CURSO DE TÉCNI- CAS DE HISTOLO- GÍA VEGETAL. CÉLULAS Y TEJIDOS VEGETALES

CURSO DE TÉCNI-CAS DE HISTOLO-GÍA VEGETAL.

CÉLULAS Y TEJIDOS VEGETALES

Profesores: Dr. Francisco José García Breijo Dr. José Reig Armiñana

• Laboratorio de Anatomía Vegetal “Julio Iranzo” del Jar-dín Botánico de la Universitat de València.

• Laboratorio de Botánica. Departamento de Ecosistemas Agroforestales. Escuela Técnica Superior de Ingeniería Agronómica y del Medio Natural (ETSIAMN). Universi-dad Politécnica de Valencia

Curso de Técnicas de Histología Vegetal.

Tabla de Contenidos

INTRODUCCIÓN ................................................................................................................................. 1

EJERCICIO A: ESTRUCTURAS Y ORGÁNULOS DE LA CÉLULA VEGETAL ........................................... 1 Materiales necesarios para el ejercicio A............................................................................................................ 3 Procedimiento para el ejercicio A ......................................................................................................................... 3

1. Observación de plastos. Cloroplastos. ....................................................................................................................................... 3 2. Observación de plastos. Cromoplastos ...................................................................................................................................... 5 3. Observación de plastos. Amiloplastos. ....................................................................................................................................... 6 4. Observación de cristales celulares .............................................................................................................................................. 7 5. Componentes de la pared celular. .............................................................................................................................................. 9

EJERCICIO B: LOS TEJIDOS VEGETALES ........................................................................................... 11 Materiales necesarios para el ejercicio B. ......................................................................................................... 16 Procedimientos para el ejercicio B ...................................................................................................................... 16

1. Observación de tejidos ................................................................................................................................................................16 2. Tejidos epidérmicos. Observación de tricomas y estomas. ..................................................................................................17

BIBLIOGRAFÍA.................................................................................................................................. 20

RESULTADOS.................................................................................................................................... 21 Ejercicio A: Estructuras y orgánulos de la célula vegetal ................................................................................ 21

1. Observación de cloroplastos. ................................................................................................................................................21 2. Observación de cromoplastos. ..............................................................................................................................................22 3. Observación de amiloplastos. ...............................................................................................................................................23 4. Observación de cristales celulares .......................................................................................................................................24

A. Observación de rafidios. .....................................................................................................................................................24 B. Observación de drusas. .......................................................................................................................................................24 C. Observación de cistolitos. ....................................................................................................................................................24

5. Componentes de la pared celular. .......................................................................................................................................25 A. Detección de celulosa ...........................................................................................................................................................25 B. Detección de lignina. ............................................................................................................................................................25 C. Detección de cutina. ..............................................................................................................................................................25 D. Detección de suberina. .........................................................................................................................................................26

Ejercicio B: Tejidos vegetales ................................................................................................................................ 27 1. Observación de diferentes tejidos. ......................................................................................................................................27 2. Observación de estomas. .......................................................................................................................................................28 3. Observación de tricomas. .......................................................................................................................................................29

NOTAS ............................................................................................................................................. 30

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C É L U L A S Y T E J I D O S V EG E T A L E S

INTRODUCCIÓN Las plantas difieren de otras formas de vida de formas muy diversas y muchas de estas diferencias pueden observarse mirando en el interior de sus células. En estas prácticas, aprenderemos a conocer algunas estruc-turas y orgánulos celulares que son exclusivos de las plantas: las paredes celulares que proporcionan forma y dan protección a las células, los cloroplastos y cromoplastos implicados en el proceso fotosintético, las vacuolas que, entre otras cosas, dan color a los frutos y flores para atraer a los animales, y los cristales que les proporcionan protección.

Las angiospermas (plantas con flores) son organismos pluricelulares complejos formados de muchos tipos diferentes de células. Los grupos de células que están especializados en estructura y función se conocen como tejidos. Los 3 tipos de tejidos básicos que se encuentran en las plantas son los fundamentales, los dérmicos, y los tejidos vasculares. Los tejidos dérmicos forman las capas externas de la planta, los tejidos vasculares son los tejidos de conducción, y los tejidos fundamentales incluyen todos los demás. Estos tres tipos de tejidos constituyen cada órgano de las plantas: tallos, raíces, hojas, flores, frutos, etc.

EJERCICIO A: ESTRUCTURAS Y ORGÁNULOS DE LA CÉLULA VEGETAL En las células vegetales, la estructura está íntimamente relacionada con la función. En este ejercicio, prepa-raremos nuestras propias muestras para darnos cuenta de la belleza de las formas y funciones dentro de las células vegetales.

Las células vegetales son células eucariotas que difieren en varios aspectos clave de las células de otros organismos eucariotas.

Sus rasgos distintivos (figuras 1 y 2), con res-pecto a otros tipos de células eucarióticas, son:

1. Poseen una pared celular particular compuesta de celulosa, hemicelulosas, pectinas y, en muchos casos, lignina. Es segregada por el protoplasto en el ex-terior de la membrana celular. Esto contrasta con las paredes de los hon-gos (que son de quitina) y de las bac-terias (de peptidoglucano).

2. Poseen plástidos, siendo los más nota-bles los cloroplastos, que contienen clo-rofila y los sistemas bioquímicos para la fotosíntesis, pero también amiloplas-tos especializados para el almacenamiento de almidón, elaioplastos especializados para el almace-namiento de grasa, y cromoplastos especializados para la síntesis y almacenamiento de pigmentos

Figura 1. Estructura de la célula vegetal. Micrografía electró-nica (TEM) en falso color de una célula vegetal joven

Adaptado de Mader, S.S. Biology, 10th. Ed. McGraw-Hill Companies

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y que también son fotosintéticamente activos. Al igual que en las mitocondrias, que tienen un genoma que codifica 37 genes, los plástidos tienen sus propios genomas con unos 100 a 120 genes únicos y que, se presume, surgieron como endosimbiontes procarióticos.

3. Poseen una gran vacuola central, llena de agua, rodeada por una membrana conocida como tono-

plasto y que mantiene la turgencia de la célula, almacena moléculas útiles para la célula y, también, materiales residuales.

4. La división celular se lleva a cabo mediante la construcción de un fragmoplasto como paso previo

a la formación de la pared celular. Este tipo de citocinesis es exclusivo de las plantas terrestres y de algunos grupos de algas.

5. El esperma de los briófitos y pteridófitos posee flagelos similares a los de los animales, pero las

plantas superiores, (incluyendo las gimnospermas y las plantas con flores - angiospermas) carecen de flagelos y centriolos que si están presentes en las células animales.

Figura 2. Estructura de la célula vegetal. Esquema de una célula vegetal joven mostrando sus estructuras y orgánulos principales. Destacan con un asterisco los que son exclusivos de las plantas: pared celular, cloroplastos y vacuola central.

Adaptado de Mader, S.S. Biology, 10th. Ed. McGraw-Hill Companies

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Materiales necesarios para el ejercicio A • Observación de amiloplastos: plátano (Musa x paradisiaca), garbanzos (Cycer arietinum), patatas (Sola-

num tuberosum), sémolas de arroz (Oriza sativa) y de trigo (Triticum sp.). • Observación de cloroplastos: algas filamentosas (Spirogyra, Zygnema, etc.), hojas de Elodea (Elodea

sp.), filoides de musgos (Spagnum sp.) • Observación de cristales: hoja de Dieffenbachia sp., hoja de oreja de elefante (Colocasia sp.), hoja

del árbol del caucho (Ficus elástica), secciones transversales de tallos de geranio (Pelargonium sp.) • Observación de cromoplastos: pimientos (Capsicum annuum) de distintos colores (verdes, rojos, amarillos),

tomates (Solanum lycopersicum), zanahorias (Daucus carota) • Secciones transversales de tallos adultos de geranio (Pelargonium sp.) • Secciones transversales de tallos jóvenes de hiedra (Hedera helix)

• Cestillos de tinción • Frasco con ácido clorhídrico concentrado • Frasco con etanol 70% • Frasco con Sudán III • Frasco cuentagotas con cloro-ioduro de zinc • Frasco cuentagotas con floroglucina alcohólica al 1% • Frascos cuentagotas con agua

• Aguja de disección • Cuchilla • Frasco cuentagotas con agua • Frasco cuentagotas con azul de metileno • Frasco cuentagotas con Lugol • Lanceta • Microscopio compuesto • Microtomo de mano • Pincel • Pinzas • Placas Petri • Portas y cubreobjetos • Tiras de papel de filtro

Procedimiento para el ejercicio A

1. Observación de plastos. Cloroplastos.

1. La Elodea (Elodea sp.) es una planta acuática con elevado desarrollo vegetativo. Sus hojas de color verde brillante son muy adecuadas para estudiar algunos de sus orgánulos celulares sin prepara-ciones previas. Con la ayuda de las pinzas coger, de una ramita de Elodea, una de sus hojas jóvenes y ponerla sobre un portaobjetos que tenga una gota de agua. Cubrir con un cubreobjetos (dejándolo caer de forma inclinada para evitar la formación de burbujas). Eliminar el exceso de agua del portaobjetos con ayuda de un trozo de papel de filtro.

2. Observar al microscopio a 4x o 10x para un sector de solamente una o dos capas de espesor. Procurar enfocar la parte superior de la muestra y no las capas intermedias. Centrarse en un pe-queño grupo de células. Observar con el objetivo de 40x. Notar que las células vegetales tienen una forma regular. Se ven como rectángulos (Figura 3). El contorno de la célula es evidente porque el límite exterior de una célula vegetal es la pared celular. La pared celular es rígida y da soporte a la celda. En estas células, la pared primaria se compone principalmente del polisacárido celulosa.

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En algunos tipos de células vegetales, se depositan capas adicionales en la parte interna de la pared primaria. Esta es la pared secundaria, que es mucho más gruesa y contiene lignina, además de la celulosa. La dureza y el carácter de la madera se debe a la pared secundaria.

La cohesividad existente entre las células vegetales se debe a la presencia de la lámina media, un cemento intercelular compuesto de pectinas, que mantiene unidas unas células con otras. La lámina media es más evidente en las esquinas celulares.

3. Observar el interior de una de estas células. Notar la presencia de pequeños discos verdes que parece que se concentran en la parte interna de la pared celular. Son los cloroplastos, y el pigmento verde que contienen se denomina clorofila. Son los orgánulos encargados de llevar a cabo la foto-síntesis. Aunque no es visible, una membrana celular rodea al protoplasto. Esta membrana es una bicapa lipídica que regula el paso de sustancias entre el exterior y el interior celular. Dibujar lo observado en el espacio disponible en el apartado de resultados.

• Observar también cloroplastos en preparaciones en fresco de muestras de algas filamento-

sas, hojitas (filoides) de musgo, o de cualquier otra muestra disponible. Hacer preparaciones en fresco y observar a 4x o 10x y luego a 40x. Hacer dibujos representativos de lo obser-vado en el espacio disponible del apartado de resultados.

4. En algunas células podremos encontrar el núcleo. Tiene forma esférica y está limitado por una membrana nuclear. Su tamaño en mayor que el de los cloroplastos y suele estar adyacente a la pared celular o en el centro de la célula. Su interior aparece granular debido a la cromatina (ADN y proteínas). En ocasiones podemos ver una o dos pequeñas regiones circulares dentro del núcleo. Son los nucléo-los, ricos en ácido ribonucleico, que están implicados en procesos de síntesis proteica.

Figura 3 Micrografías ópticas de las células de Elodea sp. Se puede apreciar claramente la pared celular, los cloroplastos y, en algunos casos, el núcleo.

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5. Aunque el interior celular aparece vacío, realmente no es así. Normalmente está ocupado por una gran vacuola central. La membrana que delimita a la vacuola se denomina tonoplasto y es difícil-mente visible sin tinción. La vacuola sirve como reservorio de materiales, incluida el agua, que la célula usa cuando lo necesita. También puede servir para almacenar productos de desecho. De hecho, algunos de estos materiales se acumulan en tan gran cantidad que precipitan formando cris-tales. Si observamos bien el interior de las células podremos ver algunos de estos cristales con forma de agujas. Algunos pigmentos se acumulan también en las vacuolas siendo los responsables del color de frutos y flores. Algunos de estos colorantes se han venido usando por el hombre desde hace muchos siglos para teñir los tejidos.

2. Observación de plastos. Cromoplastos

1. El color también puede deberse a la presencia en el interior de las células de cromoplastos. Estos orgánulos contienen carotenoides de color amarillo, naranja o rojo. Están relacionados con los clo-roplastos; de hecho, unos y otros se originan a partir de proplastidios que son los orgánulos a partir de los cuales se originan todos los plastos.

Los cromoplastos presentan una gran cantidad de formas y tamaños (figura 4). Son abundantes en los pétalos de las flores, en ciertos frutos, e incluso en algunas raíces. Para observar cromoplastos, tomar trozos pequeños de muestras y colocarlos sobre un portaobjetos. Añadir una gota de agua o de colorante y cubrir con un cubreobjetos. Observar a 4x o 10x y luego a 40x. Hacer dibujos representativos de lo observado en el espacio disponible al final de la práctica. • Observar muestras de:

1. Pimiento rojo, verde y amarillo (tomar ST del mesocarpo o trozos de epidermis). 2. Tomate (hacer squash con tejido del mesocarpo). 3. Zanahoria (ST de raíz).

Figura 4. Tipos de cromoplastos. Imagen modificada de Strasburger et al. (1994)

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3. Observación de plastos. Amiloplastos.

1. Además de cloro- y cromoplastos también podemos encontrar leucoplastos. Estos son incoloros y según el material que acumulen se denominan amiloplastos (almidón), elaioplastos (lípidos), pro-teinoplastos (proteínas), etc.

• Para observar amiloplastos realizaremos preparaciones en fresco y teñidas con Lugol de distintas

muestras. • Las muestras pueden cortarse mediante un microtomo de mano para obtener secciones trans-

versales de los distintos parénquimas que se depositan bien extendidas sobre una gota de agua colocada en un portaobjetos, o bien pueden rasparse con ayuda de un cúter o bisturí para obtener jugo que luego se deposita sobre un portaobjetos.

• Observar primero con el objetivo de 4x y de 10x y luego con el de 40x. Comprobar la diver-sidad de formas existentes entre los amiloplastos de las diferentes muestras (figuras 5 y 6). Dibujar lo observado en el espacio preparado para ello en el espacio disponible al final de la práctica.

• Observar muestras de: 1. Patata (ST del parénquima o raspado) 2. Plátano (squash del tejido parenquimático) 3. Garbanzo (ST del albumen o raspado) 4. Sémola de arroz 5. Sémola de trigo

Figura 5. Tipos de amiloplastos. Pueden tener forma muy variada: esféricos, ovales, alargados (en forma de fémur), y normalmente muestran una deposición en capas alrededor de un punto, el hilo, que puede ser (A) excéntrico (Solanum) o (B) céntrico (gramíneas y leguminosas). Cuando hay más de un hilo se forman granos compuestos (C, Avena; D, Oryza). Imagen modificada de Nultsch (1966)

(B)

(A)

(C)

(D)

Grano de arroz visto con SEM

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4. Observación de cristales celulares

Las plantas no poseen un sistema excretor y, por lo tanto, algunas sustancias del metabolismo celular pueden acumularse hasta alcanzar niveles tóxicos para las células. Mediante la formación de cristales que precipitan en la vacuola celular, tales sustancias se extraen del citosol, convirtiéndose así en estructuras inertes e inocuas. Algunos de los cristales que se forman son muy bonitos de observar (rafidios, en forma de agujas, drusas, en forma de estrellas, o prismas). En ocasiones se emplean para la identificación vegetal con motivos fo-renses o arqueológicos. La mayoría de estos cristales contienen calcio, bien en forma de oxalato cálcico o, menos frecuentemente, como carbonato cálcico. Se denomina fitolito a todo cuerpo mineralizado integrante de tejidos orgánicos que son producidos por sustancias ergásticas (resultantes del metabolismo); en particu-lar, los fitolitos son biolitos de origen vegetal, de tamaño microscópico y naturaleza química preferentemente silícea o cálcica. Son abundantes en ciertas familias y géneros de plantas, usualmente monocotiledóneas. El silicio (Si) que las raíces absorben en forma de ácido monosilícico (H4SiO4) de la solución del suelo es depo-sitado como sílice amorfa hidratada (SiO2.nH2O) en espacios inter o intracelulares o en las paredes celula-res. En general, el depósito cuando es intracelular toma la forma de la célula, por lo que es posible asociar una forma fitolítica con una célula o un tejido. De la misma manera que los fitolitos pueden reflejar formas que permiten reconocer tejidos, es posible identificar el taxón productor. Numerosos estudios han señalado y demostrado la relación entre las formas fitolíticas y la sistemática. En este ejercicio, aprenderemos a observar y diferenciar distintos tipos de cristales encontrados en las plantas.

1. Observación de drusas. El oxalato cálcico puede cristalizar en forma de “rosa del desierto” dando lugar a las drusas. Las drusas (figura 6) son grupos de cristales de oxalato de calcio, silicatos o carbonatos presentes en las plantas. Los cristales de oxalato de calcio (Ca(COO), CaOx) se encuen-tran en algas, angiospermas, y gimnospermas, en un total de más de 215 familias. Estas plantas acumulan oxalato en un rango que va del 3% al 80% de su peso seco, a través de un proceso de biomineralización en una variedad de formas. Las drusas son también un medio de defensa de las plantas ante los herbívoros.

• Utilizar cortes (ST) de tallo de geranio. Colocar un corte sobre una gota de agua y extender adecuadamente. Colocar un cubre y observar al microscopio con el objetivo de 4x y de 10x. Buscar cristales con forma de estrella especialmente en la zona del parénquima cortical (córtex) y en la médula. Observar entonces con el objetivo de 40x. Dibujar lo observado en el espacio disponible al final de la práctica.

2. Observación de rafidios. En botánica, se denomina rafidio (o también ráfide) a los cristales con forma de aguja (figura 7) compuestos por oxalato de calcio que se hallan presentes en muchas

Figura 6. Tipos de amiloplastos. Formas y disposiciones de los amiloplastos en el interior de las células. (A) St de parén-quima reservante de tubérculo de patata (Solanum); (B) ST de albumen de trigo (Triticum); (C) ST de albumen de arroz (Oryza); (D) Squash de parénquima de plátano (Musa x paradisiaca).

(A) (B) (C) (D)

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células parenquimáticas de las angiospermas. La función de tales cristales en las plantas aparente-mente está relacionada con los mecanismos de defensa contra los animales herbívoros.

• Tomar una pequeña muestra de hojas de Dieffenbachia o de Colocasia. Hacer preparaciones

en fresco de secciones transversal de estas hojas, cortar y deshacer con un bisturí, colocar un cubreobjetos y observar al microscopio. Buscar haces de cristales con forma de aguja. Ob-servar al microscopio con el objetivo de 4x o de 10x. Observar entonces con el objetivo de 40x. Estas estructuras se conocen con el nombre de rafidios. Dibujar lo observado en los espacios disponibles al final de la práctica.

3. Los cistolitos son otro tipo de cristal vegetal que podemos encontrar en las plantas (figura 8). Están formados de car-bonato cálcico y presen-tes en un pequeño nú-mero de familias, entre las que se incluyen las moráceas. El árbol del caucho (Ficus elástica) pertenece a esta familia. Tomar una sección trans-versal de una hoja de Fi-cus (puesto que las hojas son bastante rígidas no deberemos tener excesi-vos problemas para cor-tar una sección transver-sal de un trozo de las mismas).

Figura 7. Tipos de cristales celulares. Esquema e imágenes al SEM de prismas, drusas, rafidios y estiloides. Figura adaptada de Nultsch (1966); imágenes tomadas de http://www.biologia.edu.ar/botanica/tema8/8-5vacuola.htm

Figura 8. Estructura de un litocisto. El litocisto es una célula epidérmica que con-tiene en su interior un cistolito, cristal de carbonato cálcico (Dibujo adaptada de; Micrografía tomada de Raven et al., 2013)

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• Colocar esta sección sobre un portaobjetos con una gota de agua y observar a 4x y 10x. Buscar en la zona de la epidermis del haz hasta localizar un litocisto (célula epidérmica que contiene un cistolito). Observar entonces con el objetivo de 40x. El cistolito tiene forma como de racimos de uvas colgado. Dibujar lo observado en el espacio disponible al final de la práctica.

5. Componentes de la pared celular.

Mientras las células animales, por lo general, se encuentran desnudas, las células vegetales poseen una pared celular exterior segregada por el citoplasma. La pared celular protege los contenidos de la célula, da rigidez a la estructura celular, funciona como mediadora en todas las relaciones de la célula con el entorno y actúa como compartimiento celular. Además, define la estructura y otorga soporte a los tejidos y muchas más partes de la célula. La pared celular también limita la entrada de moléculas grandes que pueden ser tóxicas para la célula. Además, permite la creación de un entorno osmótico estable mediante impidiendo la lisis osmótica y ayudando a retener el agua.

En la mayor parte de las plantas el principal componente de la pared celular es la celulosa, que se encuentra en las paredes primarias y, sobre todo en las secundarias, formando estructuras fibrilares, por medio de puentes de hidrógeno. Durante la vida de la célula su pared celular puede adquirir nuevas pro-piedades químicas y físicas, al intercalarse nuevas sustancias en su estructura. A estas modificaciones se les denomina secundarias, siendo las más importantes la lignificación, la suberificación, y la cutinización.

1. Lignificación: (de lignum, madera) consiste en la impregnación de lignina, polímero del alcohol p-hidraxicinámico. Su misión es aumentar la resistencia de las paredes celulares, sin que la permeabi-lidad al agua y sustancias disueltas se altere. La lignina se sitúa entre las capas de celulosa por intususcepción.

2. Suberificación: (de suber, corcho) consiste en la superposición por aposición de láminas de suberina, polímero de ácidos grasos de elevado peso molecular, en las paredes de los tejidos derivados del felógeno o cambium suberoso. Este proceso confiere una gran impermeabilidad y defensa contra los agentes químicos, microrganismos, picaduras de insectos, etc.

3. Cutinización: (de cutis, piel) es la acumulación de cutina, sustancia semejante a la suberina, por aposición y por intususcepción en las paredes celulares haciéndolas impermeables. Este proceso sólo afecta a las partes externas de las paredes que están en contacto con el medio ambiente, y en la epidermis de algunos órganos, la cutina forma una capa pelicular (cutícula) que limita severamente la pérdida de agua a través de los tejidos.

En este ejercicio estudiaremos el modo de detectar estas sustancias mediante técnicas citoquímicas.

1. Para la detección de la celulosa tomaremos una sección transversal de tallo de hiedra o de gera-nio y la colocaremos bien extendido en un portaobjetos con una gota de agua.

• Secaremos bien el corte con ayuda de una tira de papel de filtro y, a continuación, añadi-remos una o dos gotas de cloro-ioduro de zinc sobre la muestra. Dejamos actuar unos 15 seg.

• Cubrimos con un cubreobjetos evitando la formación de burbujas y observamos al microsco-pio a 4x y 10x. Buscaremos las partes de la muestra que aparecen teñidas de azul lo que nos indica que esas células contienen sólo celulosa en sus paredes. Las células que aparezcan con otros colores y tonalidades poseen, además de celulosa, otros componentes como lignina, suberina, etc.

2. Para la detección de la lignina tomaremos una sección transversal de tallo de hiedra o de geranio y la colocaremos bien extendido en un porta con una gota de agua.

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• Secaremos bien el corte con ayuda de una tira de papel de filtro y, a continuación, añadi-remos una gota de floroglucina alcohólica sobre la muestra y dejaremos que se evapore completamente (unos 3 minutos).

• Seguidamente añadiremos una gota de ácido clorhídrico concentrado y cubriremos la mues-tra con un cubreobjetos. Finalmente observaremos con el objetivo de 4x y de 10x. Buscare-mos las partes de la muestra que aparecen teñidas de rojo lo que nos indica que esas células contienen lignina en sus paredes. Observaremos con el objetivo de 40x para más detalle. Hacer dibujos representativos de lo observado en el espacio disponible al final de la prác-tica. ¿Qué tejidos aparecen teñidos de rojo?

3. Para la detección de la cutina (paredes cutinizadas) tomaremos varios cortes de tallo de hiedra y los colocaremos en un cestillo de tinción.

• Introducir el cestillo con los cortes en una placa Petri con Sudán III. Mantendremos los cortes sumergidos durante 15 minutos.

• A continuación, lavaremos los cortes. Para ello pasaremos varias veces el cestillo por placas Petri con agua hasta que no dejen color.

• Finalmente, montaremos 1 o 2 cortes sobre un portaobjetos de la manera habitual, los cu-briremos con un cubreobjetos y observaremos con el objetivo de 4x y de 10x. Nos debere-mos centrar en la zona más exterior de los cortes donde se encuentra la epidermis. La cutina se deposita específicamente en la pared tangencial externa de las células epidérmicas for-mando la cutícula. Para observar claramente esta cutícula deberemos utilizar el objetivo de 40x. ¿De qué color aparece la cutícula? Hacer dibujos representativos de lo observado en el espacio disponible al final de la práctica.

4. Para la detección de la suberina (paredes suberificadas) tomaremos varios cortes de tallo de geranio y los colocaremos en un cestillo de tinción. que deberá estar sumergido en una placa Petri

• Introducir el cestillo con los cortes en una placa Petri con etanol 70%. Mantendremos los cortes sumergidos durante 3 minutos.

• Seguidamente colocaremos el cestillo con los cortes en otra placa Petri con Sudán III. Man-tendremos los cortes sumergidos durante 15 minutos.

• A continuación, lavaremos los cortes. Para ello pasaremos varias veces el cestillo por placas Petri con agua hasta que no dejen color.

• Finalmente, montaremos 1 o 2 cortes sobre un portaobjetos de la manera habitual, los cu-briremos con un cubreobjetos y observaremos con el objetivo de 4x y de 10x. Nos debere-mos centrar en la zona más exterior de los cortes donde se encuentra el súber o corcho. La suberina se deposita específicamente en las paredes de las células de súber que sustituyen a la epidermis como tejido protector durante el crecimiento secundario. Para observar cla-ramente estas células deberemos utilizar el objetivo de 40x. ¿De qué color se tiñen las pa-redes de estas células? Hacer dibujos representativos de lo observado en el espacio dispo-nible al final de la práctica.

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EJERCICIO B: LOS TEJIDOS VEGETALES Los tejidos fundamentales constituyen la mayoría de los órganos de las plantas no leñosas. Difieren en tamaño y forma, y realizan una amplia variedad de funciones. Los tres tejidos fundamentales son el parén-quima, colénquima, esclerénquima (figura 9). De éstos, los parenquimáticos muestran la mayor diversidad en la forma y función.

Los parénquimas constan de células vivas con paredes delgadas, que aparecen en diferentes regiones del cuerpo de la planta. Sus células pueden tener cualquier tamaño o forma, sin embargo, con frecuencia apa-recen como poliédricas de varias caras. Estas células, pueden aparecer separadas o en grupos, formando así un tejido. Las células del parénquima tienen muchas funciones diferentes. En las hojas, las células del parénquima son fotosintéticas y forman el denominado mesófilo (figura 9A); en tallos subterráneos y raíces, las células del parénquima se utilizan para el almacenamiento. En las plantas no leñosas, las células del parénquima constituyen la mayoría del cuerpo de la planta.

Los tejidos mecánicos o de sostén son dos, el colénquima y el escle-rénquima. El colénquima (figura 9B) está formado por células vivas alargadas que desarrollan una pared primaria irregularmente en-grosada. Estas células aparecen como filamentos o bandas justo de-bajo de la epidermis en hojas, tallos y flores. Sus paredes, son flexi-bles y plásticas, proporcionan sostén en los órganos de las plantas jóvenes y en crecimiento activo. Hay diferentes tipos según la forma de engrosamientos de sus paredes celulares (figura 10)

El esclerénquima (figura 9C) está formado por células con paredes secundarias gruesas y lignificadas, y de formas variables, que por lo general no tienen protoplasma vivo cuando están maduras. La lignina, un componente único que aparece en las células con paredes secun-darias, es un polímero complejo que aumenta la rigidez de la pared, su resistencia y su impermeabilidad al agua. El esclerénquima pro-porciona sostén y protección mecánica en aquellas partes de las plan-tas ya maduras. Los poros son fácilmente visibles en las paredes de algunas células de esclerénquima. El esclerénquima se subdivide en dos grupos celulares: esclereidas, que son células pequeñas y de forma irregular (figura 11), y las fibras, que son células alargadas (figura 12). Las esclereidas pueden aparecer formando capas com-pletas en la cubierta de la semilla, o pueden aparecer como grupos de células o incluso células individuales que están distribuidas al azar en medio de otros tejidos. Cuando las esclereidas forman las cubiertas de las semillas, tienen una función protectora; cuando aparecen en las hojas,

Figura 9. Micrografías ópticas de los tres tipos principales de tejidos fundamentales. (A) Parénquima. Mesófilo; (B) Colénquima. Colénquima angular; (C) Esclerénquima. Fibras floemáticas.

A B C

A B

C D

Figura 10. Esquemas de los tipos de co-lénquima en función del engrosamiento de sus paredes celulares. (A) Angular; (B) Anular; (C) Laminar; (D) Lagunar.

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les proporcionan soporte mecánico. En otros casos, su función es desconocida. La forma de las esclereidas es variable, pero rara vez son largas y delgadas. Por el contrario, las fibras son células de esclerénquima con gruesas paredes y muy alargadas. La pa-red secundaria está generalmente muy lig-nificada. Las fibras se pueden presentar so-las, pero más comúnmente en grupos de cé-lulas. Las fibras suelen estar asociadas con los haces vasculares en las hojas y tallos. También forman una parte significativa de la madera en muchas plantas. Muchas fibras vegetales tienen aplicaciones comerciales en la fabricación de telas y cuerdas.

Los tejidos dérmicos forman las capas ex-ternas de las plantas. Son responsables de las interacciones ambientales. Los dos tipos de tejidos dérmicos son la epidermis y la peridermis. La epidermis se compone de cé-lulas aplanadas que forman la capa más externa de las plantas jóvenes y las partes no leñosas de las plantas más viejas. En las hojas y los tallos, las células epidérmicas se-cretan cutina, un material céreo que impide la pérdida de agua de la planta. La capa de cutina se conoce como la cutícula (figura 13). En algunas hojas, la cutícula es tan espesa que la hoja tiene un aspecto brillante y ceroso. En las plantas suculentas, como los cactus, una cutícula engrosada es una de las adaptaciones que les ayuda a sobrevivir en condiciones áridas.

Los tricomas son cualquier excrecencia epi-dérmica, sea de la forma que sea, que constituye un resalte en la superficie de los órganos vegetales. Las formas más comunes de tricomas son estructuras similares a pe-los. A pesar de que los tricomas individuales son microscópicos, pueden ser lo suficiente-mente abundantes como para dar una apa-riencia peluda o borrosa. Los tricomas, que pueden ser ramificados o no ramificados, varían mucho en tamaño y forma (figura 14). Algunos tricomas ayudan a prevenir la pérdida de agua en una planta, mientras que otros son glandulares. Los tricomas

glandulares son capaces de secretar diversos productos químicos, tales como néctar, enzimas, o compuestos aromáticos, que proporcionan el aroma o fragancia a ciertas plantas. Los aceites esenciales que proporcio-nan el aroma y el sabor de las hierbas se encuentran en los tricomas glandulares.

Figura 11. Tipos de esclereidas. Esquemas.

Figura 12. Fibras de esclerénquima. Esquemas de una sección longi-tudinal (izquierda) y de una sección transversal (derecha).

Figura 13. Esquema de la epidermis mostrando la disposición de las células epidérmicas y de la cutícula. (Adaptado de )

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En la epidermis de las hojas y tallos verdes encontramos numerosos poros, estos poros se denominan esto-mas. Los estomas permiten el intercambio de gases, tales como dióxido de carbono, oxígeno y vapor de agua, entre la planta y el medio ambiente. Cada poro estomático u ostiolo está regulado por un par de células llamadas células oclusivas o guarda, que se sitúan rodeando dicha abertura o poro (figura 14). Las células oclusivas, que tienen forma arriñonada en muchas plantas, son las únicas células epidérmicas que contienen cloroplastos. En muchas plantas, dos o más células adyacentes a las oclusivas aparecen asociadas funcionalmente a ellas y se distinguen por su morfología de las demás células epidérmicas. Son las células anexas y según la relación entre dichas células y las oclusivas podemos distinguir distintos tipos de estomas: anomocíticos, anisocíticos, diacíticos, paracíticos y actinocíticos (ver figura 16).

La peridermis reemplaza la epidermis de las plantas que tienen crecimiento secundario. Así, la peridermis que se desarrolla a partir cambium suberógeno constituye la cor-teza exterior de los árboles maduros.

Los tejidos vasculares son los tejidos conductores. Los te-jidos vasculares se encuentran en todas las partes de la planta y son fáciles de ver en las hojas ya que forman las venas o nervios. Los dos tipos de tejido vascular son el xi-lema, que conduce agua y sales minerales desde las raí-ces hacia las partes aéreas, y el floema, que conduce los fotoasimilados por toda la planta. Tanto el xilema como el floema se componen de varios tipos diferentes de célu-las. Son tejidos complejos.

Figura 14. Esquemas de diferentes tipos de tricomas vegetales. (Adaptado de Mauseth, 2003)

Figura 15. Estomas de una hoja de col (Brassica ole-raceae) mostrando las partes del mismo.

Ostiolo

Células oclusivas

Células anexas

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Las células conductoras de agua del xilema son las traqueidas y los elementos del vaso (figura 17). En la madurez, estas células tienen gruesas paredes secundarias y no tienen citoplasma (células muertas). Las traqueidas son células alargadas con extremos afilados y muchos poros prominentes en sus paredes latera-les. En el xilema, las traqueidas se solapan, y el agua puede pasar de una a otra a través de los poros de las paredes adyacentes. Las traqueidas también tienen función de soporte. Los elementos del vaso son más cortos y anchos. A menudo tienen paredes horizontales finales con grandes aberturas o perforaciones (figura 17B). Los elementos del vaso se conectan por sus extremos para formar largos vasos, a modo de tuberías. El agua se mueve fácilmente a través estas células, pasando de un elemento del vaso al siguiente a través de esas grandes aberturas. Al igual que las traqueidas, las paredes laterales tienen numerosos poros. Ade-más de las células conductoras, el xilema también contiene fibras y células de parénquima. Las fibras pro-porcionan soporte adicional, mientras que las células del parénquima están implicadas en el almacenamiento y otras actividades metabólicas. El xilema primario se origina a partir del procambium (meristema apical), y el xilema secundario se origina del cambium vascular. En los árboles, el xilema secundario puede llegar a ser muy extenso, constituyendo el tejido que llamamos madera.

En el floema, las células implicadas en el transporte de materiales orgánicos son conocidas como elementos del tubo criboso (figura 18). Estas células están vivas, son alargadas y presentan delgadas paredes prima-rias. Las paredes de los extremos son a menudo horizontales y tienen muchos poros grandes. Estas regiones con poros se denominan placas cribosas (figura 18B); Entre los elementos de los tubos cribosos adyacentes existen conexiones citoplasmáticas a través de los poros de las placas cribosas. Los materiales orgánicos son transportados a través de estas conexiones citoplasmáticas de un elemento del tubo criboso a otro. Junto a cada elemento del tubo criboso aparece una célula acompañante que está fisiológica y ontogénicamente relacionada con el elemento del tubo criboso. Estas células de compañía participan en la carga y descarga

Figura 16. Esquemas de los principales tipos de estomas según la disposición de las células anexas.

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de material orgánico en el elemento del tubo criboso. El floema también contiene fibras y células de parén-quima. El floema primario se produce por el procambium (meristema apical), y el floema secundario por el cambium vascular.

Figura 17. Estructura del xilema. (A) Micrografía óptica y dibujo del tejido vascular del xilema mostrando la organización general de este tejido. (B) Dibujo de dos tipos de vasos (formados por elementos de los vasos) que difieren en el tipo de perforación. (C) Dibujo de traqueidas. Adaptado de Mader, 2010)

Figura 18. Estructura del floema. (A) micrografía óptica y dibujo esquemático del tejido floemático. (B) dibujo de un tubo criboso (formado por elementos de los tubos cribosos y células acompañantes). (Adaptado de Mader 2010)

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Materiales necesarios para el ejercicio B.

• Hojas de geranio (Pelargonium sp.), clavel (Dianthus sp.), lirio (Iris sp.), carrasca (Quercus ilex), plátano de sombra (Platanus hybrida), olivo (Olea europea), ortiga (Urtica diocica), col (Brassica oleracea), lavanda (Lavandula sp.), Zebrina sp., Sedum sp., Trasdecantia sp., etc.

• Muestras preparadas de epidermis de geranio, clavel, lirio, col, Sedum, etc. • Muestras preparadas de tallos, hojas y raíces de distinto origen. • Muestras preparadas de tricomas de carrasca, olivo, plátano de sombra, ortiga, etc. • Muestras de patata (Solanum tuberosum), cebolla (Allium cepa), apio (Apium graveolens), pera (Pyrus

communis), geranio (Pelargonium sp.), Cucurbita sp., etc.

• Botella cuentagotas con agua destilada. • Frasco cuentagotas con azul de anilina (colorante). • Frasco cuentagotas con azul de toluidina (colorante). • Frasco cuentagotas con HCl concentrado. • Frasco cuentagotas con floroglucina alcohólica (colorante). • Frasco cuentagotas con solución de Lugol • Microscopio de disección y microscopio compuesto. • Micrótomo de mano. • Portaobjetos, cubreobjetos, cuchillas de un solo filo, bisturís y agujas de disección.

NOTA: La solución de floroglucina-HCl es un colorante muy útil para estudiar la estructura de la planta porque tiñe de color rojo las paredes lignificadas. Deberemos tener cuidado al usar este colorante, ya que lleva ácido clorhídrico. El azul de toluidina es un colorante que tiñe estructura basófilas, tales como la cromatina. Se puede comportar como colorante ortocromático (tiñe de color azul) o metacromático (tiñe de color violeta-rojo), de-pendiendo del pH y de la naturaleza química de la sustancia teñida. La solución de Lugol es una disolución de iodo molecular, I2, y ioduro potásico, KI, en agua destilada. Se une específicamente a algunos polisacáridos como el almidón, tiñéndolos de color azul oscuro.

Procedimientos para el Ejercicio B

1. Observación de tejidos

I. Secciones cortadas a mano o con un microtomo de mano. Realizar secciones a mano o bien con el mi-crotomo de Ranvier (figura 19) de las diferentes muestras mediante una cuchilla de afeitar o navaja histológica. Hacer cortes finos en ángulo recto con el eje longitudinal del tejido vegetal, y colocar las sec-ciones en una gota de agua destilada dispuesta en un portaobjetos. Colocar un cubreobjetos. Examinar con el microscopio a bajos (objetivo 10x) y altos au-mentos (objetivo 40x).

II. Observar muestras de:

a. Tubérculo de patata. Observación de parén-quimas reservantes.

b. Tallo de apio. Observación de colénquima. c. Peciolo de Cucurbita sp. Observación de las cribas floemáticas. d. Pulpa de pera. Observación de esclereidas.

Figura 19. Microtomo de mano (de Ranvier).

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III. Parénquimas reservantes. Ver ejercicio A. En el caso del tubérculo de patata, las células de parénquima aparecen llenas con granos de almidón (amiloplastos). Utilizar la solución de Lugol (añadir una gota sobre el corte) para comprobar la presencia de almidón en el interior de las células. Dibujar estas células de parénquima en el espacio adecuado del apartado resultados al final de la práctica.

IV. Colénquima. Hacer secciones delgadas de peciolo de apio (tallo). Asegurarse de que la sección incluye

una o más aristas. Montar la sección en agua y colocar un cubreobjetos. Puede teñirse con fucsina básica o con safranina. Dibujar las células colenquimáticas en el espacio adecuado del apartado resultados al final de la práctica. También debemos observar las células de parénquima por debajo del colén-quima.

V. Esclerénquima. Obtener una sección muy pequeña de pulpa de pera. Usar las agujas de disección y

machacar sobre un portaobjetos hasta obtener un puré. Secar con papel de filtro. Añadir una gota de floroglucina alcohólica y dejar que se evapore. Luego añadir una gota de HCl y colocar un cubreobjetos. Hacer un squash y observar. Dibujar unas pocas esclereidas en el espacio adecuado del apartado resultados al final de la práctica.

VI. Tejidos floemáticos. Cortar secciones longitudinales de tallos o peciolos de Cucurbita sp. En estos tallos,

los elementos de los tubos cribosos del floema presentan placas cribosas muy prominentes. El floema se encuentra en los haces vasculares del tallo. Intentar localizarlo. • Colocar uno de las secciones sobre un portaobjetos y secar. • Deshidratar el corte con unas gotas de alcohol de 96º. • Teñir durante 5 minutos con azul de anilina. • Diferenciar durante 1 minuto con esencia de clavo, una o dos gotas sobre el corte. • Deshidratar haciendo gotear alcohol absoluto sobre el corte. • Aclarar. Montar y observar al microscopio. • Si se dispone de microscopio de epifluorescencia, observar la muestra bajo luz UV para ver las

cribas con mayor claridad. Dibujar los resultados al final de la práctica.

2. Tejidos epidérmicos. Observación de tricomas y estomas.

I. Obtención y observación de estomas.

1. Tomar diferentes muestras de hoja (geranio, clavel, lirio, col, etc.) e introducir la punta de la lanceta apenas por debajo de la epidermis del envés foliar.

2. Levantar un trocito pequeño, cogerlo con la pinza y tirar hasta desprenderlo, procurando no arran-car al mismo tiempo el mesófilo.

3. Montar un trocito de epidermis sobre un portaobjetos con una gota de agua, intentando que la

superficie exterior quede hacia arriba. En lugar de agua podemos poner un colorante (azul de toluidina, fucsina básica, etc.)

4. Colocar el cubreobjetos y observar al microscopio. ¿Hay estomas? ¿Cómo son las células oclusivas?

¿Y las anexas? Identificar los distintos tipos de disposición de los estomas según la especie vegetal. Hacer uso de la figura 16 y 20 para distinguir los tipos. En el caso de algunas muestras, como en el geranio, la epidermis puede contener tricomas glandulares. Intentar ver algún tricoma. Dibujar una porción de cada epidermis observada en los espacios adecuados.

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Figura 19. Diferentes tipos de disposición de las células anexas respecto a las oclusivas en las plantas vasculares. (A) anomocítico; (B) ciclocítico; (C) anficiclocítico; (D) actinocítico; (E) anisocítico; (F) anfianisocítico; (G) diacítico; (H) anfi-ciacítico; (I) paracítico; (J) anfiparacítico; (K) braquiparacítico; (L) anfibraquiparacítico; (M) hemiparacítico; (N) parate-tracítico; (O) anfiparatetracítico; (P) braquiparatetracítico; (Q) anfibraquiparatetracítico; (R) estaurocítico; (S) anomote-tracíitico; (T) parahexacítico-monopolar; (U) parahexacítico-dipolar; (V) braquiparahexacítico-monopolar; (W) braqui-parahexacítico-dipolar; (X) polocítico; (Y) copolocítico; (Z) axilocítico; (AA) coaxilocítico; (BB) desmocítico; (CC) pericítico; (DD) copericítico; (EE) anfipericítico. (Adaptado de Dilcher).

(A) (B) (C) (D) (E)

(F) (G) (H) (I) (J)

(K) (L) (M) (N) (O) (P)

(Q) (R) (S) (T) (U)

(V) (W) (X) (Y) (Z)

(AA) (BB) (CC) (DD) (EE)

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II. Montaje para la observación de pelos epidérmicos (tricomas). 1. Coger muestras de hoja (plátano de sombra, olivo, carrasca, ortiga, etc.) y con la ayuda del bisturí

o de una lanceta raspar la superficie que presente mayor abundancia de pelos.

2. Depositar lo raspado sobre un portaobjetos con una gota de agua. En lugar de agua podemos poner una gota de colorante (azul de toluidina, fucsina básica, safranina, etc.)

3. Colocar el cubreobjetos y observar e identificar los distintos tipos de pelos al microscopio usando

las figuras 14 y 21 como referencia. Dibujar los tipos de tricomas que se observen en el espacio adecuado del apartado resultados al final de la práctica.

NOTA: Limpiar cada vez el material con el que se raspan los pelos, a fin de evitar posibles mezclas de tricomas de plantas distintas.

Figura 21. Diferentes tipos de tricomas. (A) pelo simple; (B) simple con base tuberculada; (C) pelo glandular peltado; (D) pelo vesiculado; (E) pelo moliniforme; (F) pelo dendrítico o en candelabro -ramificado en varios planos; (G) pelo estrallado –ramificado en un plano; (H) pelo escamoso peltado; (I) pelo elongado; (J) pelo barbado; (K) pelo plumoso

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BIBLIOGRAFÍA • Evert, R.F. 2006. Esau's Plant Anatomy: Meristems, Cells, and Tissues of the Plant Body: Their Structure,

Function, and Development, 3rd Edition. John Wiley & Sons Inc., Hoboken, New Jersey. • Mauseth, J.D. 2011. Botany: An introduction to plant biology. 4nd ed. Sudbury (MA); Jones and Bartlett

Publishers. • Mauseth, J.D. 2008. Plant anatomy. 2nd ed., Menlo Park (CA); Benjamin/Cummings • Moore, R., W.D. Clark, K.R. Stern and D.S. Vodopich. 1998. Botany. McGraw-Hill Companies, Inc. New

York. • Nultsch, W. 1966. Botánica General. Editorial Norma. • Raven, P.H., R.F. Evert, and S. Eichhorn. 2013. Biology of plants, 8th ed., W.H. Freeman/Worth. New

York. • Santamarina, M.P., Roselló, J. & García Breijo, F.J. (2009). Atlas de Anatomía Vegetal. Editorial U.P.V.,

Valencia. • Strasburger, E. et al. 1994. Tratado de Botánica. 8ª ed. Ediciones Omega S.A. • Tobin, A.J. and R.E. Morel. 1997. Asking about cells. Forth Worth (TX). Saunders College Publishing.

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RESULTADOS

EJERCICIO A: ESTRUCTURAS Y ORGÁNULOS DE LA CÉLULA VEGETAL

1. Observación de cloroplastos.

Dibujar en los espacios siguientes las muestras observadas al microscopio.

Muestra: Aumentos: x


Estructura observada: Tipo de planta:










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2. Observación de cromoplastos.














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3. Observación de amiloplastos.














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4. Observación de cristales celulares

A. Observación de rafidios.


Muestra: Aumentos: x Muestra: Aumentos: x Estructura observada: Estructura observada:

B. Observación de drusas.



C. Observación de cistolitos.



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5. Componentes de la pared celular.

A. Detección de celulosa

Dibujar en los espacios siguientes las muestras observadas. ¿De qué color se tiñe la lignina?


B. Detección de lignina.

Dibujar en los espacios siguientes las muestras observadas. ¿De qué color se tiñe la lignina?


C. Detección de cutina.

Dibujar en los espacios siguientes las muestras observadas. ¿De qué color se tiñe la cutícula?


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D. Detección de suberina.

Dibujar en los espacios siguientes las muestras observadas. ¿De qué color se tiñe el súber?


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EJERCICIO B: TEJIDOS VEGETALES

1. Observación de diferentes tejidos.






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2. Observación de estomas.






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3. Observación de tricomas.






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NOTAS

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CURSO DE TÉCNI- CAS DE HISTOLO- GÍA VEGETAL. CÉLULAS Y TEJIDOS VEGETALES

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