivo. ............................................................ 10
Figura 10. Vista frontal do laboratório de piscicultura da fazenda experimental. ...... 11
Figura 11. Equipamento para a análise de pH da água. .......................................... 12
Figura 12. Oxímetro digital para análise dos níveis de oxigênio dissolvido na água.
.................................................................................................................................. 12
Figura 13. Disco de Secchi para análise da transparência da água. ........................ 13
Figura 14. Incubadoras utilizadas na reprodução de peixes em cativeiro. ............... 13
Figura 15. Caixas utilizadas para experimentos. ...................................................... 14
Figura 16. Vista panorâmica dos viveiros da fazenda experimental da UFMT. ........ 14
Figura 17. Vista panorâmica da represa que abastece viveiros da fazenda
experimental. ............................................................................................................. 15
Figura 18. Sistema de escoamento do tipo cachimbo em viveiro de piscicultura. .... 15
Figura 19. Desenho esquemático do viveiro do Setor de Piscicultura da fazenda
experimental subdividido em 6 unidades com seus respectivos estoques numéricos
de peixes. Unidades 4 e 6 não apresentavam peixes estocados. ............................. 16
Figura 20. Materiais utilizados para a análise de alcalinidade da água. ................... 18
Figura 21. Leitura do chip. ........................................................................................ 22
Figura 22. Pesagem. ................................................................................................ 23
Figura 23. Coleta de medidas. .................................................................................. 23
Figura 24. Plantas aquáticas emersas. .................................................................... 24
Figura 25. Plantas aquáticas com folhas flutuantes. ................................................ 24
Figura 26. Plantas aquáticas submersas enraizadas. .............................................. 24
Figura 27. Aglomerados de algas filamentosas. ....................................................... 24
Figura 28. Número de carpas-capim que deverão ser colocadas nos viveiros para controle das macrófitas..............................................................................................25 Figura 29.Viveiro de piscicultura com alta proliferação de macrófitas. ..................... 26
Figura 30. Remoção manual de macrófitas de viveiro de piscicultura. ..................... 27
Figura 31. Viveiro de piscicultura após a remoção das macrófitas. .......................... 27
Figura 32. Caminhão portando caixas de transporte. ............................................... 29
Figura 33. Rede de arrasto utilizada na despesca. .................................................. 30
Figura 34. Sacola de transporte utilizada na despesca. ........................................... 30
Figura 35. Bioflocos observados em microscópio óptico. ......................................... 31
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Média dos parâmetros de qualidade de água dos viveiros do Setor de
Piscicultura da fazenda experimental no período de 12 de junho à 20 de agosto de
2016. ......................................................................................................................... 19
Tabela 2. Parâmetros zootécnicos durante os meses de julho e agosto de 2016 de
tambaquis de segunda geração do programa de melhoramento genéticos em
experimentação no Setor de Piscicultura da fazenda experimental. ......................... 20
Tabela 3. Ingredientes utilizados para instalação e manutenção do bioflocos. ........ 32
SUMÁRIO
1.INTRODUÇÃO ......................................................................................................... 1
2.OBJETIVOS ............................................................................................................. 3
3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ................................................................................... 3
3.1 Produção de organismos aquáticos no Brasil ................................................. 3
3.2 Principais espécies produzidas em Mato Grosso ............................................ 3
3.3 Sistemas de criação em piscicultura ................................................................. 7
4.DESCRIÇÃO DO LOCAL DE ESTÁGIO ............................................................... 11
5.ATIVIDADES DESENVOLVIDAS .......................................................................... 17
5.1 Análise de água ................................................................................................. 17
5.2 Arraçoamento .................................................................................................... 19
5.3 Biometria ............................................................................................................ 21
5.4 Controle de macrófitas ..................................................................................... 23
5.5 Adubação ........................................................................................................... 28
5.6 Despesca ............................................................................................................ 28
5.7 Instalação e implantação de Bioflocos............................................................ 31
6.CONSIDERAÇÕES FINAIS ................................................................................... 33
REFERÊNCIAS ......................................................................................................... 35
RESUMO
No Brasil a prática da piscicultura encontra-se em constante crescimento, devido à
fatores ambientais e econômicos favoráveis. Tal prática dispõe de quatro técnicas de
cultivos diferentes, a extensiva, a semi-intensiva, a intensiva e a super intensiva. O
estágio foi realizado no período 12 de junho a 20 de agosto de 2016, no Setor de
Piscicultura da fazenda experimental da Universidade Federal de Mato Grosso e
teve por objetivo acompanhar as atividades realizadas no setor de piscicultura. No
local do estágio, o método de cultivo utilizado é o semi-intensivo, tendo como
espécies cultivadas o tambaqui, pacu e híbridos tambacu, tambatinga e Pintado da
Amazônia. Durante o período de estágio foram realizadas as atividades de análise
de água; arraçoamento dos peixes do setor; biometria dos peixes em
experimentação; controle e remoção de macrófitas dos viveiros; adubação dos
viveiros; despesca e instalação e implantação do sistema de bioflocos na área
laboratorial. A experiência adquirida no período de aprendizagem durante o estágio
possibilitou obter um alicerce para lidar com futuras situações semelhantes na
carreira profissional. Foi uma grande oportunidade de assimilar a teoria com a
prática e fixar o conhecimento adquirido, uma vez que as atividades que vinham
sendo abordadas dentro da Universidade passam a se concretizar na prática.
Palavras-chave: bioflocos, peixes redondos, qualidade de água.
1
1. INTRODUÇÃO
A aquicultura é uma prática que envolve o desenvolvimento de organismos
aquáticos, como crustáceos, moluscos, plantas e peixes em ambientes propícios,
visando um alto nível de qualidade. Segundo alguns registros, esta prática é
considerada milenar, sendo reproduzida em várias culturas, podendo ser encontrada
até mesmo em hieróglifos egípcios, datados de cerca de 4 mil anos atrás.
Inicialmente surgiu com o intuito de atender à crescente demanda por pescado, que
a captura em ambientes naturais não era capaz de suprir, e também afim de
preservar a fauna da destruição resultante da pesca excessiva em mares e rios.
Segundo a Organização das Nações Unidas (ONU, 2014), a aquicultura será a
solução para o aumento da demanda mundial, produzindo 2/3 do consumo global de
peixes em 2030. Um documento, resultante da colaboração entre a Food and
Agriculture Organization (FAO) e o International Food Policy Research Institute
(IFPRI) relata que 62% dos peixes resultarão da aquicultura, com o crescimento do
consumo de tilápia, carpa e bagre.
De acordo com Kubitza (2015), o Brasil produziu, no ano de 2014,
aproximadamente 600 mil toneladas de pescado oriundos da aquicultura. Derivando
da mesma, dispomos do sistema produtivo mais antigo do ramo, a piscicultura, que
visa exclusivamente a criação de peixes. Esta prática, assim como outras do ramo,
veio mantendo um desempenho acima da média, superando a taxa de produção de
outras carnes no Brasil, mostrando a crescente demanda do país e sendo Rondônia
o maior produtor, com 75.023 t em 2014 segundo o Instituto Brasileiro de Geografia
e Estatística (IBGE, 2014).
Na região centro oeste, segundo a Secretaria Especial de Agricultura Familiar
e Desenvolvimento Agrário (SEAF, 2015), foram produzidas 127.112 mil toneladas
de peixes. Em Mato Grosso, estado que outrora liderava as produções de peixe do
país, decaiu para o segundo lugar no ano de 2014, com a produção de 60.946
toneladas de pescado. Sorriso sendo o principal município produtor, com 21.5 t.
2
2. OBJETIVOS
Acompanhar atividades realizadas no setor de piscicultura na Fazenda
Experimental da UFMT. Estabelecer relação entre a teoria e a prática, utilizando a
bagagem teórica adquirida em sala.
3
3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
3.1 Produção de organismos aquáticos no Brasil
O Brasil está entre os países com grande potencial para a aquicultura devido
à quantidade de recursos hídricos, clima favorável, vasto território, entre outros
fatores. A Organização das Nações Unidas (ONU, 2016) afirmou, através de dados
de um relatório da FAO, que a produção de aquicultura no Brasil poderá crescer
104% até 2025.
O Brasil possui cerca de 3000 espécies de peixes e entre as mais produzidas
se encontram a tilápia, tambaqui, tambacu, tambatinga, pintado, cachapira,
pintachara, surubim e carpa comum (BASTOS, 2015)
No ano de 2014, das 600 mil toneladas de pescado produzidas pelo Brasil,
de acordo com Kubitza (2015) 260.985 t foram de tilápia, 186.299 t de peixes
redondos, 90.000 t de camarão marinho, 39.358 t de outros peixes, 20.000 t de
mexilhões e 4.000 de outras espécies.
3.2 Principais espécies produzidas em Mato Grosso
Mato Grosso é atualmente o segundo maior produtor de peixes redondos do
país, com a produção de aproximadamente 40 mil toneladas ficando atrás somente
deRondônia, com 60 mil toneladas (IBGE, 2014).
Entre os peixes redondos produzidos em Mato Grosso encontram-se
tambaqui, pacu, tambacu e tambatinga. Entre os bagres, o pintado da Amazônia.
O tambaqui (Colossoma macropomum) (Figura 1), originário da bacia do
Amazonas, apresenta grande adaptação ao cativeiro e possui carne de ótima
4
aceitação comercial. Apresenta resultados gratificantes no cultivo semi-intensivo,
podendo atingir um peso acima de 1kg em um ano se criado de forma correta. Em
seu habitat natural, é onívoro, e em cativeiro possui grande aceitação de rações
extrusadas e peletizadas. A produtividade dessa espécie varia de 1,5 a 10 toneladas
de acordo com o nível de tecnologia empregado no cultivo. A maior restrição do
tambaqui é a temperatura, que abaixo de 16ºC causa morte (FARIA et al., 2013).
O pacu (Piaractus mesopotamicus) (Figura 2) é originário das bacias do
Paraná, Uruguai. Possui características rústicas e maior resistência ao frio do que o
tambaqui, entretanto cresce de forma mais lenta, atingindo no máximo somente 1 kg
em 1 ano. Apresenta grande quantidade de gordura em sua carcaça. Assim como o
tambaqui, é uma espécie onívora e em cativeiro possui boa aceitação de ração
peletizada e extrusada (FARIA et al., 2013).
O tambacu (Colossoma macropomum fêmea + Piaractus mesopotamicus
macho) (Figura 3) é um hibrido que resulta do cruzamento da fêmea da espécie
tambaqui e do macho da espécie pacu. Possui as características de crescimento do
tambaqui e a resistência à baixas temperaturas do pacu. No sistema semi-intensivo,
os espécimes são alimentados com ração balanceada na quantidade de 2% a 5% do
valor da biomassa e são estocados de 1 a 2 por m² (FARIA et al., 2013).
A tambatinga (Colossoma macropomum fêmea x Piaractus brachypomus
macho) (Figura 4), segundo Abrunhosa (2011), é um hibrido resultante do
cruzamento entre a fêmea do tambaqui e o macho da pirapitinga. Peixe de escamas,
onívoro, possui características rústicas, grande porte e rápido crescimento.
O pintado da Amazônia (Pseudoplatystoma spp fêmea + Leiarius marmoratus
macho) (Figura 5) é um hibrido resultante da cruza entre a fêmea da espécie
cachara e o macho da espécie jundiá-onça. Apresenta crescimento mais acelerado e
manejo de produção mais simples que o pintado ou cachara, que se deve a sua
alimentação voraz e hábito alimentar mais onívoro. Esse espécime se mostra
bastante tolerante à baixa concentração de oxigênio dissolvido e a outras condições
de cultivo intensivo. Possui boa aceitação à qualquer tipo de ração (KUBITZA et al.,
2011).
5
Figura 1. Tambaqui (Colossoma macropomum).
Fonte: http://pescariamadora.blogspot.com.br/2012/03/diferenca-entre-tambaqui-tambacu-e-
pacu.html
Figura 2.Pacu (Piaractus mesopotamicus).
Fonte: http://pescariamadora.blogspot.com.br/2012/03/diferenca-entre-tambaqui-tambacu-e-
pacu.html
6
Figura 3.Tambacu (Colossoma macropomum fêmea + Piaractus mesopotamicus macho)
Fonte: http://pescariamadora.blogspot.com.br/2012/03/diferenca-entre-tambaqui-tambacu-e-
pacu.html
Figura 4.Tambatinga (Colossoma macropomum fêmea x Piaractus brachypomus macho)
Fonte: http://www.agronovas.com.br/como-criar-tambatinga-2/
7
Figura 5. Pintado da Amazônia (Pseudoplatystoma spp fêmea + Leiarius marmoratus macho)
Fonte: Arquivo pessoal.
3.3 Sistemas de criação em piscicultura
Os sistemas de criação podem ser classificados de acordo com Lima (2013)
em extensivo, semi-intensivo, intensivo e superintensivo.
O extensivo (Figura 6) pode ser praticado em reservatórios naturais ou
artificiais de qualquer tamanho. É caracterizado pela baixa produtividade que varia
de 100 a 1000kg/ha/ano e baixos custos. Não ocorre alimentação de forma regular,
os peixes se alimentam de organismos presentes nos viveiros, não há controle de
predadores e nem de reprodução e não ocorre nenhum tipo de adubação. Esse
sistema depende da capacidade de produção natural de alimento e nutrientes da
8
agua do viveiro, da escolha de espécies, da taxa de povoamento e da sobrevivência
do povoamento.
O semi-intensivo (Figura 7) utiliza viveiros planejados e escavados,
geralmente de 1.000 a 60.000 m² com troca diária de 1% à 10% da água.
Caracteriza-se pela maximização da produção de alimento natural a partir da
adubação orgânica ou química. A alimentação artificial é utilizada para aumentar a
produção ou o crescimento dos peixes. Nesse sistema os viveiros são drenados
uma ou mais vezes por ano e são povoados somente por peixes de cultivo, exigindo
muito esforço para manter peixes invasores afastados, como os peixes carnívoros
que colocam em risco o povoamento dos peixes. Este é o sistema utilizado na
Fazenda Experimental da UFMT.
O intensivo (Figura 8), assim como o semi-intensivo, também utiliza viveiros
planejados, escavados, com declive para facilitar o escoamento da água e despesca
dos peixes e geralmente em monocultivo. A diferença está no sistema de renovação
da água que elimina as excretas e suporta a biomassa do pescado. Devido à alta
estocagem de animais, o alimento natural não é suficiente, então é feito o uso de
necessário de uma ração balanceada.
O Superintensivo (Figura 9) utiliza viveiros de pequeno e grande porte com
grande fluxo de água de elevada qualidade a fim de promover a renovação de água
rapidamente. Nesse sistema, não se pode contar com os alimentos naturais, os
peixes são alimentados somente com alimentos de alto custo, comprimidos ou
semelhantes, balanceados com ingredientes necessários para seu crescimento, por
isso são cultivados peixes de elevado valor comercial.
9
Figura 6. Sistema de cultivo extensivo.
Fonte: http://www.tucanoterraplanagem.com.br/products/A%E7udes.html
Figura 7. Sistema de cultivo semi-intensivo.
Fonte: Arquivo pessoal
10
Figura 8. Sistema de cultivo intensivo.
Fonte:http://1.bp.blogspot.com/-kmcLcI1JAtk/ULpKOjvwGVI/AAAAAAAAA-4/QOG_CqflfDs/s1600/IMG_1486.JPG
Figura 9. Sistema de cultivo superintensivo.
Fonte:http://acuiculturaenargentina.blogspot.com.br/2012/09/una-experiencia-de-acuicultura.html
11
4.DESCRIÇÃO DO LOCAL DE ESTÁGIO
O estágio curricular supervisionado obrigatório II foi realizado na fazenda
experimental da UFMT, situada no município de Santo Antônio do Leverger, a cerca
de 30 km do campus universitário de Cuiabá. A execução prática das atividades foi
realizada no setor de piscicultura da fazenda, que dispõe de área laboratorial
(Figura 10) com equipamentos variados para análises de água, como pHmetro
(Figura 11), oxímetro digital (Figura 12) e disco de Secchi (Figura 13); área de
reprodução contendo 6 incubadoras de 200 litros (Figura14) e 3 incubadoras de 56
litros, área experimental contendo 16 caixas de 100 litros (Figura 15), além de um
laboratório para peixes ornamentais ainda em implantação.
Figura 10. Vista frontal do laboratório de piscicultura da fazenda experimental. Fonte: Arquivo pessoal.
12
Figura 11. Equipamento para a análise de pH da água.
Fonte: Arquivo pessoal.
Figura 12. Oxímetro digital para análise dos níveis de oxigênio dissolvido na água.
Fonte:https://www.google.com.br/search?q=multiparametro+ysi
13
Figura 13. Disco de Secchi para análise da transparência da água.
Fonte: http://www.acquasupre.com.br/product
Figura 14. Incubadoras utilizadas na reprodução de peixes em cativeiro.
Fonte: Arquivo pessoal.
14
Figura 15. Caixas utilizadas para experimentos.
Fonte: Arquivo pessoal.
O setor possui oito viveiros escavados (Figura 16) de 800 m² e cerca de
1,70m de profundidade, abastecidos através de canal a céu aberto com água que
provém de uma represa (Figura 17) e com sistema de escoamento e drenagem de
água tipo cachimbo (Figura 18).
Figura 16. Vista panorâmica dos viveiros da fazenda experimental da UFMT.
Fonte: Arquivo pessoal.
15
Figura 17. Vista panorâmica da represa que abastece viveiros da fazenda experimental.
Fonte: Arquivo pessoal.
Figura 18. Sistema de escoamento do tipo cachimbo em viveiro de piscicultura.
Fonte: Arquivo pessoal.
Nos viveiros nº 1 e 5 estavam cultivados, respectivamente, 284 e 272
tambaquis cedidos pela empresa Delicious Fish, provindos de um programa
melhoramento genético e que estavam sob experimentação de mestrandos do
Programa de Pós graduação em Ciência Animal (PGCA) da UFMT.
Os viveiros de nº 2, 4 e 8 foram esvaziados durante o estágio para realização
de manejos rotineiros do setor. O viveiro nº 3 estocava aproximadamente 160 peixes
16
das espécies tambaqui (Colossoma macropomum) e pacu (Piaractus
mesopotamicus) compondo o plantel de matrizes e reprodutores da fazenda.
Os viveiros 6 e 7, encontravam-se divididos em 6 unidades e são utilizados
para realização de experimentos a campo no setor. No viveiro 6 estavam estocados
peixes que restaram de experimentos anteriores, separados nas unidades, conforme
ilustrado na figura 19. Estes peixes podem a vir ser utilizados em outros
experimentos desenvolvidos no Setor. O viveiro 7 também foi esvaziado ao durante
o estágio para a troca das telas que dividem as unidades experimentais.
Figura 19. Desenho esquemático do viveiro do Setor de Piscicultura da fazenda experimental
subdividido em 6 unidades com seus respectivos estoques numéricos de peixes. Unidades 4 e 6 não apresentavam peixes estocados.
17
5. ATIVIDADES DESENVOLVIDAS
O período do estágio foi de 12 de junho à 20 de agostode 2016, sendo
desenvolvidas as seguintes atividades:
Análise de água
Arraçoamento dos peixes do setor
Biometria dos peixes em experimentação
Controle e remoção de macrófitas dos viveiros
Adubação dos viveiros
Despesca
Instalação e implantação do sistema de Bioflocos
5.1 Análise de água
A qualidade da água na piscicultura é de extrema importância, pois influencia
diretamente no desenvolvimento dos peixes. Alguns dos principais fatores que
podem afetar a qualidade da água são: Oxigênio, o fator mais importante, medido
em mg/L e cujos níveis baixos podem desencadear estresse nos animais, e
consequentemente o surgimento de patologias que podem levar a mortalidade;
Temperatura, que influencia as atividades fisiológicas do peixe, e cuja mudança
repentina e extrema causa choque térmico nos animais, que são extremamente
suscetíveis, podendo ocorrer mortalidade; o pH, que consiste num índice que indica
acidez, neutralidade, ou alcalinidade de um meio onde sua mudança brusca pode
causar a mortalidade dos peixes; a transparência, diretamente ligada à penetração
de raios solares no viveiro, que influencia no crescimento do fitoplâncton ligado à
produção de oxigênio, alcalinidade, que exerce um poder tampão, contribuindo para
menor variação no pH da água, entre outros. Se a água estiver fora dos parâmetros
adequados à espécie de cultivo, vários fatores indesejáveis são desencadeados,
comprometendo o desempenho das espécies cultivadas, o que leva a baixa
produtividade e prejuízos financeiros ao piscicultor.
18
Durante o estágio, foram realizadas semanalmente análises de oxigênio,
temperatura e pH. As 8 horas da manhã, com o auxílio do oxímetro digital era
possível mensurar simultaneamente temperatura e oxigênio dissolvido na água dos
viveiros. No caso de resultados inferiores ao padrão (< 3,0 mg/L), a melhor
alternativa seria o uso de aeradores, mas, devido à ausência de tal tecnologia no
setor, optava-se por utilizar a renovação de água.
Para verificar a alcalinidade e o pH, foram coletadas amostras de 200 ml de
água de cada viveiro, as quais eram encaminhadas para o laboratório. O pH da água
era medido diretamente na amostra coletada, utilizando um pHmetro digital.
Para análise de alcalinidade (Figura 20), com o auxílio de uma proveta, o
volume de 100 ml da amostra coletada era depositado em um Erlenmeyer e
acrescentado 3 gotas de alaranjado de metila (reagente de cor). Esta solução era,
então, titulada através de uma bureta, com H2SO4 (Ácido Sulfúrico) a 0,02N até
mudança de cor da solução. Neste momento, o volume gasto do Ácido era anotado
e através de uma fórmula calculava-se o valor da alcalinidade em mg de CaCO3/L.
Figura 20. Materiais utilizados para a análise de alcalinidade da água. Fonte: Arquivo pessoal.
19
Os parâmetros de qualidade de água medidos durante a realização do estágio
são apresentados na tabela 1.
Tabela 1. Média dos parâmetros de qualidade de água dos viveiros do Setor de Piscicultura da fazenda experimental no período de 12 de junho à 20 de agosto de 2016.
Viveiros
1 2 3 4 5 6
Oxigênio dissolvido (mg/L) 5,20 5,77 8,05 6,26 5,97 6,90
Temperatura (°C) 26,2 25,2 26,2 26,2 26,3 26,2
pH 8,60 8,60 8,07 8,17 7,90 7,79
Transparência (cm) 85,8 83,1 60,0 58,1 86,2 63,4
Alcalinidade (mg de CaCO3/L) 30 36 52 28 33 40
Fonte: Acervo pessoal
5.2 Arraçoamento
A alimentação representa cerca de 70% dos investimentos na área, e essa
alta porcentagem deve-se ao fato da necessidade proteica dos peixes ser maior que
a de outras espécies. Essa exigência proteica é relacionada de forma direta com
uma composição equilibrada de aminoácidos apropriada, a fim de manter um bom
desenvolvimento dos animais. (BORGES, 2012)
Devido ao elevado custo das rações, o desperdício deve ser evitado ao
máximo. O guarnecimento de alimento em quantidade e qualidade adequada é de
suma importância para o êxito financeiro da produção. O manejo alimentar depende
de vários fatores, como hábitos alimentares das espécies cultivadas, temperatura,
qualidade da água, entre outros.
As rações podem ser fareladas, peletizadas ou extrusadas (MORO e
RODRIGUES, 2015). Nas rações fareladas, os ingredientes são somente moídos e
misturados. As peletizadas derivam da combinação de calor, umidade e pressão, de
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forma que partículas menores se aglomeram para formar partículas maiores. As
extrusadas resultam de um processo de cozimento em elevadas temperaturas,
umidade controlada e pressão.
O alimento pode ser fornecido de forma manual, através de comedouros ou
pelo uso de máquinas automáticas. Na Fazenda Experimental, o arraçoamento dos
peixes em experimentação, estocados nos viveiros 1 e 5, era realizado com ração
extrusada da marca VB® alimentos, que continha 32% de proteína bruta, péletes
com diâmetro entre 8 e 10 mm, indicada para a fase de terminação de peixes
onívoros.
O cálculo da quantidade de ração a ser fornecida, que tinha como base 1%
do peso vivo do animal, estava diretamente ligado aos dados coletados através da
biometria dos lotes. A alimentação era fornecida rotineiramente de forma manual à
lanço em dois momentos, o primeiro às oito horas da manhã, e o outro às quatro
horas da tarde. No mês de junho, devido à chegada de uma frente fria,
desencadeou-se uma redução no consumo de ração, pois a baixa temperatura
influenciou diretamente na queda do metabolismo dos peixes (Tabela 2).
Tabela 2. Parâmetros zootécnicos durante os meses de julho e agosto de 2016 de tambaquis de segunda geração do programa de melhoramento genéticos em experimentação no Setor de Piscicultura da fazenda experimental.
Mês Peso médio dos
peixes (kg)
Quantidade
de peixes
Biomassa (Kg) Ração (Kg)*
Julho/ V1 1.730 284 491,3 4,913
Julho/V5 1.932 272 525,5 5,255
Agosto/V1 1,577 284 448 4,480
Agosto/V5 2,235 272 608 6,080
V1 – Viveiro 1; V5- Viveiro 5;
* Estimativa da quantidade de ração a ser ofertada, considerando taxa de arraçoamento de 1% da
biomassa.
No mês de julho, ocorreu uma biometria amostral, onde foram capturados somente
30 peixes de cada viveiro, tais peixes eram os de menores medidas, devido à isso o
21
peso médio foi inferior se comparado ao mês de agosto, onde ocorreu a biometria
total.
5.3 Biometria
Na piscicultura, coletar dados sobre o crescimento dos peixes durante o ciclo
produtivo é fundamental. Essa coleta de dados é chamada de Biometria, que deve
ser realizada de forma rigorosa e cuidadosa, evitando a perda de dados e de peixes.
Através dessa técnica, é possível analisar o desenvolvimento e a saúde dos
animais, sendo possível fazer um comparativo de diferentes manejos e rações,
permitindo a escolha e obtenção de melhores resultados de produção, além de
evitar o desperdício de alimentos, pois permite um cálculo de ração ideal.
Durante o período de estágio foram realizadas duas biometrias dos peixes
(tambaquis) que estavam em experimentação, sendo a primeira realizada no dia três
de julho e a segunda no dia 5 de agosto de 2016, ambas iniciadas às seis horas da
manhã. No mês de junho, não ocorreu a coleta de dados, em decorrência do tempo
frio, pois o tambaqui é suscetível ao frio, e a combinação da baixa temperatura e do
estresse do manejo poderia resultar na mortalidade dos mesmos e
comprometimento do experimento que estava em andamento.
O processo de preparação para a biometria consistia em manter os peixes
em jejum por 24 horas antes do procedimento, para limpeza do trato gastrointestinal
do animal, uma vez que a ração consumida poderia afetar na pesagem.
Entre os materiais utilizados na biometria, encontravam-se: rede de arrasto e
puçás, utilizados para captura dos peixes; hapas, utilizadas na contenção; contador
manual, utilizado na contagem; Caixas de 100 litros (2), utilizada no armazenamento
dos espécimes; balde de 20 litros, utilizado para encher as caixas com água do
viveiro; bombas de aquário (5), utilizadas com a finalidade de manter um padrão
ideal de oxigênio dissolvido na água durante anestesia; eugenol (C10H12O2)diluído
em álcool, utilizado como anestésico; leitor de microchips, utilizado na identificação
dos peixes; balança, utilizada na pesagem; ictiômetro, utilizado para aferir
comprimento total e comprimento padrão e paquímetro e fita métrica, utilizados para
mensurar parâmetros morfométricos, como altura da cabeça e, largura e perímetro
do corpo.
22
Inicialmente, os peixes eram capturados através da rede de arrasto (foto
aqui) e transferidos para as hapas, onde permaneciam até que as caixas fossem
completadas com água. Assim que as caixas se encontrassem cheias, o eugenol
diluído era adicionado em uma delas, na proporção de 50 mg/l, as bombas de
oxigênio e a balança era ativada, e só então os peixes eram transferidos para a
caixa que continha eugenol, afim de serem anestesiados para facilitar no manejo e
na redução de estresse dos mesmos.
Após o tempo necessário para a completa anestesia dos espécimes, os
mesmos eram individualmente identificados através do leitor de chip (figura 21),
conduzidos até a balança para a pesagem (figura 22), em seguida com o auxílio da
fita métrica e do paquímetro as medidas eram devidamente coletadas (figura 23) e
anotadas em uma planilha. Finalizados os processos, os peixes eram transferidos
para a caixa que se encontrava sem eugenol, onde permaneciam até que o efeito do
anestésico se dissipasse por completo. Por fim, os animais eram cuidadosamente
devolvidos aos seus respectivos viveiros.
Figura 21. Leitura do chip. Fonte: Arquivo pessoal.
23
Figura 22. Pesagem. Fonte: Arquivo pessoal.
Figura 23. Coleta de medidas.
Fontes: Arquivo pessoal.
5.4 Controle de macrófitas
Macrófitas são plantas de variadas espécies que se desenvolvem próximas
ou dentro dos viveiros (OSTRENSKY e BOEGER, 1998). Segundo os autores, as
macrófitas podem ser de quatro tipos, sendo elas: Emersas (figura 24), que
possuem caule e folhas na superfície da água e as raízes submersas; Com folhas
flutuantes (figura 25), que possuem caule e raízes submersos e somente as folhas
emersas; Submersas enraizadas (figura 26), que possuem raízes fixadas ao solo do
24
viveiro, caules e folhas submersos; Filamentosas (figura 27), que não possui caules,
folhas e raízes e é constituída por uma cadeia de células chamada de filamentos.
Figura 24. Plantas aquáticas emersas. Fonte: http://www.acquaimagem.com.br/docs/Pan123_Kub_controle_plantas_aquaticas.pdf
Figura 25. Plantas aquáticas com folhas flutuantes.
Fonte: http://www.acquaimagem.com.br/docs/Pan123_Kub_controle_plantas_aquaticas.pdf
Figura 26. Plantas aquáticas submersas enraizadas.
Fonte: http://www.acquaimagem.com.br/docs/Pan123_Kub_controle_plantas_aquaticas.pdf
Figura 27. Aglomerados de algas filamentosas. Fonte: http://www.acquaimagem.com.br/docs/Pan123_Kub_controle_plantas_aquaticas.pdf
25
As macrófitas são responsáveis, de acordo com Ostrensky e Boeger (1998),
por diversos fatores negativos na piscicultura, devem ser amplamente evitadas pois
diminuem a penetração de luz, que impede o desenvolvimento do fitoplâncton e
consomem nutrientes destinados aos mesmos; dificultam o manejo e a despesca;
consomem o oxigênio dissolvido na água; servem de abrigo para predadores e
organismos indesejados; podem atrapalhar a natação e o desenvolvimento dos
peixes e podem alterar a qualidade e o cheiro da água.
Esses organismos indesejados, segundo os autores, geralmente se
encontram presentes próximas aos viveiros e até mesmo na água utilizada no
abastecimento.
Nos viveiros da fazenda experimental, o surgimento das macrófitas deveu-se
à água utilizada para abastecer os tanques, que abrigam sementes das mesmas, e
devido à presença abundante de nutrientes dos viveiros, ocorre uma rápida
proliferação das algas. As espécies encontradas foram a Lemia minor, popularmente
conhecida como lentilha d’agua, a Elodia sp, popularmente conhecida como rabo de
raposa e a Salvinia.
Para o controle das macrófitas, Ostensky e Boeger (1998) afirmam que
existem três métodos: o mecânico, que consiste em remover manualmente, com o
auxílio de instrumentos adequados, os excessos de vegetação; o biológico, que
utiliza uma quantidade adequada de fitoplâncton, afim de impedir a penetração de
luz no viveiro, o que diminui a proliferação das algas e também pode ser utilizada a
introdução de carpas (Figura 28), que se alimentam dessa vegetação; e o químico,
método delicado que utiliza herbicidas.
Figura 28. Número de carpas-capim que deverão ser colocadas nos viveiros para controle das macrófitas.
Fonte: Livro piscicultura fundamentos e técnicas de manejo Pag. 56.
26
Ao ser observado um alastramento de macrófitas (Figura 29), foram feitas
retiradas das mesmas manualmente do viveiro de número 2 (Figura 30) e de uma
das unidades do tanque subdividido de número 6. No período matutino, do dia 9 de
agosto de 2016, munidos de rede, rastelo, puçá e sacolas, os estagiários deram
início ao processo de retirada das algas, e aconselhados pelo Prof. Dr. Marcio
Hoshiba, utilizaram dois bambus de aproximadamente 2 m de comprimento para
remover a vegetação superficial, uma vez que os mesmos boiam e facilitam na
retirada. Após essa remoção primária, deram início à remoção das macrófitas
submersas com o auxílio de uma rede, para contê-las, e utilizando puçás e sacolas,
as plantas foram retiradas do viveiro (Figura 31).
Figura 29.Viveiro de piscicultura com alta proliferação de macrófitas. Fonte: Arquivo pessoal.
27
Figura 30. Remoção manual de macrófitas de viveiro de piscicultura. Fonte: Arquivo pessoal
Fonte: Arquivo pessoal.
Figura 31. Viveiro de piscicultura após a remoção das macrófitas.
28
5.5 Adubação
A adubação promove a produção de alimento natural no viveiro, ou seja,
através da dela o fitoplancton e outras bactérias podem se desenvolver. A adubação
deve ser feita após a calagem e pode ocorrer de forma orgânica ou química
(KUBITZA, 2003).
O esterco de boi, suínos ou aves são os principais tipos de adubo orgânico
empregados. Os adubos químicos mais comumente utilizados são: o superfosfato
triplo, superfosfato simples, sulfato de amônia, uréia e o nitrato de amônia são os
(MATHIAS, 1998).
Segundo Kubitza (2008), ou uso exacerbado da adubação orgânica resulta
em déficits de oxigênio, e o exagero da adubação química provoca um
desenvolvimento excessivo de fitoplâncton.
As adubações nos viveiros da fazenda experimental foram
químicas+composto orgânico, feitas com o objetivo de alterar a transparência da
água, evitando assim a proliferação de macrófitas. Foram aplicados por viveiro, 6 kg
de sulfato de amônia, 2 kg de superfosfato simples e 2 kg de farelo de milho.
No decorrer do período do mês de junho, após a adubação, foi observado que
a mesma não surtiu efeito, devido a presença de grande quantidade de macrófitas
que absorveram todos os nutriente, ocorrendo então uma maior proliferação das
mesmas, resultando em um alastramento delas pelo viveiro.
5.6 Despesca
De acordo com Sousa e Teixeira Filho (1985), a captura dos peixes é uma
preocupação básica na piscicultura e pode ser feita de duas formas diferentes:
Através de utilização de materiais de pesca e através do esvaziamento do viveiro,
maneira mais adequada.
Na Fazenda Experimental, foram realizadas despescas de 35 peixes nos
tanques de Nº 2 e 4, que abrigavam matrizes e reprodutores da primeira geração de
29
tambaqui do programa de melhoramento genético, afim de transportar as mesmas
para a fazenda Bom Futuro.
Nesta atividade, os materiais utilizados foram: oxímetro digital; rede de
arrasto; balança; leitor de chip; sacolas de transporte; caminhão contendo caixas de
transporte. O procedimento de despesca teve início às 7 horas da manhã com a
retirada do cachimbo para esvaziamento parcial do viveiro, seguido da mensuração
de oxigênio dissolvido e temperatura dos viveiros e das caixas de transportes
(Figura 32) para aclimatação dos peixes a serem transportados. Após, iniciou-se a
captura dos animais, com o auxílio da rede de arrasto (Figura 33). Após serem
capturados, os peixes eram manualmente coletados e depositados individualmente
em sacolas de transporte (Figura 34) onde ocorria a leitura do chip e a pesagem.
Após a coleta de dados, os espécimes foram conduzidos às caixas de transporte
que continham sal, substância que segundo Kubitza (2007) serve para amenizar os
efeitos do estresse, estimular produção de muco que irá recobrir ferimentos oriundos
do manejo e impedir o desequilíbrio osmorregulatório.
Figura 32. Caminhão portando caixas de transporte. Fonte: Arquivo pessoal.
30
Figura 33. Rede de arrasto utilizada na despesca.
Fonte: Arquivo pessoal.
Figura 34. Sacola de transporte utilizada na despesca.
Fonte: Arquivo pessoal.
31
5.7 Instalação e implantação de Bioflocos
Bioflocos (Figura 35) são partículas orgânica suspensas na água ou aderidas
às paredes dos viveiros,que possuem material orgânico particulado, no qual se
desenvolvem microalgas, diversos organismos microscópicos e diversas bactérias
heterotróficas (KUBITZA, 2011).
Derivado do sistema de recirculação de água, a criação de peixes em
sistemas com bioflocos não utiliza filtros, as excretas, o muco dos peixes e as sobras
de alimentos são desintegrados e mantidos suspensos dentro dos viveiros, afim de
servir como substrato para o desenvolvimento das bactérias que se encarregam de
purificar a água utilizando compostos nitrogenados, potencialmente tóxicos ao
pescado, para a síntese e biomassa microbiana que enriquece os bioflocos. Para
que ocorra de maneira correta, é necessário que sejam mantidos níveis de oxigênio,
pH e alcalinidade adequados. Também é importante manter uma relação C/N
próxima a 20:1 nos resíduos orgânicos presentes na água, que ocorre pela adição
de uma fonte adicional de carbono e/ou da alimentação com rações com baixos
níveis de proteína (KUBITZA, 2011).
Figura 35. Bioflocos observados em microscópio óptico. Fonte: http://www.acquaimagem.com.br/docs/Pan125_Kub_bioflocos_piscicultura.pdf
32
Os níveis da relação C/N está diretamente relacionado aos níveis de proteína
da ração utilizada, quanto maior o nível de proteína, maior o teor de nitrogênio na
ração que resulta em resíduos com baixa relação C/N. O carbono é um fator que
limita o desenvolvimento da massa bacteriana e formação dos bioflocos, devido a
quantidade de proteína presente nas rações utilizadas, e para que isso seja evitado,
o produtor deve periodicamente realizar aplicações de fontes ricas em carbono. Tais
aplicações são definidas baseando-se na concentração de nitrogênio presente na
água dos viveiros (KUBITZA, 2011).
Sob a supervisão do idealizador do projeto, Prof. Dr. Marcio Aquio Hoshiba,
os estagiários de zootecnia colaboraram na implantação pioneira do sistema de
bioflocos na fazenda experimental. O sistema foi implantado no laboratório
experimental, com a utilização de duas piscinas, uma de forma retangular (612,3 L)
e outra circular (578,79 L) que abrigavam, respectivamente, peixes da espécie
kinguio (Carassius auratus) e espadinha (Xiphophorus hellerii) e uma caixa d’agua
de fibra circular (367,708 L), todas constantemente aeradas.
Baseando-se no volume de água dos reservatórios, a quantidade de ração
triturada, melaço em pó e os probióticos (microorganismos vivos benéficos à saúde
do animal) eram pesados (Tabela 3) e ministrados diariamente. Devido à constante
queda de energia e a ausência de um gerador no laboratório, parte dos bioflocos
eram perdidos em decorrência da falta de oxigenação, o que acarretou na baixa
produtividade de bioflocos.
Tabela 3. Ingredientes utilizados para instalação e manutenção do bioflocos.
Reservatórios
Ingredientes Piscina retangular Piscina redonda Caixa d´água
Melaço em Pó 6,1232g 5,7878g 3,6770g
Ração 45% PB 3,0616g 2,8939g 1,8385g
Probiótico 3,0616g 2,8939g 1,8385g
TOTAL 12,2464g 11,5756g 7,3540g
33
6. CONSIDERAÇÕES FINAIS
Foi de suma importância a experiência adquirida no período de aprendizagem
durante o estágio, no qual foi possível obter um alicerce para lidar com futuras
situações semelhantes na carreira profissional. No decurso deste tempo, houve
grandes oportunidades de assimilar a teoria com a prática, a forma com que os fatos
ocorrem exteriormente à sala de aula, o que contribuiu no momento de fixar todo o
conhecimento, enxergando de fato as construções resultantes de todo o esforço do
processo de aprendizagem, a partir da parte teórica, até o instante em que as
atividades que vinham sendo abordadas dentro da Universidade passam a se
concretizar na prática.
Quanto à carga horária obrigatória a ser cumprida, é um intervalo de tempo
proveitoso, pois permite ao acadêmico a obtenção de resultados gratificantes. Pude
vivenciar situações rotineiras do mercado de trabalho, como fazer contatos com
pessoas já inseridas nesse meio, ou que possuíam ampla experiência de trabalho
diante daquele que ainda está no processo de formação.
O local de realização do estágio foi de grande relevância, pois forneceu suporte
para a realização de todas as incumbências propostas, dispondo de materiais
laboratoriais e de auxílio de profissionais qualificados para sanar qualquer dúvida.
Ao final dessas etapas, pude então concluir que o conhecimento e experiências
adquiridos em campo foram de extrema importância para o adequado preparo do
terreno de atuação profissional de um futuro Zootecnista. O contato com a prática
disponibiliza benefícios, desafios, e situações extraordinárias que permitem ao
discente conciliar a teoria e a prática, sendo então capaz de superar obstáculos,
aprimorar técnicas e aumentar seu próprio desempenho, podendo então
consequentemente transformar uma cadeia produtiva, tornando-a mais eficiente
através da adição ou adaptação de tecnologias e práticas de manejos, almejando
resultados satisfatórios e necessários para um correto desenvolvimento de qualquer
atividade proposta.
34
Essas então são algumas das principais situações encontradas no decorrer da
participação como estagiário, contudo posso concluir que foi uma ótima experiência
onde obtive um excelente aproveitamento e com certeza tudo que eu aprendi
durante o período irei usar na minha carreira profissional.
35
REFERÊNCIAS
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