Post on 15-May-2020
transcript
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS DIRIGIDOS CONTRA
TOXOPLASMA GONDII EN FELINOS DOMÉSTICOS QUE VIVEN EN
GATILES EN 6 ADMINISTRACIONES ZONALES DEL DISTRITO
METROPOLITANO DE QUITO
Autora: Quisilema Quisilema Teresa Marisol
Tutora: Dra. Juliette Dominique Gabriela Cadier
Quito, noviembre 2017
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
Determinación de anticuerpos dirigidos contra Toxoplasma gondii en felinos
domésticos que viven en gatiles en 6 administraciones zonales del Distrito
Metropolitano de Quito
Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la obtención del
Título de Médico Veterinario Zootecnista
Autora: Quisilema Quisilema Teresa Marisol
Tutora: Dra. Juliette Dominique Gabriela Cadier
Quito, noviembre 2017
ii
© DERECHOS DE AUTOR
Yo, TERESA MARISOL QUISILEMA QUISILEMA en calidad de autora y
titular de los derechos morales y patrimoniales del trabajo de titulación
“DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS DIRIGIDOS CONTRA
TOXOPLASMA GONDII EN FELINOS DOMÉSTICOS QUE VIVEN EN
GATILES EN 6 ADMINISTRACIONES ZONALES DEL DISTRITO
METROPOLITANO DE QUITO”, modalidad PROYECTO DE
INVESTIGACIÓN, de conformidad con el Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO
DE LA ECONOMÍA SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E
INNOVACIÓN, concedemos a favor de la Universidad Central del Ecuador una
licencia gratuita, intransferible y no exclusiva para el uso no comercial de la
obra, con fines estrictamente académicos. Conservo a mi favor todos los
derechos de autor sobre la obra, establecidos en la normativa citada.
Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la
digitalización y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual,
de conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación
Superior.
La autora declara que la obra objeto de la presente autorización es original en
su forma de expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo
la responsabilidad por cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta
causa y liberando a la Universidad de toda responsabilidad.
En la ciudad de Quito, a los 29 días del mes de Noviembre del 2017.
Firma: _____________________________
Nombre: Teresa Marisol Quisilema Quisilema
C.C: 1720230273
Dirección electronica: teresaquisilema@gmail.com
iii
APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN
Yo, Juliette Dominique Gabriela Cadier en mi calidad de tutora del trabajo de
titulación, modalidad PROYECTO DE INVESTIGACIÓN, elaborado por
TERESA MARISOL QUISILEMA QUISILEMA; cuyo título es:
DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS DIRIGIDOS CONTRA TOXOPLASMA
GONDII EN FELINOS DOMÉSTICOS QUE VIVEN EN GATILES EN 6
ADMINISTRACIONES ZONALES DEL DISTRITO METROPOLITANO DE
QUITO, previo a la obtención del Título de Médico Veterinario Zootecnista;
considero que el mismo reúne los requisitos y méritos necesarios en el campo
metodológico y epistemológico, para ser sometido a la evaluación por parte
del tribunal examinador que se designe, por lo que lo APRUEBO, a fin de que
el trabajo sea habilitado para continuar con el proceso de titulación
determinado por la Universidad Central del Ecuador.
En la ciudad de Quito, a los 29 días del mes de Noviembre del 2017
_________________________________
Dra. Juliette Dominique Gabriela Cadier
DOCENTE/TUTORA
C.C: 1755557764
iv
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL
El tribunal constituido por:
Presidente: Dr. Fernando Pazmiño
Vocal Principal: Dr. Gustavo Salgado
Vocal Principal: Dra. Susana Gallo
Vocal Suplente: Dra. Yolanda Cedeño
Luego de receptar la presentación oral del trabajo de titulación previo a la
obtención del título de Título de Médico Veterinario Zootecnista presentado por
la señorita Teresa Marisol Quisilema Quisilema.
Con el título: Determinación de anticuerpos dirigidos contra Toxoplasma gondii
en felinos domésticos que viven en gatiles en 6 administraciones zonales del
Distrito Metropolitano De Quito
Emite el siguiente veredicto: (aprobado/reprobado)
Fecha: ________________________
Para constancia de lo actuado firman:
Calificación Firma
Presidente: Dr. Fernando Pazmiño ___________ _________
Vocal Principal: Dr. Gustavo Salgado ___________ _________
Vocal Principal: Dra. Susana Gallo ___________ _________
v
DEDICATORIA
A mis padres Jaime y María que me apoyaron y guiaron durante todo mi
trayecto universitario.
A mis hermanos Edgar y Widinson que han sido el sostén en los momentos
díficiles de mi carrera y siempre me han brindado su apoyo incondicional.
A mi querido Carlos que con amor y cariño me acompañado en estos 5 años
y ha sido fundamental para el alcance de todas mis metas.
A mis compañeros fieles Negrito, Princesa Bu y Osito que me motivaron a
seguir esta carrera.
Teresa Quisilema
vi
AGRADECIMIENTO
Agradesco a Dios quien me ha dado el don de la vida,me ha guiado y ha sido
mi refugio en los momentos díficiles.
A mis padres que hicieron posible mi ingreso a la universidad, gracias por su
enteresa y apoyo incodicional.
A mi hermanos quienes han compartido conmigo los triunfos y dificultades de
mi carrera.
A Carlos por acompañarme en este trayecto, por sostener mi mano y no dejar
que me rinda.
A mis abuelitos que en estos últimos años han sido fundamentales para el
alcance de todos mis logros.
A la señora Magdalena por su apoyo y colaboración en estos años de estudio.
A mi madrina Nely que ha estado junto a mí en toda mi vida y trayectoria
estudiantil.
A mi tutora, Doctora Juliette Cadier por su apoyo y guía sin ello no hubiera sido
posible la culminación de este trabajo de investigación.
A AGROCALIDAD, institución que me abrio las puertas y permitió el desarrollo
de este trabajo de investigación.
A todas las personas, instituciones públicas y privadas que colaboran con el
presente trabajo, sin ustedes nada de esto hubiera sido posible.
Teresa
vii
INDICE
© DERECHOS DE AUTOR ............................................................................. ii
APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN ..................... iii
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL .......................... iv
DEDICATORIA ............................................................................................... v
AGRADECIMIENTO ....................................................................................... vi
LISTA DE TABLAS ........................................................................................ xii
LISTA DE FIGURAS ..................................................................................... xiv
LISTA DE ANEXOS ....................................................................................... xv
RESUMEN ................................................................................................... xvii
ABSTRACT ................................................................................................. xviii
CAPÍTULO I .................................................................................................... 1
INTRODUCCIÓN ............................................................................................ 1
CAPÍTULO II ................................................................................................... 3
OBJETIVOS .................................................................................................... 3
General .................................................................................................... 3
Específicos .............................................................................................. 3
CAPÍTULO III .................................................................................................. 4
MARCO TEÓRICO ......................................................................................... 4
3.1. DESCRIPCIÓN DE LA ENFERMEDAD ............................................ 4
3.2. AGENTE CAUSAL ............................................................................ 4
3.2.1. Morfología .................................................................................. 4
3.2.2. Ciclo Biológico ............................................................................ 5
3.2.3. Mecanismo de resistencia y susceptibilidad ............................... 6
viii
3.2.4. Modos de transmisión de T. gondii ............................................. 7
3.3. SIGNOS Y SÍNTOMAS ..................................................................... 8
3.3.1. Infección aguda adquirida en felinos .......................................... 8
3.3.2. Toxoplasmosis congénita en felinos........................................... 9
3.4. DIAGNÓSTICO ................................................................................. 9
3.4.1 Diagnóstico Clínico...................................................................... 9
3.4.1.1 Exámenes de sangre ............................................................ 9
3.4.1.2 Exámenes de heces ............................................................. 9
3.4.1.3 Citología ............................................................................. 10
3.4.1.4 Imagenología ...................................................................... 10
3.4.2 Pruebas Serológicas ................................................................. 10
3.4.2.1. ELISA Indirecto .................................................................. 10
3.4.2.2 Otras pruebas serológicas .................................................. 10
3.5. TRATAMIENTO DE T. GONDII EN GATOS ................................... 11
3.6. GATILES ......................................................................................... 11
3.6.1. Definición ................................................................................. 11
3.6.2. Instalaciones ............................................................................ 11
3.6.3. Factores predisponentes al desarrollo de enfermedades en el
gatil..................................................................................................... 12
3.6.4. Condiciones higiénicas y sanitarias.......................................... 13
MATERIALES Y METODOLOGÍA ................................................................ 14
4.1. MATERIALES ................................................................................. 14
4.1.1. Materiales Físicos .................................................................... 14
4.1.2. Materiales Químicos ................................................................. 14
ix
4.1.3. Materiales Biológicos ............................................................... 15
4.1.4. Suministros de oficina .............................................................. 15
4.2. MÉTODOS ...................................................................................... 16
4.2.1. Ubicación ................................................................................. 16
4.2.2. Factores de estudio .................................................................. 16
4.2.3. Variable dependiente ............................................................... 17
4.2.4. Variables independientes ......................................................... 17
4.2.5. Características de las unidades observacionales .................... 19
4.2.6. Análisis estadístico ................................................................... 19
4.2.7. Toma de Muestras y Diagnóstico ............................................. 20
4.2.7.1. Protocolo para extracción y procesamiento de muestra de
sangre (ver Anexo 3). ..................................................................... 20
4.2.7.2. Protocolo para correr la prueba de ELISA Indirecto para
determinar la presencia de IgG dirigidos contra T. gondii (Kit IDVET
Screen®) ........................................................................................ 21
CAPÍTULO V ................................................................................................ 23
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ..................................................................... 23
5.1. DATOS BÁSICOS DE LOS PACIENTES EN ESTUDIO ................ 23
5.1.1. Ubicación ................................................................................. 23
5.1.2. Sexo ......................................................................................... 25
5.1.3. Edad ......................................................................................... 25
5.1.4. Estado reproductivo ................................................................. 25
5.2. DATOS BÁSICOS SOBRE LAS CONDICIONES HIGIÉNICAS Y
SANITARIAS DE LOS GATILES MUESTREADOS EN EL D.M.Q. ....... 26
5.2.1. Prueba de Sida y Leucemia felina ............................................ 26
x
5.2.2. Vacunación .............................................................................. 26
5.2.4. Condiciones higiénicas y sanitarias.......................................... 27
5.3. ANÁLISIS DE SEROPREVALENCIA DE T. GONDII EN LO FELINOS
DOMÉSTICOS Y GATILES DEL D.M.Q. ............................................... 28
5.4. ANÁLISIS DE CADA UNA DE LAS VARIABLES TOMADAS EN
CUENTA EN ESTE ESTUDIO Y SU COMPORTAMIENTO FRENTE A LA
PRESENCIA DE T. GONDII EN LOS GATILES Y FELINOS
DOMÉSTICOS MUESTREADOS. ......................................................... 30
5.4.1. Análisis de seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos según
la administración zonal. ...................................................................... 30
5.4.2. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del
D.M.Q según el tipo y tamaño del gatil............................................... 31
5.4.2.1. Tipo de gatil ....................................................................... 31
5.4.2.2. Tamaño del gatil ................................................................ 32
5.4.3. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del
D.M.Q tomando en cuenta la desparasitación interna ....................... 33
5.4.4. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del
D.M.Q tomando en cuenta el contacto con animales ......................... 33
5.4.5. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del
D.M.Q tomando en cuenta el contacto con el ambiente exterior ........ 34
5.4.6. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del
D.M.Q tomando en cuenta los hábitos de caza. ................................. 35
5.4.7. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del
D.M.Q. según el tipo de alimentación ................................................ 36
5.4.8. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del
D.M.Q tomando en cuenta las condiciones higiénicas y manejo de
areneros. ............................................................................................ 37
xi
5.4.8.1. Lugar de defecación .......................................................... 37
5.4.8.2. Números de areneros por gato .......................................... 37
5.4.8.3. Frecuencia de limpieza y desinfección de areneros .......... 38
5.4.8.4. Tipo de desinfectante ........................................................ 38
5.4.8.5. Frecuencia de recolección de heces ................................. 39
5.4.9. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q
según la edad, sexo, origen y tiempo en el gatil de cada felino
doméstico. .......................................................................................... 40
5.4.9.1. Edad .................................................................................. 40
5.4.9.2. Sexo .................................................................................. 40
5.4.9.3. Origen ................................................................................ 41
5.4.9.4. Tiempo de estancia en el gatil ........................................... 41
CAPÍTULO VI ............................................................................................... 42
CONCLUSIONES ......................................................................................... 42
BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................. 43
ANEXOS ....................................................................................................... 50
xii
LISTA DE TABLAS
Pág.
Tabla 1. Resistencia y susceptibilidad de ooquistes, quistes y taquizoitos de T.
gondii. ............................................................................................................. 7
Tabla 2. Signos y síntomas por sistemas en infección por toxoplasmosis en
felinos. ............................................................................................................ 8
Tabla 3. Protocolo farmacológico utilizado en el tratamiento por infección de T.
gondii en gatos. ............................................................................................. 11
Tabla 4. Agentes causales de enfermedades más comunes en gatiles ....... 12
Tabla 5. Parroquias y Administraciones Zonales muestreadas del D.M.Q ... 16
Tabla 6. Fórmulas para calcular seroprevalencia y prevalencia por individuo de
una población................................................................................................ 19
Tabla 7. Distribución de gatiles y felinos domésticos muestreados en las
distintas parroquias del D.M.Q. ..................................................................... 23
Tabla 8. Distribución de gatiles y felinos domésticos tomando en cuenta el tipo
de parroquia de la cual provienen. ................................................................ 24
Tabla 9. Felinos domésticos muestreados según el sexo. ............................ 25
Tabla 10. Felinos domésticos muestreados según la edad. ......................... 25
Tabla 11. Felinos domésticos muestreados tomando en cuenta el estado
reproductivo. ................................................................................................. 25
Tabla 12. Prueba de Sida y Leucemia felina en gatiles del D.M.Q. .............. 26
Tabla 13. Vacunación en gatiles del D.M.Q .................................................. 26
Tabla 14. Tipo de vacunas aplicadas en gatiles del D.M.Q. ......................... 27
Tabla 15. Desparasitación interna en gatiles del D.M.Q. .............................. 27
xiii
Tabla 16. Desparasitación externa en gatiles del D.M.Q. ............................. 27
Tabla 17. Lugares donde defecan los gatos de los gatiles del D.M.Q. ......... 28
Tabla 18. Frecuencia de limpieza y desinfección de areneros en gatiles del
D.M.Q. .......................................................................................................... 28
Tabla 19. Frecuencia de recolección de heces en gatiles del D.M.Q. .......... 28
Tabla 20. Análisis de seroprevalencia de T. gondii en gatiles y los felinos
domésticos que viven en estos gatiles. ......................................................... 29
Tabla 21. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q tomando en
cuenta la Administración Zonal de cada gatil. ............................................... 31
Tabla 22. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q según el
tipo de gatil.................................................................................................... 32
Tabla 23. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q según el
tamaño del gatil. ............................................................................................ 32
Tabla 24. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q tomando
en cuenta la desparasitación. ....................................................................... 33
Tabla 25. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q tomando
en cuenta el contacto con animales. ............................................................. 34
Tabla 26. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q tomando
en cuenta el contacto con el ambiente exterior. ............................................ 35
Tabla 27. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q tomando en
cuenta los hábitos de caza. .......................................................................... 36
Tabla 28. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q. según el
tipo de alimentación. ..................................................................................... 37
Tabla 29. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q tomando
en cuenta las condiciones higiénicas y manejo de areneros. ....................... 39
Tabla 30. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q según la edad,
sexo, origen y tiempo en el gatil de cada felino doméstico. .......................... 41
xiv
LISTA DE FIGURAS
Pág.
Figura 1. Ciclo biológico del T. gondii. ............................................................ 6
xv
LISTA DE ANEXOS
ANEXO 1. Encuesta y Ficha clínica .............................................................. 50
ANEXO 3 Características de las unidades observacionales. ........................ 55
ANEXO 4 Protocolo para extracción y procesamiento de muestra de sangre.
...................................................................................................................... 56
ANEXO 5 Protocolo para correr la prueba de ELISA Indirecto para determinar
la presencia de IgG dirigidos contra T. gondii (Kit IDVET Screen®) ............. 57
ANEXO 6 Resultados de presencia de IgG anti T. gondii obtenidos luego de
lectura de la densidad óptica a 450nm. ....................................................... 57
xvi
LISTA DE ABREVIATURAS
AGROCALIDAD: Agencia de Aseguramiento de la Calidad del Agro.
CDC: Centro de Control de Enfermedades
CFSPH: Centro de Seguridad Alimentaria y Salud Pública
D.M.Q.: Distrito Metropolitano de Quito
ELISA: Ensayo por inmunoabsorción ligado a enzimas
FC: Frecuencia cardíaca
FCV: Calicivirus felino
FECV: Coronavirus entérico felino
FeLV: Virus de la leucemia felina
FHV: Herpesvirus felino
FIPV: Virus de la peritonitis infecciosa felina
FIV: Virus de la inmunodeficiencia felina
FPV: Panleucopenia felino
FR: Frecuencia respiratoria
IFA: Inmunofluorescencia indirecta
IM: Vía intramuscular
LPM: Latidos por minuto
PO: Vía oral
RPM: Respiraciones por minuto
RSPCA: Real Sociedad para la Prevención de la Crueldad hacia los Animales
T. gondii: Toxoplasma gondii
TLLC: Tiempo de llenado capilar
xvii
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
“DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS DIRIGIDOS CONTRA TOXOPLASMA GONDII EN FELINOS DOMÉSTICOS QUE VIVEN EN
GATILES EN 6 ADMINISTRACIONES ZONALES DEL DISTRITO METROPOLITANO DE QUITO”.
Autor: Teresa Marisol Quisilema Quisilema
Tutor: Dra. Juliette Dominique Gabriela Cadier
Fecha: 29 de noviembre del 2017
RESUMEN
La Toxoplasmosis es una enfermedad infecciosa que afecta a animales y seres humanos. Los felinos domésticos y silvestres son los huéspedes definitivos de Toxoplasma gondii (T. gondii); quienes eliminan en el ambiente los ooquistes no esporulados en las heces. En el presente trabajo de investigación se realizó la prueba de ELISA Indirecto para detectar anticuerpos (IgG) contra T. gondii, en sueros sanguíneos de 150 felinos domésticos de 30 gatiles. Para determinar las variables en estudio se utilizó como herramienta una encuesta, se obtuvieron los siguientes resultados. La seroprevalencia por gatil es del 33,33% y por gato del 14%. La seroprevalencia real por gato fue del 7,58%; con un intervalo de confianza del 3,5-14,4, tomando en cuenta la sensibilidad y especificidad de la prueba ELISA Indirecto, el número total de gatiles y el número de felinos domésticos muestreados por gatil. Para determinar si hubo asociación entre las variables: tipo de alimentación, contacto con el ambiente exterior, tamaño de gatil, lugar de defecación de los gatos, frecuencia de limpieza y desinfección de areneros, frecuencia de recolección de heces de los areneros, número de areneros por gato, hábitos de caza, edad, sexo, origen, tiempo de estancia en el gatil; se utilizó la Prueba exacta de Fisher y la prueba de Chi cuadrado obteniendo que el valor de p<0,10 para gatiles y gatos. La variable tipo de desinfectante fue estadísticamente significativa p=0,069(p<0,10), ya que se encontró una menor seroprevalencia en gatiles que utilizaron amonio cuaternario como desinfectante. La variable tiempo de estancia en el gatil es significativa, aunque p=0,11. Se puede decir que por cada mes que un gato pase en el gatil el riesgo sube el 1,7% para ser positivo. Palabras clave: Toxoplasma gondii, seroprevalencia, gatil, felino doméstico, arenero, ELISA, desinfectante, manejo.
xviii
CENTRAL UNIVERSITY OF ECUADOR
VETERINARY AND ZOOTECHNICS MEDICINE FACULTY
VETERINARY AND ZOOTECHNICS MEDICINE CARRER
"DETERMINATION OF ANTIBODIES DIRECTED AGAINST TOXOPLASMA GONDII IN DOMESTIC FELINES THAT LIVE IN CATTERIES IN 6 ZONAL
ADMINISTRATIONS OF THE METROPOLITAN DISTRICT OF QUITO".
Author: Teresa Marisol Quisilema Quisilema
Tutor: Dra. Juliette Dominique Gabriela Cadier
Date: November 29, 2017
ABSTRACT
Toxoplasmosis is an infectious disease that affects animals and humans. The domestic and wild cats are the definitive hosts of Toxoplasma gondii (T. gondii); who eliminate non-sporulated oocysts in the environment in the feces. This research used an Indirect ELISA test to detect antibodies (IgG) against T. gondii, in blood serum of 150 domestic felines of 30 catteries. In this research in order to determine, the variables, we used a survey as a tool, and we got the following results. We obtain a seroprevalence of 33% per cattery and 14% per cat. The actual seroprevalence per cat was 7.58%; with a confidence interval of 3.5-14.4, taking into account the sensitivity and specificity of the Indirect ELISA test, the total number of catteries and the number of domestic felines sampled by cattery. To determine if there was an association between the variables: type of feeding, contact with the external environment, size of cattery, defecation place of the cats, frequency of cleaning and disinfection of sandboxes, frequency of collection of feces from sandboxes, number of sandboxes by cat, hunting habits, age, sex, origin, stay time in the cattery; we used Fisher's exact test and the Chi square test taking the p value of <0.10 for gatiles and cats. The variable type of disinfectant was statistically significant p= 0,069(p<0, 10), as we found a minor seroprevalence in catteries that used quaternary ammonium. The variable stay time in the cattery was significant too, even though p=0.11. It can be said that for each month that a cat the risk goes up 1.7% to be positive.
Key words: Toxoplasma gondii, seroprevalence, cattery, domestic feline, sandbox, ELISA, disinfectant, management
I CERTIFY that the above and foregoing is a true and correct translation of the original document in Spanish.
Firma: ___________________ Nombre: Juliette Cadier ID: 1755557764
1
CAPÍTULO I
INTRODUCCIÓN
La Toxoplasmosis es una enfermedad infecciosa que afecta a animales y a
seres humanos (Carrada, 2005). Los felinos domésticos y silvestres son los
huéspedes definitivos de Toxoplasma gondii (T. gondii), eliminando en el
ambiente los ooquistes no esporulados en las heces (Lappin, 2006). Pueden
ser ingeridos por animales o personas que tengan contacto con las heces de
los felinos convirtiéndose así en huéspedes intermediarios (Foley, 2012).
La Toxoplasmosis es una enfermedad parasitaria considerada desatendida,
cuyas vías de transmisión son por consumo de alimentos contaminados o mal
cocidos; por contacto directo con heces de gatos domésticos contaminadas
con ooquistes de T. gondii o sus residuos en jardines, vegetales o agua potable
y de manera congénita de madre a hijo (Jones et al., 2001). Es una
enfermedad de interés en la salud pública ya que al ser zoonósica, afecta a
personas inmunocomprometidas y a mujeres embarazadas provocando
principalmente problemas neurológicos, abortos o nacimientos de niños
infectados por este protozoario (Summers, 2007). Hay casos aislados de
transmisión por trasplante de órganos, transfusiones sanguíneas e infección
por inoculación accidental en laboratorios (Centro de Control de Enfermedades
(CDC), 2015).
El presente trabajo de investigación se direcciona a realizar la prueba de
ELISA Indirecto para detectar anticuerpos (IgG) en suero, contra T. gondii, es
decir específicamente la fase crónica de la enfermedad en felinos que viven
en gatiles. Se define un gatil como un lugar en el cual viven cinco o más gatos
en las mismas condiciones ambientales (Foley, 2012). Dentro de estos grupos
de animales se incluyen aquellos que viven en refugios, criaderos, tiendas de
mascotas u hogares de sectores urbanos o rurales que no han tenido un
2
control de natalidad (Foley, 2012). Estas comunidades de gatos reúnen
condiciones que los predisponen al aparecimiento de la enfermedad (Rochlitz,
Podberscek, & Broom, 2012).Por ejemplo, los animales de criaderos o tiendas
de mascotas se encuentran en confinamiento (Fitzmaurice, 2011). En centros
de rescate y fundaciones poseen un gran número de animales, los felinos
tienen que enfrentarse a situaciones de estrés como es la competencia por
areneros o alimento. (Dubey, Lindsay, & Lappin, 2009).
En este estudio se evaluarán las situaciones en las que viven estos animales,
el número de felinos que se manejan, las condiciones higiénicas y sanitarias.
También se evaluarán los hábitos de alimentación, los calendarios de
vacunación y desparasitación, si se realiza la prueba de sida y leucemia felina
antes de que un nuevo miembro entre a los diferentes grupos de gatos. Se
estudiará si todos estos factores son predisponentes para que los animales
adquieran y desarrollen esta enfermedad, y debido a que en estos lugares se
manejan comunidades de gatos, la Toxoplasmosis puede propagarse con
facilidad (Dubey & Jones, 2008).
3
CAPÍTULO II
OBJETIVOS
General
Determinar la presencia de anticuerpos dirigidos contra T. gondii en
felinos domésticos que viven en gatiles en 6 administraciones zonales
del Distrito Metropolitano de Quito (D.M.Q).
Específicos
Identificar la presencia o ausencia de anticuerpos dirigidos contra T.
gondii en felinos domésticos que viven en gatiles en 6 administraciones
zonales del D.M.Q.
Evaluar, mediante encuesta, las variables independientes que
determinan la presencia de T. gondii.
4
CAPÍTULO III
MARCO TEÓRICO
3.1. DESCRIPCIÓN DE LA ENFERMEDAD
La Toxoplasmosis es una enfermedad que afecta a casi todos los animales
de sangre caliente entre estos aves, mamíferos terrestres y acuáticos,
convirtiéndoles en huéspedes intermediarios y siendo los felinos los
huéspedes definitivos (Feldman et al, 2014). Según Pittman & Knoll (2015)
y Dzib, Rosado, Acosta, & Ortega (2016), la toxoplasmosis tiene una
prevalencia del 10 al 90 % en la población humana y una incidencia mayor
en lugares tropicales (Uribarren, 2017). Esta parasitosis se contagia por
ingestión de ooquistes que pueden quedar en varios lugares como tierra,
pisos o areneros. Existen casos en que el contagio puede ocurrir en
ausencia de un gato por el consumo de agua, alimentos mal cocidos o
carne cruda y contaminada (Illana & Paniagua, 2006).
3.2. AGENTE CAUSAL
El T. gondii fue observado por primera vez en el año de 1908 por Nicolle y
Manceaux en un hámster mientras se buscaba Leishmania, se le dio su
nombre debido a sus características morfológicas (Dubey, 2014)
3.2.1. Morfología
T. gondii invade diferentes células nucleadas y tiene múltiples formas. Los
ooquistes no esporulados son eliminados al ambiente en las heces fecales
y al cabo de 1-5 días en el suelo se vuelven infectantes. Los ooquistes
esporulados son ovoides, y pueden medir entre 10-12 µm y contienen 2
esporoquistes, cada uno con cuatro esporozoitos (Uribarren, 2017).
Los taquizoitos tienen a su cargo la diseminación y destrucción tisular.
Estos se replican intracelularmente y están presentes en la fase aguda de
la enfermedad. Miden 3 µm por 6 µm, tienen una forma oval, con un
5
extremo aguzado y el otro redondeado. La replicación conduce a la lisis
celular y a la diseminación de taquizoitos a diferentes tejidos (Uribarren,
2017).
Los bradizoitos del T. gondii miden 1.5 µm por 7.0 µm son similares a los
taquizoitos. El bradizoito es la forma latente del parásito dentro de los
quistes tisulares. Los quistes tisulares pueden tener en su interior alrededor
de 1000 bradizoitos, que pueden permanecer en el hospedador por el resto
de su vida. Estos quistes permanecen principalmente en el cerebro,
músculo esquelético y cardíaco. En el caso de un individuo
inmunocomprometido, se reactivan y se diseminan como bradizoitos
(Uribarren, 2017).
3.2.2. Ciclo Biológico
El T. gondii tiene una fase sexual y asexual. Los felinos domésticos son
hospedadores definitivos que contraen la enfermedad al consumir carne de
aves o roedores contaminados con quistes tisulares, rara vez por ooquistes.
Una vez contagiados, los gatos eliminan 1 millón de ooquistes por día no
esporulados al ambiente 7 a 15 días pos infección. Estos esporulan en calor
y humedad y pueden pasar meses en jardines o areneros (Uribarren, 2017).
Los huéspedes intermediarios ingieren quistes con bradizoitos u ooquistes
con esporozoitos, estos invaden el tracto digestivo para transformarse en
taquizoitos, se multiplican y se diseminan por vía linfática o sanguínea a los
órganos del cuerpo (Uribarren, 2017). Forman vacuolas parasitóforas a
través de la membrana citoplasmática de las células del huésped. Se
multiplican varias veces por endogenia y provocan lisis en los órganos
infectados. Se transforman los bradizoitos en taquizoitos en las vacuolas
parasitarias y estas se convierten en quistes intracelulares que permanecen
latentes mientras haya una buena respuesta inmunológica (ver Figura 1)
(Mercier & Cesbron, 2015).
6
Figura 1. Ciclo biológico del T. gondii.
Fuente: Adaptado de Foley, (2012)
3.2.3. Mecanismo de resistencia y susceptibilidad
Las paredes de los quistes pueden ser destruidas por la pepsina o tripsina,
pero los bradizoitos o esporozoitos que están en su interior son resistentes
al ácido clorhídrico y a la pepsina de los jugos gástricos. Los bradizoitos
7
atraviesan el sistema digestivo sin ser destruidos e invaden el intestino
delgado; no se ven afectados por la respuesta inmune o los fármacos. Esto
es de suma importancia para el ciclo biológico del T. gondii y la infección
de los diferentes huéspedes carnívoros al consumir carne contaminada
(Dubey, 2014). Se distribuyen en pocas horas a través del plasma o la
sangre, invadiendo las células del huésped. Las células invadidas se
rompen y salen los taquizoitos que van a invadir a nuevas células. Tres
semanas después de la infección se forman los bradizoitos y se enquistan
en los tejidos (Centro de Seguridad Alimentaria y Salud Pública [CFSPH],
2013; Gómez, 2009; Uribarren, 2017). En la Tabla 1 se detalla la resistencia
y susceptibilidad de ooquistes, quistes y taquizoitos.
Tabla 1. Resistencia y susceptibilidad de ooquistes, quistes y taquizoitos de T.
gondii. Temperatura Desinfectante Condiciones externas
Ooquistes
Se destruyen
a 70 °C o
60°C por 10
minutos.
Son sensibles a
formol, yodo y
amoníaco
En un medio húmedo y cálido viven
hasta 18 meses en el agua o tierra. No
soportan climas áridos y fríos.
Resistentes a la congelación y
desecación.
Quistes
Se destruyen
a -15ºC por
más de tres
días o a -
20ºC por más
de dos días.
Susceptibles a la
mayoría de
desinfectantes.
Viables en el ambiente, en la carne
mientras este cruda y apta para el
consumo.
Taquizoitos
En la sangre
sobreviven a
4°C.
Son susceptibles a
hipoclorito de sodio
al 1% y el etanol al
70%.
En los fluidos corporales pueden
sobrevivir de 1 hasta 50 días.
Son inactivados en un pH inferior a 4.
Fuente: Adaptado de CFSPH, (2013).
3.2.4. Modos de transmisión de T. gondii
El método de transmisión más común de T. gondii a los animales y al
hombre; se produce por la ingestión de carne mal cocida o contaminada
con quistes tisulares o por el consumo de agua o alimentos contaminados
por las heces fecales de felinos que contienen ooquistes esporulados.
Otras formas de adquirir el parásito es por la transmisión de madre a hijo,
transfusiones sanguíneas, inoculación accidental en laboratorio y
trasplantes de órganos (Carlier et al., 2012; Kamerkar & Davis, 2012;
Sullivan & Jeffers, 2012).
8
Los gatos domésticos al adquirir la parasitosis por T. gondii eliminan los
ooquistes en las heces fecales hasta por un mes, en la primera infección,
en una reinfección o si su sistema inmunológico se deprime. Los cachorros
de gato pueden contagiarse dos veces (por la leche materna o por
reinfección) con el parásito y eliminar ooquistes en las heces; luego se
vuelven resistentes a la enfermedad (CFSPH, 2013).
3.3. SIGNOS Y SÍNTOMAS
Esta enfermedad muchas veces pasa desapercibida debido a las
características inmunológicas del huésped, en humanos la población en
riesgo está formada por mujeres en gestación, individuos con un sistema
inmune comprometido, recién nacidos o pacientes con toxoplasmosis
congénita asintomática (Uribarren, 2017). En felinos, después de la
infección por lo general solo hay episodios de diarrea o uveítis. En animales
inmunocomprometidos o en condiciones de estrés puede haber una gran
variedad de síntomas (Illana & Paniagua, 2006).
3.3.1. Infección aguda adquirida en felinos
El tiempo de incubación del parásito antes de la manifestación de los
síntomas es de 10 a 14 días. Los sitios principales de diseminación son el
sistema nervioso central, los ojos, el corazón, el hígado y los pulmones (ver
Tabla 2)(CFSPH, 2013).
Tabla 2. Signos y síntomas por sistemas en infección por toxoplasmosis en felinos.
Sistema Signos y Síntomas
Nervioso Ataxia, cambios de comportamiento, convulsiones, contracción, temblores, hiperestesia.
Digestivo Pérdida de apetito y peso, vómito, diarrea, dolor abdominal, ictericia, esplenomegalia,
hepatomegalia.
Ocular
Retinocoroiditis, hemorragias retinianas, neuritis óptica, atrofia del nervio óptico,
anisocoria, ceguera, uveítis anterior, flemas acuosas, hifema, iris aterciopelado, glaucoma,
luxación del cristalino, desprendimiento de retina.
Cardíaco Arritmias cardiacas, muerte súbita
Articular Artritis, dolor en las articulaciones, cojera cambiante, dolor muscular
Respiratorio Conjuntivitis, rinitis, tos, disnea, taquipnea, sonidos bronquiales.
Vascular Linfadenitis cervical y occipital, linfadenopatía supraclavicular e inguinal
Fuente: Adaptado de Dubey et al., (2009); Nelson & Couto, (2009).
9
3.3.2. Toxoplasmosis congénita en felinos
Se puede presentar la enfermedad durante la gestación, ya sea por
activación de bradizoitos en fase latente o por infección primaria aguda.
Los gatitos que se contagian con toxoplasmosis antes del nacimiento
pueden nacer muertos, o morir después de varios días antes del destete.
Se los puede observar lactando, pero presentan una serie de alteraciones
clínicas como fotofobia, lagrimeo, maullidos constantes, abdomen
distendido, dolor abdominal, duermen todo el día, decaimiento, disnea.
Cuando se generaliza la infección, el gato presenta hepatomegalia,
esplenomegalia, neumonía intersticial, miocarditis y compromiso de
diversos órganos (Dubey et al., 2009; Nelson & Couto, 2009).
Las lesiones en el sistema nervioso central incluyen microencefalia,
hidrocefalia, convulsiones, retraso psicomotor y retinocoroiditis,
estrabismo, ceguera, epilepsia y calcificaciones cerebrales bilaterales
(Nelson & Couto, 2009).
3.4. DIAGNÓSTICO
3.4.1 Diagnóstico Clínico
3.4.1.1 Exámenes de sangre
En animales con toxoplasmosis, los exámenes hematológicos pueden
mostrar anemia no regenerativa, leucocitosis, neutrofilia, linfocitosis,
monocitosis y eosinofilia. En la bioquímica sanguínea podemos encontrar
hipoproteinemia, hipoalbuminemia, incremento de alanina
aminotransferasa, aspartato, creatina quinasa sérica y bilirrubina (Dubey &
Lappin, 2012).
3.4.1.2 Exámenes de heces
Se pueden analizar de manera directa las heces aunque la prevalencia de
oocistos en estás es baja (Dubey & Lappin, 2012).
10
3.4.1.3 Citología
Se puede analizar los tejidos, lavado broncoalveolar y las biopsias de las
glándulas linfáticas en busca del parásito T. gondii. También se pueden
realizar aislamientos del parásito de músculo, cerebro, sangre o fluidos,
mediante cultivos celulares o inoculación en ratones (Dubey & Lappin,
2012).
3.4.1.4 Imagenología
Se puede utilizar tomografías para ver daño a nivel cerebral, radiografías
torácicas que permiten observar un patrón difuso intersticial a alveolar
(CFSPH, 2013; J. P. Dubey & Lappin, 2012).
3.4.2 Pruebas Serológicas
El método más común para detectar toxoplasmosis son las pruebas
serológicas debido a que un animal infectado alberga quistes tisulares
toxoplásmicos de por vida, que van a permitir la eliminación de anticuerpos
por un período largo de tiempo (CFSPH, 2013; Dubey & Lappin, 2012).
3.4.2.1. ELISA Indirecto
Entre las pruebas utilizadas tenemos ensayos inmunoabsorbentes ligados
a enzima (ELISA) detecta IgM e IgG una a dos semanas pos infección.
Consiste en la fijación de antígenos en una placa, los cuales son
específicos para los anticuerpos en estudio, luego se añade la muestra de
suero que se va analizar. Los anticuerpos presentes en el suero se unirán
a los antígenos fijados anteriormente. Luego se añade anti-anticuerpos
conjugados con una enzima. Estos reaccionan con los anticuerpos de los
sueros que están fijados a los antígenos de la placa. A continuación se
añade un cromógeno, que al tener contacto con la enzima, modifica el
sustrato y le da color (Forbes, Sahm, & Weissfeld, 2009).
3.4.2.2 Otras pruebas serológicas
Prueba de inmunofluorescencia indirecta (IFA), hemoaglutinación directa e
indirecta, aglutinación del látex y pruebas de aglutinación modificadas:
detectan IgG dos semanas pos infección; la prueba de tinción de Sabin-
11
Feldman detecta IgM e IgG dos semanas pos infección (CFSPH, 2013;
Dubey & Lappin, 2012).
3.5. TRATAMIENTO DE T. GONDII EN GATOS
A continuación se detallan la dosis, frecuencia, vía de administración de
fármacos utilizados en la infección por Toxoplasmosis en gatos (ver Tabla
3).
Tabla 3. Protocolo farmacológico utilizado en el tratamiento por infección de T.
gondii en gatos.
Fármaco Dosis
(mg/kg)
Vía de administración
Oral(PO)
Intramuscular(IM)
Intervalo
(horas)
Duración
(semanas)
Ciclo extra intestinal ( Infección sistémica)
Clindamicina 8-17 PO,IM 8 4
10-12,5 PO,IM 12 4
Sulfonamida-
Trimetoprim 15 PO 12 4
Ciclo entero epitelial ( Inhibición de la propagación de oocistos)
Clindamicina 50 PO,IM 24 1-24
25 PO, IM 12 1-24
Sulfonamida -
Trimetoprim 100 PO 24 1-2
Toltrazuril 5-10 PO 24 2
Infecciones del sistema nervioso (Meningoencefalitis)
Clindamicina 25 PO,IM 24 2
Sulfadiazina-
Trimetoprim 15 PO 12 4
Fuente: Adaptado de Dubey, Lindsay, & Lappin, (2009); Nelson & Couto,( 2009)
3.6. GATILES
3.6.1. Definición
Se define un gatil como un lugar donde se encuentran mínimo cinco gatos
o más, que comparten las mismas condiciones medio ambientales. Entre
ellos están comunidades felinas urbanas y rurales, casa de mascotas,
refugios, hogares temporales, hogares para gatos, centros de investigación
y desarrollo nutricional (Foley, 2012).
3.6.2. Instalaciones
Las instalaciones son fundamentales para el bienestar y la salud animal, ya
que pueden aumentar o disminuir el estrés para los felinos. Por ejemplo, el
tener lugares altos para posarse o cajas obscuras disminuyen situaciones
12
de estrés, mientras que jaulas de piso las aumentan (Newbury et al., 2010).
Las jaulas de cuarentena individual deben tener por lo mínimo, un área de
2.2 metros cuadrados con un frente de malla, una cama, un arenero,
ventilación y un espacio para comida y agua. Se debe evitar el
hacinamiento, se recomienda formar grupos pequeños de animales. Es
indispensable la separación por macho y hembras o una esterilización
estricta; si hay gatitos también deben estar separados de acuerdo a su
edad. Se debe poseer mínimo un arenero por gato y debe tener un espacio
para comida, agua, cama. (Real Sociedad para la Prevención de la
Crueldad hacia los Animales [RSPCA], 2009).
3.6.3. Factores predisponentes al desarrollo de enfermedades en el
gatil
Los factores que favorecen el desarrollo de enfermedades en los gatiles
son : el hacinamiento, la densidad elevada de animales, las situaciones de
estrés como ruido, ingreso de nuevos gatos, ausencia de lugares que
permitan que los gatos observen el ambiente exterior, lugares para
esconderse, jugar, descansar y sociabilizar (Foley, 2012).
Los agentes causales de enfermedades más frecuentes que se presentan
en los gatiles se detallan a continuación en la Tabla 4 según orden de
importancia.
Tabla 4. Agentes causales de enfermedades más comunes en gatiles
TIPO DE ENFERMEDAD AGENTE CAUSAL
Respiratorias
Bordetella bronchiseptica
Chlamydophila felis
Mycoplasma spp.
Calicivirus felino (FCV)
Herpesvirus felino (FHV)
Gastrointestinales
Parvovirus felino
Salmonella entérica
Campylobacter spp
Giardia lamblia
Tritrichomonas foetus
Cryptosporidium spp.
Dermatológicas Microsporum canis
Trichophyton mentagrophytes
Virales
Retrovirales
Virus de la leucemia felina (FeLV)
Virus de la inmunodeficiencia felina (FIV)
13
Coronavirus
Virus de la peritonitis infecciosa felina (FIPV)
Coronavirus entérico felino (FECV).
Fuente: Adaptado de Foley, (2012).
Todas estas enfermedades provocan inmunosupresión en gatos (Foley,
2012).
Para disminuir la probabilidad de aparición de estas enfermedades es
importante considerar un período de cuarentena para los nuevos gatos que
ingresen al gatil. Este debe ser de un período de diez días como mínimo,
aunque lo ideal sería tres semanas, debido al periodo de incubación de
algunas enfermedades infecciosas (Foley, 2012; RSPCA, 2009).
La vacunación sistemática de todos los animales permite evitar infecciones
graves en los gatiles. Se deben vacunar los animales contra el virus de la
panleucopenia felino (FPV), el herpesvirus felino (FHV), el calicivirus felino
(FCV) y la rabia al momento de su llegada al gatil. También es necesario
desparasitarlos contra endoparásitos y ectoparásitos. Se debe realizar
revacunación anual y desparasitaciones cada cuatro o seis meses
(RSPCA, 2009).
3.6.4. Condiciones higiénicas y sanitarias
El buen manejo de las condiciones higiénicas y sanitarias de los gatiles
disminuye la probabilidad de desarrollo de enfermedades infecciosas en
estos. Se debe realizar limpiezas diarias de las jaulas y areneros de los
gatos (RSPCA, 2009). Cuando va ingresar un nuevo gato, el arenero que
va utilizar debe ser nuevo o al menos debe ser desinfectado con lejía diluida
en una relación 1:10 por 10 minutos. Para eliminar ooquistes de T. gondii
se debe usar agua hirviendo y amoníaco. Se debe realizar por lo menos
una limpieza semanal de todas las instalaciones (Foley, 2012)
14
CAPÍTULO IV
MATERIALES Y METODOLOGÍA
4.1. MATERIALES
4.1.1. Materiales Físicos
Tubos MiniCollect tapa roja (1ml)
Viales para suero
Pipetas de plástico Pasteur (1ml)
Catéteres amarillos (24G)
Jeringuillas de 3ml aguja azul (23G)
Guantes de examinación
Algodón
Hielo Refrigerante
Cooler
Toallas
Rasuradora
Micro pipetas o pipetas Eppendorf® multicanales dispensadoras de
volúmenes de 10µl, 100µl y 200 µl.
Puntas de pipetas
Lector de placas de 96 pocillos
Lavador de placas
4.1.2. Materiales Químicos
Alcohol
Agua oxigenada
15
Componentes del Kit ID Screen® ELISA Indirecto para la detección
de anticuerpos específicos contra T. gondii en suero, plasma o jugo
de carne de múltiples especies, incluidos rumiantes, porcinos y
gatos.
Reactivos
Conjugado concentrado (10X)
Diluyente 2
Diluyente 3
Solución de lavado concentrada (20X)
Solución de revelación (TMB)
Solución de parada (0.5M)
4.1.3. Materiales Biológicos
Felinos domésticos que viven en gatiles en 6 administraciones
zonales del D.M.Q.
Muestras de sangre
Muestras de suero
Componentes del Cada Kit ID Screen® ELISA Indirecto para la
detección de anticuerpos específicos contra T. gondii en suero,
plasma o jugo de carne de múltiples especies, incluidos rumiantes,
porcinos y gatos.
Microplacas sensibilizadas con el antígeno p30
Control Positivo
Control Negativo
4.1.4. Suministros de oficina
Registros (hojas de papel bond)
Esferográficos
16
Marcadores
Cámara fotográfica
Libro de campo
Computadora
4.2. MÉTODOS
4.2.1. Ubicación
Esta investigación se llevó a cabo en 21 parroquias de 5 Administraciones
Zonales del Distrito Metropolitano de Quito en la provincia de Pichincha,
Ecuador (ver Tabla 5).
Tabla 5. Parroquias y Administraciones Zonales muestreadas del D.M.Q
Administración Zonal Parroquias
Quitumbe Quitumbe, Camal Metropolitano, Chillogallo, Guamaní,
Turubamba
Eugenio Espejo La Concepción, El Inca, Kennedy, Rumipamba, Iñaquito
Manuela Sáenz Centro Histórico, Puengasí, Itchimbía
Calderón Calderón
Tumbaco Pifo, Puembo, Checa
Los Chillos Guangopolo, Amaguaña, Oriente Quiteño, Conocoto
Fuente: Investigación Directa. Elaborado por: La Autora
4.2.2. Factores de estudio
En el presente estudio se tomaron muestras de sangre de felinos
domésticos pertenecientes a gatiles en el D.M.Q. Estas fueron analizadas
en el laboratorio de AGROCALIDAD con certificación ISO–9001:2008 para
determinar la presencia de anticuerpos contra T. gondii. Solo participaron
aquellos que permitieron realizar el muestreo, es decir la elección de gatiles
fue a conveniencia. La toma de muestras de sangre se realizó según la
disponibilidad de tiempo de los propietarios de los gatiles en cuatro meses.
Los gatiles albergan un número alto de felinos, los mismos que están en
riesgo cada vez que ingresa un nuevo animal. Hay que tener en cuenta que
estos animales rescatados estuvieron expuestos a situaciones de estrés
volviéndolos predispuestos a adquirir enfermedades. Por eso es importante
que se cuenten con registros y protocolos como: el número de animales
17
existentes en el gatil, fecha de ingresos y salida, ficha clínica de cada
animal, protocolos de ingreso, protocolos de limpieza y desinfección,
calendarios de vacunación y desparasitación, etc. Para obtener esta
información de los animales presentes en el gatil y establecer resultados
para las variables independientes se utilizó como herramienta una encuesta
y ficha clínica por animal (ver Anexo 1).
4.2.3. Variable dependiente
Presencia o ausencia de Toxoplasmosis en felinos domésticos que viven
en gatiles.
4.2.4. Variables independientes
Tipo de alimentación
Balanceado
Mixta
Contacto con el ambiente exterior
Si
No
Tamaño de gatil
Entre 5 y 10 gatos
Más de 10 gatos
Areneros
Presentes
Ausentes
Frecuencia con la que se realiza la limpieza de areneros
Tres veces a la semana
Una vez a la semana
Desinfectante utilizado para la desinfección de areneros
18
Amonio Cuaternario
Cloro
Frecuencia con la que se recogen las heces de los areneros
Dos veces al día
Diario
Número de areneros por gato
Más de uno por gato
Uno por gato
Menos de uno por gato
Hábitos de caza
Si
No
Animales cazados
Pájaros
Ratas
Edad
Joven: <1 año
Adulto: >1año hasta 7 años
Geronte: >7años
Sexo
Macho
Hembra
Origen
Rescatado
19
Nacido en gatil
Tiempo de estancia en el gatil
4.2.5. Características de las unidades observacionales
Felinos domésticos que viven en gatiles (grupo de mínimo 5 gatos),
independientemente de su sexo, tipo de alimentación, hábitos de aseo,
manejo higiénico y sanitario, etc. Se tomara muestras sanguíneas a un total
de 150 gatos de 30 gatiles (ver Anexo 2).
4.2.6. Análisis estadístico
Este estudio fue de tipo observacional cualitativo y transversal. Se realizó
un muestreo aleatorio simple, de 5 gatos por gatil pero en ocasiones se
muestreo por conveniencia.
Luego de utilizar el prueba de ELISA Indirecto para determinar la presencia
de IgG dirigidos contra T. gondii (Kit IDVET Screen®) que tenía una
sensibilidad de 95% y una especificidad de 97% (Györke, Opsteegh,
Mircea, Iovu, & Cozma, 2011) y se clasificó los gatiles como positivos o
negativos.
Para el cálculo de las seroprevalencia en gatos y gatiles se utilizó las
siguientes fórmulas (ver Tabla 6) se utilizó la fórmula:
Tabla 6. Fórmulas para calcular seroprevalencia y prevalencia por individuo de
una población.
Sensibilidad y especificidad conocidas
Seroprevalencia en gatos
Varianza
Intervalo de Confianza
Nota: Estimador de probabilidad máxima (MLE), gatiles positivos(x), número de gatiles (m), gatos
muestreados por gatil (k), especificidad (), sensibilidad (𝜂), 1,96(zα/2) prevalencia gatiles (P).
Fuente: Adaptado de Cowling et al., (1999)
Para el análisis de los resultados con las variables independientes se utilizó
la prueba estadística de Chi Cuadrado y Test exacto de Fisher (Thrusfield,
20
2007). Para esto se utilizó el software estadístico SPSS Statistics, Microsoft
Excel y Software R.
4.2.7. Toma de Muestras y Diagnóstico
4.2.7.1. Protocolo para extracción y procesamiento de muestra de
sangre (ver Anexo 3).
1. Se pidió a los propietarios de los gatiles que mantengan a los
animales en sus jaulas, o un lugar cerrado de preferencia.
2. Se solicitó que los animales estén en ayunas por si se debía
tranquilizarlos para tomar la muestra de sangre. En algunos casos
los animales estuvieron agresivos. Para su manejo, se utilizó
Acepromacina a una dosis de 0.07 mg/kg más Ketamina a una dosis
de 5 mg/kg por vía intramuscular (IM) (Mayoral, Ynaraja, & Martínez,
1994).
3. Se sujetó al animal envolviéndolo con una manta o con una bolsa
especial restringiendo al máximo su movimiento y de esta manera
facilitamos la toma de la muestra de sangre.
4. Se limpió y desinfectó la parte craneal de la extremidad anterior y se
realizó un torniquete. La zona de punción fue en la vena cefálica.
5. Se tomó una muestra de sangre de 1ml de la vena cefálica,
utilizando una jeringuilla de 3ml con aguja 23G o un catéter 24G.
6. Se colocó algodón seco en el lugar de la punción para detener el
sangrado que ocurre después de retirar la aguja.
7. La sangre obtenida se colocó en el tubo Mini Collect de tapa roja de
1ml, por las paredes lentamente evitando de esta manera la
hemolisis de la muestra. Se etiquetó las muestras.
8. Se dejó a temperatura ambiente el tubo Mini Collect con la muestra
de sangre, por 30 minutos o un máximo dos horas, para la formación
del coágulo y evitar la hemolisis.
9. Luego las muestras de sangre se pusieron en refrigeración a 4 ºC,
por un máximo de 24 horas.
21
10. Las muestras fueron centrifugadas a 5000 rpm por 5 minutos.
11. Se colocó el suero obtenido de cada muestra en tubos viales
Eppendorf.
12. Finalmente los sueros fueron refrigerados por máximo ocho días o
congelados a -5 ºC por tiempo indefinido, hasta correr la prueba de
ELISA Indirecto para determinar la presencia de IgG dirigidos contra
T. gondii (Rodak, 2012).
4.2.7.2. Protocolo para correr la prueba de ELISA Indirecto para
determinar la presencia de IgG dirigidos contra T. gondii (Kit IDVET
Screen®)
1. Las microplacas estaban sensibilizadas con el antígeno p30.
2. Se distribuyó 90 µl de Diluyente 2 en cada pocillo, 10 µl de Control
Negativo en los pocillos A1 y B1, 10 µl de Control Positivo en los
pocillos C1 y D1 y 10 µl de cada muestra de suero a analizar en los
pocillos restantes.
3. Todas las muestras fueron incubadas 45 minutos a 21 ºC.
4. Se lavó todos los pocillos 3 veces con 300 µl de la Solución de
lavado, evitando el desecado de los pocillos entre cada lavado.
5. Se preparó el Conjugado 1X diluyendo el Conjugado concentrado
10X a una relación 1:10 con el Diluyente 3.
6. Se distribuyó 100 µl del Conjugado 1X para todos los pocillos.
7. Se incubó por 30 minutos a 21 ºC.
8. Todos los pocillos fueron lavados 3 veces con 300 µl de la Solución
de lavado, evitando el desecado de los pocillos entre cada lavado.
9. Se distribuyó 100 µl de Solución de revelación a todos los pocillos.
10. Se incubó todo por 15 minutos a 21 ºC en la oscuridad.
11. Se distribuyó 100 µl de Solución de parada a todos los pocillos para
detener la reacción.
22
12. Finalmente se leyó la densidad óptica 450 nm.
(Innovative Diagnostics [IDVET], 2016)
Cada Kit ID Screen® ELISA Indirecto para la detección de anticuerpos
específicos contra T. gondii en suero, plasma o jugo de carne de múltiples
especies, incluidos rumiantes, porcinos y gatos, fueron validados por
Agrocalidad antes de ser utilizados.
23
CAPÍTULO V
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
5.1. DATOS BÁSICOS DE LOS PACIENTES EN ESTUDIO
Se muestrearon 5 gatos, en 30 gatiles, es decir 150 animales. Todos los
animales eran mestizos, de diferente peso, condición corporal y pelaje.
Todos se encontraron clínicamente sanos.
5.1.1. Ubicación
Los felinos domésticos muestreados de cada gatil en el D.M.Q provienen
de un total de 22 parroquias entre urbanas y rurales, las cuáles se
presentan en la Tabla 7. Se puede observar que 17% de los gatos fueron
muestreados en la parroquia Calderón, 10% en las parroquias Itchimbía y
Pifo cada una, 7% en la parroquia Amaguaña y las parroquias Camal
Metropolitano, Centro Histórico, Checa, Chillogallo, Conocoto, El Inca,
Guamaní, Guangopolo, Iñaquito, Kennedy, La Concepción, Oriente
Quiteño, Puembo, Puengasí, Quitumbe, Rumipamba, Turubamba con el
3%.
Tabla 7. Distribución de gatiles y felinos domésticos muestreados en las distintas
parroquias del D.M.Q.
PARROQUIAS NÚMERO DE
GATILES
NÚMERO DE
ANIMALES PORCENTAJES
Amaguaña 2 10 7%
Calderón 5 25 17%
Camal Metropolitano 1 5 3%
Centro Histórico 1 5 3%
Checa 1 5 3%
Chillogallo 1 5 3%
Tabla 6 (cont.)
24
Conocoto 1 5 3%
El Inca 1 5 3%
Guamaní 1 5 3%
Guangopolo 1 5 3%
Iñaquito 1 5 3%
Itchimbía 3 15 10%
Kennedy 1 5 3%
La Concepción 1 5 3%
Oriente Quiteño 1 5 3%
Pifo 3 15 10%
Puembo 1 5 3%
Puengasí 1 5 3%
Quitumbe 1 5 3%
Rumipamba 1 5 3%
Turubamba 1 5 3%
TOTAL 30 150 100%
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
En la Tabla 8 se puede apreciar que de los felinos domésticos muestreados
en gatiles, el 53% provienen de parroquias rurales y el 47% de parroquias
urbanas del D.M.Q.
Tabla 8. Distribución de gatiles y felinos domésticos tomando en cuenta el tipo de
parroquia de la cual provienen.
TIPO DE
PARROQUIA
NÚMERO DE
GATILES
NÚMERO DE
GATOS PORCENTAJES
Rural 16 80 53%
Urbana 14 70 47%
TOTAL 30 150 100%
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
25
5.1.2. Sexo
De los 150 gatos muestreados, 89 fueron hembras equivalente al 59%, y
61 machos que equivale al 41% del total de la población en estudio (ver
Tabla 9).
Tabla 9. Felinos domésticos muestreados según el sexo.
SEXO TOTAL DE ANIMALES PORCENTAJES
Hembras 89 59%
Machos 61 41%
TOTAL 150 100%
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
5.1.3. Edad
En la Tabla 10, se puede apreciar que de los 150 gatos muestreados, 62%
son adultos, 31% jóvenes y el 7% restante son animales gerontes.
Tabla 10. Felinos domésticos muestreados según la edad.
EDAD TOTAL ANIMALES PORCENTAJES
Joven ( <1 año) 46 31%
Adulto (> 1 año hasta 7 años) 93 62%
Geronte (>7años) 11 7%
TOTAL 150 100%
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
5.1.4. Estado reproductivo
De los 150 gatos que fueron muestreados, el 75% eran esterilizados y el
25% no (ver Tabla 11).
Tabla 11. Felinos domésticos muestreados tomando en cuenta el estado
reproductivo.
ANIMALES ESTERILIZADOS TOTAL DE ANIMALES PORCENTAJES
No 37 25%
Si 113 75%
TOTAL 150 100%
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
26
5.2. DATOS BÁSICOS SOBRE LAS CONDICIONES HIGIÉNICAS Y
SANITARIAS DE LOS GATILES MUESTREADOS EN EL D.M.Q.
5.2.1. Prueba de Sida y Leucemia felina
En los datos obtenidos en el presente estudio se puede apreciar que el 67%
de gatiles muestreados no realizan la prueba de sida y leucemia felina, solo
el 33% si la realizan (ver Tabla 12). Realizar la prueba de sida y leucemia
felina al ingreso de un nuevo gato al gatil debe ser una regla obligatoria ya
que son enfermedades de fácil transmisión. La inmunosupresión asociada
a un retrovirus es un factor de riesgo que puede activar la toxoplasmosis
según un estudio en Irán (Ongrádi, Balázs, & Valéria, 2013).
Tabla 12. Prueba de Sida y Leucemia felina en gatiles del D.M.Q.
TEST SIDA Y LEUCEMIA NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES
No 20 67%
Si 10 33%
TOTAL 30 100%
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
5.2.2. Vacunación
De los gatiles muestreados el 60% si vacuna a sus animales y el 40% no lo
hace (ver Tabla 13). De los 18 gatiles que vacunan a sus gatos, el 6% solo
aplica la vacuna de la rabia, y el 94% aplica la triple felina más la rabia
anualmente (ver Tabla 14). En los gatiles se debe tener un calendario de
vacunación estricto, para precautelar el bienestar del animal y de la
población. Las vacunas que deben aplicarse al ingreso de un nuevo gato al
gatil y luego anualmente son la rabia y la triple felina compuesta por el
herpesvirus felino tipo 1, calicivirus felino y parvovirus felino (Foley, 2012).
Tabla 13. Vacunación en gatiles del D.M.Q
VACUNAS NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES
No 12 40%
Si 18 60%
TOTAL 30 100%
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
27
Tabla 14. Tipo de vacunas aplicadas en gatiles del D.M.Q.
TIPO DE VACUNAS NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES
Rabia 1 6%
Triple felina + Rabia 17 94%
TOTAL 18 100%
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
5.2.3. Desparasitación Interna
En la Tabla 15 se puede apreciar que el 70% de los gatiles desparasitan
internamente sus gatos y el 30% no lo hacen. El 67% de los gatiles utilizan
desparasitantes externos y el 33% no lo hacen (ver Tabla 16). Se
recomienda realizar una desparasitación interna y externa, a la llegada de
un nuevo felino al gatil (RSPCA,2009), para prevenir la transmisión de
parásitos zoonósicos como el T. gondii que suelen estar presentes en
colonias felinas (Newbury et al., 2010).
Tabla 15. Desparasitación interna en gatiles del D.M.Q.
DESPARASITACIÓN INTERNA NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES
No 9 30%
Si 21 70%
TOTAL 30 100%
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
Tabla 16. Desparasitación externa en gatiles del D.M.Q.
DESPARASITACIÓN EXTERNA NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES
No 10 33%
Si 20 67%
TOTAL 30 100%
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
5.2.4. Condiciones higiénicas y sanitarias
En la Tabla 17 se puede apreciar que el 53% de los gatiles tienen areneros
y el 47% restante no los tienen. De los 16 gatiles que tienen arenero, el
69% realiza la desinfección de los areneros una vez a la semana y el 31%
tres veces a la semana (ver Tabla 18). Se recogen las heces dos veces al
día en 31% de los gatiles y 69% hacen esta labor una vez al día (ver Tabla
28
19). Se recomienda la utilización de areneros en gatiles para una fácil y
total desinfección, evitando así la transmisión de enfermedades infecciosas
y parasitarias (Attard et al., 2013; Newbury et al., 2010). Heiblum (2004)
indica que la limpieza y desinfección de areneros debe realizarse dos veces
a la semana y la recolección de heces dos veces al día, para evitar que los
gatos defequen al aire libre.
Tabla 17. Lugares donde defecan los gatos de los gatiles del D.M.Q.
LUGAR DEFECACIÓN NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES
Arenero 16 53%
Fuera del gatil 14 47%
TOTAL 30 100%
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
Tabla 18. Frecuencia de limpieza y desinfección de areneros en gatiles del D.M.Q.
DESINFECCIÓN ARENEROS NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES
Tres veces a la semana 5 31%
Una vez a la semana 11 69%
TOTAL 16 100%
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
Tabla 19. Frecuencia de recolección de heces en gatiles del D.M.Q.
RECOLECCIÓN DE HECES NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES
Dos veces al día 5 31%
Diario 11 69%
TOTAL 16 100%
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
5.3. ANÁLISIS DE SEROPREVALENCIA DE T. GONDII EN LO
FELINOS DOMÉSTICOS Y GATILES DEL D.M.Q.
Luego de analizar las muestras mediante la prueba de ELISA Indirecto se
obtuvieron los siguientes resultados: de los 30 gatiles, 10 gatiles fueron
reactivos para anticuerpos de IgG anti-T. gondii y 20 gatiles resultaron
negativos. Es decir que la seroprevalencia de T. gondii en gatiles es del
33%. También se analizaron las muestras de manera individual llegando a
29
una seroprevalencia del 14%, es decir hubo un total de 21 felinos positivos
de los 150 que fueron muestreados (ver Tabla 20).
Tabla 20. Análisis de seroprevalencia de T. gondii en gatiles y los felinos
domésticos que viven en estos gatiles.
Negativos Positivos Seroprevalencia
(%)
Gatiles 20/30 10/30 33
Gatos 129/150 21/150 14
Fuente: Investigación directa.
Elaborado por: La Autora.
La seroprevalencia real por gato fue del 7,58%; con un intervalo de
confianza del 3,5-14,4, tomando en cuenta la sensibilidad y especificidad
de la prueba ELISA Indirecto, el número total de gatiles y el número de
felinos domésticos muestreado por gatil (ver Tabla 5).
En un estudio realizado en el 2003 se obtuvieron como resultados 50,7%
de prevalencia de toxoplasmosis en gatos que vivían en gatiles (Gauss,
Almería, Ortuño, Garcia, & Dubey, 2003). Los estudios epidemiológicos
realizados en gatos que viven en gatiles Portugal mostraron 24,2% de
seroprevalencia de T. gondii , 30,5% en Italia, 29,8% en Canadá, 32,1% en
Irán (Ongrádi et al., 2013). En un estudio realizado en gatiles en el 2003
en Barcelona (España) 99 de 220 gatos, es decir 45%, fueron positivos a
T. gondii (Gauss et al., 2003). La seroprevalencia obtenida en este estudio
es menor a la obtenida en trabajos anteriores, esto puede deberse al
tamaño de la muestra y debe tenerse en consideración las características
medioambientales de los animales muestreados.
30
5.4. ANÁLISIS DE CADA UNA DE LAS VARIABLES TOMADAS EN
CUENTA EN ESTE ESTUDIO Y SU COMPORTAMIENTO FRENTE A LA
PRESENCIA DE T. GONDII EN LOS GATILES Y FELINOS
DOMÉSTICOS MUESTREADOS.
En este estudio se hizo un cálculo de la seroprevalencia por gatiles y
también como dato adicional se calculó seroprevalencia por cada felino
doméstico perteneciente a los mismos. Se hizo el cálculo del test de Fisher
y el valor con el que se trabajó para establecer si hubo o no significancia es
de p<0,10, debido al tamaño de muestra (n=30).
5.4.1. Análisis de seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos
según la administración zonal.
En la Tabla 21, se puede observar que hay mayor seroprevalencia por gatil
en la administración zonal Eugenio Espejo con el 80%, seguido por las
administraciones de Los Chillos y Quitumbe con el 40% cada una; Tumbaco
y Calderón con el 20% cada una. Analizando la seroprevalencia en gatos,
esta es mayor en las administraciones zonales de Quitumbe y Los Chillos
con un 28%, seguido por Eugenio Espejo 20%, Tumbaco y Calderón con el
4%. No se encontró animales positivos en la administración zonal Manuela
Sáenz. No hubo diferencia estadísticamente significativa entre las
administraciones zonales ya que p=0,194 (p>0,10).
Un estudio realizado en el 2012 en la Parroquia Solanda de la
administración zonal Eugenio Espejo, la seroprevalencia de T. gondii era
de 36% (18/50) en felinos domésticos del sector (Espinosa & Espín, 2012).
En el presente estudio la seroprevalencia en dicha administración zonal fue
menor (20%) en los felinos domésticos muestreados. Hay que tener en
cuenta que los felinos muestreados para el estudio de Espinosa en el 2012,
vivían dentro de hogares urbanos.
31
Tabla 21. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q tomando en cuenta la
Administración Zonal de cada gatil.
ADMINISTRACIÓN
ZONAL
GATILES
POSITIVOS
GATOS
POSITIVOS
SEROPREVALENCIA
VALOR
(p)
GATILES
(%)
GATOS
(%)
Calderón 1/5 1/25 20 4
0,194
Eugenio Espejo 4/5 5/25 80 20
Los Chillos 2/5 7/25 40 28
Manuela Sáenz 0/5 0/25 0 0
Quitumbe 2/5 7/25 40 28
Tumbaco 1/5 1/25 20 4
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
5.4.2. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos
del D.M.Q según el tipo y tamaño del gatil
5.4.2.1. Tipo de gatil
Los resultados, como se muestran en la Tabla 22, indican que hubo mayor
seroprevalencia de T. gondii en gatiles que pertenecían a hogares rurales
con el 50%, seguido por los gatiles pertenecientes a refugios con el 33,33%
y finalmente los gatiles de hogares urbanos con el 28,57%. Al analizar la
seroprevalencia en gatos, los que pertenecían a hogares rurales tienen una
seroprevalencia del 28%, los de hogares urbanos de 8,57% y los de
refugios de 5,71%. No se encontró animales positivos en el centro de
investigación. Entre el tipo de gatil y la presencia de T, gondii no hubo
diferencia significativa ya que p=0,420 (p>0,10).
En estudios previos se encontró que la prevalencia de T. gondii en 145
gatos de 6 refugios de animales fue 17,2% (25/145), (Wang et al., 2012);
otro estudio encontró una prevalencia en un gatil del 31% y 28% en gatos
de refugio (Ladiges, DiGiacomo, & Yamaguchi, 1982). Estás prevalencias
son mayores a las encontradas en este trabajo de investigación. Los gatos
que se encontraban en un sector de origen urbano tuvieron una prevalencia
del 18,6% (Afonso, Thulliezd, & Emmanuelle, 2006). Se encontró una
32
prevalencia de 10,4% en zonas urbanas y 27,2% en zonas rurales (Ongrádi
et al., 2013). En estos trabajos de investigación, la prevalencia en sectores
rurales es mayor comparada con los urbanos, concordando con los
resultados obtenidos.
Tabla 22. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q según el tipo
de gatil.
TIPO DE GATIL GATILES
POSITIVOS
GATOS
POSITIVOS
SEROPREVALENCIA VALOR
(p) GATILES
(%)
GATOS
(%)
Centro investigación 0/4 0/20 0 0
0,420 Hogar rural 5/10 14/50 50 28
Hogar urbano 2/7 3/35 28,57 8,57
Refugio 3/9 4/45 33,33 5,71
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
5.4.2.2. Tamaño del gatil
En la Tabla 23 se puede apreciar que hay una seroprevalencia de T. gondii
del 66,67% en gatiles que tienen más de 10 felinos domésticos. En gatiles
que albergan entre 5 a 10 gatos, la seroprevalencia es 29,63%. La
seroprevalencia en gatos que viven en gatiles que tienen más de 10 felinos
es del 20% y en aquellos que albergan entre 5 y 10 felinos es del 13,33%.
No hay relación estadísticamente significativa entre la presencia de T.
gondii y el tamaño del gatil. El valor de p=0,251 (p>0,10).
Existe un estudio realizado en el 2003 donde la prevalencia fue de 50,7%
en gatos que viven comunidades de más de 5 gatos (Gauss et al., 2003).
No se encontró un estudio comparativo entre la presencia de T. gondii y el
número de animales en el gatil.
Tabla 23. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q según el
tamaño del gatil.
TAMAÑO DE
GATIL
GATILES
POSITIVOS
GATOS
POSITIVOS
SEROPREVALENCIA VALOR
(p) GATILES
(%)
GATOS
(%)
entre 5 y 10 gatos 8/27 18/135 29,63 13,33 0,251
más de 10 gatos 2/3 3/15 66,67 20
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
33
5.4.3. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos
del D.M.Q tomando en cuenta la desparasitación interna
Se puede observar en la Tabla 24 que los gatiles que no utilizan
desparasitantes internos tienen una seroprevalencia de T. gondii del
44,44%; mientras que los que si lo hacen tienen una seroprevalencia de
28,57%. Los felinos domésticos desparasitados tienen una seroprevalencia
del 52,38% y los que no son desparasitados 47,62%. No se encontraron
diferencias estadísticamente significativas en dichos grupos ya que
p=0,331 (p > 0,10).
Los datos obtenidos no concuerdan con el estudio realizado por Espinosa
et al. (2011) donde existe una prevalencia mayor (81,9%) de T. gondii en
gatos domésticos no desparasitados; ya que los resultados obtenidos en el
presente estudio indican que la seroprevalencia es mayor en gatos que
fueron desparasitados. Esto puede deberse al tipo de desparasitante
utilizado y el calendario de desparasitación manejado por cada gatil.
Tabla 24. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q tomando en
cuenta la desparasitación.
DESPARASITACIÓN
INTERNA
GATILES
POSITIVOS
GATOS
POSITIVOS
SEROPREVALENCIA VALOR
(p) GATILES
(%)
GATOS
(%)
Si 6/21 10/105 28,57 52,38 0,331
No 4/9 11/45 44,44 47,62
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
5.4.4. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos
del D.M.Q tomando en cuenta el contacto con animales
Hubo una seroprevalencia del 40% en gatiles que tienen contacto con otros
animales y una seroprevalencia del 20% en gatiles que no tienen contacto.
En gatos que viven en gatiles que tienen contacto con animales hubo una
seroprevalencia del 19% y en aquellos que no tienen contacto fue del 4%
(ver Tabla 25). No se encontró diferencia estadísticamente significativa en
dichos grupos ya que p=0,25 (p>0,10). En la Tabla 25 se puede observar
que hubo una seroprevalencia del 46,66% en gatiles que tienen contacto
con perros; los que tienen contacto con conejos tienen una seroprevalencia
34
del 25%. Hubo una seroprevalencia de 24% en gatos que tienen contacto
con perros y de 5% en aquellos que tienen contacto con conejos. No se
halló gatos positivos que hayan tenido contacto con aves. No se
encontraron diferencias estadísticamente significativas en dichos grupos ya
que p=0,143 (p > 0,10).
Los animales que tienen contacto con otros animales, se consideran más
predispuestos para adquirir enfermedades parasitarias (Ongrádi et al.,
2013). Está afirmación concuerda con los datos obtenidos en el presente
estudio.
Tabla 25. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q tomando en
cuenta el contacto con animales.
VARIABLES GATILES
POSITIVOS
GATOS
POSITIVOS
SEROPREVALENCIA VALOR
(p) GATILES
(%)
GATOS
(%)
Contacto con otros animales
Si 8/20 19/100 40 19 0,25
No 2/10 2/50 20 4
Tipo de animales
Perros 7/15 18/75 46,66 24
0,143 Conejos 1/4 1/20 25 5
Aves 0/1 0/5 0 0
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
5.4.5. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos
del D.M.Q tomando en cuenta el contacto con el ambiente exterior
En la Tabla 26 se muestra que hubo una seroprevalencia mayor de la
enfermedad en gatiles (37,50%) que tienen contacto con el ambiente
exterior. Se encontró una seroprevalencia del 16,67% en gatiles que no
tienen acceso al ambiente exterior. Se encontró una seroprevalencia en
gatos que tienen contacto con el ambiente exterior del 15,83% y en aquellos
que no lo tienen una seroprevalencia del 6,66%. No se encontró diferencia
estadísticamente significativa en dichos grupos ya que p=0,33 (p > 0,10).
35
Estos datos concuerdan con los siguientes estudios: se encontró una
prevalencia mayor (76,7%) de T. gondii en felinos domésticos que están en
contacto con el ambiente exterior (Espinosa et al., 2011). En otro estudio
se considera que los animales que tienen acceso al medio exterior son más
propensos a adquirir enfermedades parasitarias: hubo una prevalencia de
T. gondii en gatos que salen al medio exterior del 17,1% (Ongrádi et al.,
2013). En un estudio, los gatos que tenían total o parcial acceso al medio
exterior presentaron una prevalencia mayor (52%) a los que estaban
confinados (45,7%) (Troncoso, Uribe, Arrue, Valenzuela, & Fischer, 2015).
Tabla 26. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q tomando en
cuenta el contacto con el ambiente exterior.
CONTACTO CON
ÉL AMBIENTE
EXTERIOR
GATILES
POSITIVOS
GATOS
POSITIVOS
SEROPREVALENCIA VALOR
(p) GATILES
(%)
GATOS
(%)
Si 9/24 19/120 37,50 15,83 0,33
No 1/6 2/30 16,67 6,66
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
5.4.6. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos
del D.M.Q tomando en cuenta los hábitos de caza.
Con respecto a los hábitos de caza de los felinos muestreados, se encontró
una seroprevalencia mayor de la enfermedad (42,86%) en gatiles donde
sus gatos cazan. Los que no cazan tienen una seroprevalencia de 25%. Al
analizar los resultados en gatos, encontramos que la seroprevalencia en
gatos que cazan es mayor (21,43%) a los que no lo hacen (7,5%) (ver Tabla
27). Sin embargo, no se encontró diferencia estadísticamente significativa
en dichos grupos ya que p=0,26 (p>0,10).
También se puede apreciar en la Tabla 27 que hay una seroprevalencia
mayor (50%) en gatiles en los cuales las presas de caza son roedores y
seroprevalencia del 0% cuando cazan pájaros. Al analizar la
seroprevalencia en gatos se encontró que en aquellos que cazan roedores
era del 25% y 0% en los que cazaban pájaros. No hay diferencia
estadísticamente significativa ya que p=0,31 (p>0,10).
36
Estos datos concuerdan con el estudio realizado por Espinosa et al. (2011)
donde existe una prevalencia mayor (76,7%) de T. gondii en los gatos que
cazan. En otro estudio, la seroprevalencia es mayor en felinos que cazan
roedores (19,6%) (Ongrádi et al., 2013).
Tabla 27. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q tomando en cuenta
los hábitos de caza.
VARIABLES GATILES
POSITIVOS
GATOS
POSITIVOS
SEROPREVALENCIA VALOR
(p) GATILES
(%)
GATOS
(%)
Cazan
0,26 SI 6/14 15/70 42,86 21,43
NO 4/16 6/80 25 7,5
Tipos de animales
0,31 Pájaros 0/2 0/10 0 0
Ratas 6/12 15/60 50 25
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
5.4.7. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos
del D.M.Q. según el tipo de alimentación.
Se puede apreciar en la Tabla 28 que hubo una seroprevalencia mayor en
gatiles (38,88%) cuya alimentación era mixta (balanceado/carne
cruda/comida casera/enlatado) y una seroprevalencia del 25% en aquellos
que solo se alimentan con balanceado. Hubo una seroprevalencia del
17,7% en gatos con una alimentación mixta y una seroprevalencia del
8,33% en los que se alimentaban con balanceado. No se encontró
diferencia estadísticamente significativa en dichos grupos ya que p=0,350
(p>0,10).
Estos datos concuerdan con los estudios realizados por Ongrádi et al.
( 2013), en el cual hubo una prevalencia mayor (27,2%) de la enfermedad
en gatos cuya alimentación era mixta. En un estudio realizado por Troncoso
et al.(2015) se encontró una prevalencia del 45,7% en gatos que
consumían alimento comercial y 60% en aquellos cuyo alimento era mixto.
Por último en un estudio realizado por García, Gutiérrez, Correa, Luna,
Palma.(2007) en México determinó que en gatos alimentados con
37
balanceado la seroprevalencia era menor (20,8%) que en los que tenían
una alimentación mixta (40,6%).
Tabla 28. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q. según el tipo
de alimentación.
TIPO
DE
ALIMENTACIÓN
GATILES
POSITIVOS
GATOS
POSITIVOS
SEROPREVALENCIA VALOR
(p) GATILES
(%)
GATOS
(%)
Balanceado 3/12 5/60 25,00 8,33 0,350
Mixta 7/18 16/90 38,88 17,78
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
5.4.8. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos
del D.M.Q tomando en cuenta las condiciones higiénicas y manejo de
areneros.
5.4.8.1. Lugar de defecación
En la Tabla 29, se puede observar que hay una mayor seroprevalencia en
gatiles que permiten que sus gatos defequen fuera del gatil, es decir en el
patio o jardín (42,86%) que en los que utilizan un arenero (25%). En los
gatos que defecan fuera del gatil, la seroprevalencia fue del 21,42% y en
aquellos que utilizan arenero fue del 7,50%. Sin embargo, no se encontró
diferencia estadísticamente significativa en dichos grupos ya que p=0,26
(p>0,10).
En un estudio se encontró una mayor prevalencia (76,7%) de T. gondii en
felinos domésticos que defecan y orinan fuera de casa (Espinosa et al.,
2011). En otro estudio, hay una prevalencia del 29% en gatos que no
utilizan arenero y 25% en aquellos que si lo hacen (García et al., 2007). Los
resultados obtenidos concuerdan con estos estudios.
5.4.8.2. Números de areneros por gato
En la Tabla 29, se puede observar que hay una seroprevalencia del 50%
en gatiles que tenían más de un arenero por gato; 37,50% en que tienen
menos de un arenero por gato. La seroprevalencia en gatos que tienen más
de un arenero por gato es del 20% y en aquellos que tienen menos de un
arenero por gato es del 10%. No se encontraron animales positivos en
38
gatiles que tenían un arenero por gato. No hay diferencia estadísticamente
significativa en estos grupos. Ya que p=0,284 (p>0,10).
Se recomienda el uso de más de un arenero por gato, ya que esto ayuda a
que realicen las deposiciones en la caja de arena; evitando que haya una
contaminación del medio ambiente en el que viven y sea más fácil la
desinfección de los areneros. En el caso de que no se pudiera tener más
de un arenero por gato debe haber mínimo un arenero por gato (Ellis et al.,
2013; Heiblum, 2004). Los resultados obtenidos no son los esperados ya
que los gatiles donde se maneja más de un arenero por gato tienen una
seroprevalencia mayor, sin embargo debemos tener en cuenta también la
frecuencia de recolección de heces y de desinfección de los mismos y el
desinfectante utilizado.
5.4.8.3. Frecuencia de limpieza y desinfección de areneros
En la Tabla 29 se puede observar que hay una seroprevalencia del 27,27%
en gatiles que realizan la desinfección de areneros una vez a la semana y
en aquellos que realizan la desinfección tres veces a la semana una
seroprevalencia de 20%. Se encontró una seroprevalencia del 7,23% en
gatos donde la limpieza de areneros se realiza una vez a la semana y una
seroprevalencia del 8% en los que lo hacen 3 veces a la semana. No hay
diferencia estadísticamente significativa en estos grupos, ya que p=0,67
(p>0,10).
Los resultados obtenidos pueden deberse a que la limpieza y desinfección
de areneros junto con el cambio de arena debe realizarse dos veces a la
semana para así evitar que los gatos defequen al aire libre (Heiblum, 2004).
5.4.8.4. Tipo de desinfectante
En la Tabla 29 se puede observar que hay una seroprevalencia del 0% en
gatiles y gatos que utilizaron amonio cuaternario como desinfectante;
44,44% en gatiles y 13,33% en gatos en los que utilizaron cloro como
desinfectante. Si existe una diferencia estadísticamente significativa en
estos grupos, ya que p=0,069 (p<0,10).
39
Los oocistos de T. gondii son resistentes a la mayoría de desinfectantes,
el amonio cuaternario es capaz de eliminarlos al estar por un mínimo de 10
minutos en contacto con las superficies contaminadas (Dubey et al., 2009).
5.4.8.5. Frecuencia de recolección de heces
En la Tabla 29 se puede observar que hay una seroprevalencia del 27,27%
en gatiles que realizan la recolección de heces una vez al día, y del 20%
en gatiles en los que se realiza la recolección de heces dos veces al día.
La seroprevalencia en gatos pertenecientes a gatiles que recolectan las
heces una vez al día es del 7,23% y en los que se recogen las heces dos
veces al día es del 8%. No hay diferencia estadísticamente significativa
entre estos grupos. Ya que p=0,635 (p>0,10).
Hubo una seroprevalencia menor en gatiles que recogen las heces de sus
gatos dos veces al día. Se recomienda recoger dos veces al día las heces
de los gatos evitando así la contaminación del ambiente (Heiblum, 2004).
Tabla 29. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q tomando en
cuenta las condiciones higiénicas y manejo de areneros.
VARIABLES GATILES
POSITIVOS
GATOS
POSITIVOS
SEROPREVALENCIA VALOR
(p) GATILES
(%)
GATOS
(%)
Lugar donde defecan y orinan 0,26
Arenero 4/16 6/80 7,5 25,00
Fuera de casa 6/14 15/70 21,42 42,86
Número de areneros 0,18
Más de uno por gato 1/2 2/10 20 50,00
Uno por gato 0/6 0/30 0 0,00
Menos de uno por gato 3/8 4/40 10 37,50
Limpieza y desinfección de areneros 0,67
Tres veces a la semana 1/5 2/25 8 20,00
Una vez a la semana 3/11 4/55 7,23 27,27
Tipo de desinfectante 0,069
Amonio cuaternario 0/7 0/35 0,00 0,00
Cloro 4/9 6/45 13,33 44,44
Recolección de heces 0,635
Dos veces al día 1/5 2/25 8 20,00
Diario 3/11 4/55 7,23 27,27
Fuente: Investigación directa
Elaborado por: La Autora
40
5.4.9. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q
según la edad, sexo, origen y tiempo en el gatil de cada felino
doméstico.
5.4.9.1. Edad
Se puede observar en la Tabla 30 que hay una seroprevalencia de T. gondii
en gatos gerontes de 27,27%, en gatos adultos de 13,98% y de 10,87% en
gatos jóvenes. Se obtuvo una prevalencia mayor en gatos gerontes,
aunque no existe una diferencia estadísticamente significativa ya que
p=0,335 (p>0,10). Estos resultados concuerdan con un estudio realizado
por Nogami et al.(1998) en donde la prevalencia máxima por grupo de edad
fue de 14,5% en gatos de 17-23 años. En otro estudio, los gatos adultos
tuvieron una prevalencia mayor (13,5%) que los juveniles (3,9%) (Wang et
al., 2012). Gauss et al.(2003) encontró una prevalencia mayor en gatos
adultos (49,7%) que en juveniles (34,3%).
5.4.9.2. Sexo
Se puede observar en la Tabla 30 que hay una seroprevalencia mayor en
hembras (15,73%) que en machos (11,48%), aunque no hubo diferencia
estadísticamente significativa ya que p=0,313 (p>0,10).
Los resultados obtenidos en este estudio concuerdan con un estudio
realizado por Ovalle, García, Thibauth, & Lorca (2000) en el cual la
prevalencia de T. gondii en machos fue mayor (30,4%) que en hembras
(35,3%). Se encontró un resultado similar (32,7% hembras, 25,8% machos)
en un estudio realizado por Kulasena, Rajapakse, Dubey, Dayawansa, &
Premawansa, (2011). En otros estudios, la prevalencia de T. gondii en
machos es igual (Wang et al., 2012) o mayor (Alvarado et al., 2007; Deksne,
Petrusēviča, & Kirjušina, 2013; Navarro, 2015; Troncoso et al., 2015) a la
presente en hembras. Una prevalencia mayor en machos puede deberse a
que los gatos son más territoriales y pueden recorrer grandes distancias,
haciendo que sean más propensos a adquirir la enfermedad (Navarro,
2015). Pero al igual que en el presente estudio, no hubo diferencias
estadísticamente significativas en esta variable; esto quiere decir que tanto
machos o hembras están por igual expuestos a contraer está enfermedad.
41
5.4.9.3. Origen
En la Tabla 30 se puede apreciar que los animales nacidos en el gatil tienen
una seroprevalencia mayor (21,87%), con respecto a los que fueron
rescatados (11,86%). Aunque no existe una diferencia estadísticamente
significativa ya que p=0,125. Es decir (p>0,10).
No se encontraron estudios comparativos entres gatos nacidos en el gatil y
los que fueron rescatados. Existe un estudio en el cual la seroprevalencia
es menor en gatos que estuvieron en las calles (25%) en comparación con
aquellos animales que han estado siempre dentro de casa (31,4%)
(Kulasena et al., 2011).
5.4.9.4. Tiempo de estancia en el gatil
Al analizar la variable estancia en el gatil se obtuvo el valor de p=0,11.
Aunque el valor de p>0,10, se puede decir que por cada mes que un gato
permanezca en el gatil el riesgo sube un 1,7% para ser positivos a la
enfermedad. No se encontró estudios en los que se analice la variable
estancia en el gatil.
Tabla 30. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q según la edad, sexo, origen y tiempo
en el gatil de cada felino doméstico.
VARIABLE GATOS
POSITIVOS
SEROPREVALENCIA
(%)
VALOR
(p)
Edad
0,335 Joven ( <1 año) 5/46 10,87
Adulto (> 1 año hasta 7 años) 13/93 13,98
Geronte (>7años) 3/11 27,27
Sexo
0,313 Macho 7/61 11,48
Hembra 14/89 15,73
Origen
0,125 Rescatado 14/118 11,86
Nacido en gatil 7/32 21,87
Tiempo en gatil
.
Por cada mes en el gatil el riesgo sube el 1,7% para ser positivo 0,11
Fuente: Investigación directa.
Elaborado por: La Autora
42
CAPÍTULO VI
CONCLUSIONES
Se encontró anticuerpos dirigidos contra T. gondii en 21 de los 150
felinos domésticos muestreados, obteniéndose una seroprevalencia
en gatos del 14% y de los 30 gatiles muestreados hubieron 10 gatiles
positivos, es decir una seroprevalencia del 33,33%.
La seroprevalencia real por gato fue del 7,58%; con un intervalo de
confianza del 3,5-14,4, tomando en cuenta la sensibilidad y
especificidad de la prueba ELISA Indirecto, el número total de gatiles
y el número de felinos domésticos muestreado por gatil.
Los gatiles que utilizaron como desinfectante amonio cuaternario
tuvieron la menor seroprevalencia, en comparación con aquellos que
desinfectaron los areneros con cloro. La variable tipo de
desinfectante fue estadísticamente significativa p=0,069 (p>0,10)
La variable tiempo de estancia en el gatil es significativa, aunque
p=0,11. Se puede decir que por cada mes que un gato pase en el
gatil el riesgo sube el 1,7% para ser positivo.
Las variables que no son significativas no se pueden descartar en
su totalidad debido al tamaño de la muestra. Es importante
considerar que existen pocos estudios realizados en gatiles, por lo
que algunos de los datos del presente trabajo de investigación no
han podido ser sometidos a comparación.
Para realizar la discusión de cada una de las variables del presente
estudio se utilizaron datos de estudios realizados en gatos, no se
encontraron estudios entre gatiles, que analizaran la presencia de
toxoplasmosis tomando en cuenta las variables en estudio.
43
BIBLIOGRAFÍA
Afonso, E., Thulliezd, P., & Emmanuelle, G. (2006). Transmission of
Toxoplasma gondii in an urban population of domestic cats (Felis
catus). International Journal for Parasitology, 36(13), 1373–1382.
Retrieved from
http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0020751906002876
Alvarado, C., Liesenfeld, O., Herrera, R., Ramírez, B., González, A.,
Martínez, S., & Dubey, J. P. (2007). Seroprevalence of Toxoplasma
gondii antibodies in cats from Durango City, Mexico. The Journal of
Parasitology, 93(5), 1214–1216. Retrieved from
http://www.bioone.org/doi/full/10.1645/GE-1268R.1
Attard, E., Duncan, K., Firmage, T., Flemming, S., Mullaly, K., Pryor, P., …
Rastogi, T. (2013). Canadian Standards of Care in Animal Shelters:
Supporting ASV Guidelines, 74. Retrieved from
https://www.canadianveterinarians.net/documents/canadian-
standards-of-care-in-animal-shelters
Carlier, Y., Truyens, C., Deloron, P., & Peyron, F. (2012). Congenital
parasitic infections: A review. Acta Tropica, 121(2), 55–70.
https://doi.org/10.1016/j.actatropica.2011.10.018
Carrada, T. (2005). Toxoplasmosis: Parasitosis reemergente del nuevo
milenio. Revista Mexicana de Patología Clínica, 151–162.
Centro de Control de Enfermedades(CDC). (2015). Los parásitos-
Toxoplasmosis (Toxoplasma infección): Centro de Control de
Enfermedades (CDC). Retrieved from
http://www.cdc.gov/parasites/toxoplasmosis/epi.html
Centro de Seguridad Alimentaria y Salud Pública (CFSPH). (2013).
Toxoplasmosis, 1–6.
44
Cowling, D. W., Gardner, I. A., & Johnson, W. O. (1999). Comparison of
methods for estimation of individual- level prevalence based on pooled
samples, 39, 211–225.
Deksne, G., Petrusēviča, A., & Kirjušina, M. (2013). Seroprevalence and
factors associated with Toxoplasma gondii infection in domestic cats
from urban areas in Latvia. The Journal of Parasitology, 99(1), 48–50.
Retrieved from http://www.bioone.org/doi/full/10.1645/GE-
3254.1%0ABioOne
Dubey, J. (2014). The History and Life Cycle of Toxoplasma gondii.
Toxoplasma Gondii. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-396481-
6.00001-5
Dubey, J., Lindsay, S., & Lappin, M. (2009). Toxoplasmosis and Other
Intestinal Coccidial Infections in Cats and Dogs. Veterinary Clinics of
North America - Small Animal Practice, 39(6), 1009–1034.
https://doi.org/10.1016/j.cvsm.2009.08.001
Dubey, J. P. (2008). The history of Toxoplasma gondii - The first 100 years.
Journal of Eukaryotic Microbiology, 55(6), 467–475.
https://doi.org/10.1111/j.1550-7408.2008.00345.x
Dubey, J. P., & Jones, J. L. (2008). Toxoplasma gondii infection in humans
and animals in the United States. International Journal for Parasitology,
38(11), 1257–1278. https://doi.org/10.1016/j.ijpara.2008.03.007
Dubey, J. P., & Lappin, M. (2012). Toxoplasmosis and Neosporosis. In
Infectious Diseases of the Dog and Cat (Fourth, pp. 807–815). United
States of America: Elsevier.
Dzib, G., Rosado, J., Acosta, K., & Ortega, A. (2016). Seroprevalence and
parasite load of Toxoplasma gondii in Mexican hairless pig ( Sus scrofa
) tissues from the Southeast of Mexico. Veterinary Parasitology, 229,
45
45–49. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2016.09.016
Ellis, S. L. H., Rodan, I., Carney, H. C., Heath, S., Rochlitz, I., Shearburn,
L. D., … Westropp, J. L. (2013). AAFP and ISFM Feline Environmental
Needs Guidelines. Journal of Feline Medicine and Surgery, 15(3), 219–
230. https://doi.org/10.1177/1098612X13477537
Espinosa, A., Torres, L., Alzate, C., Espinosa, D., Lemus, E., Puyo, D., &
Ramirez, J. (2011). Prevalencia de Toxoplasma gondii en gatos
domésticos del casco urbano del Municipio de Florencia-Caquetá.
Revista Facultad de Ciencias Agropecuarias. Retrieved from
http://webcache.googleusercontent.com/search?q=cache:R7GaRF5_
ElAJ:www.udla.edu.co/revistas/index.php/ciencias-
agropecuarias/article/download/392/389+&cd=1&hl=en&ct=clnk&gl=c
o
Espinosa, G., & Espín, L. (2012). Incidencia de toxoplasmosis en gatos
mediante la prueba de hemoaglutinación indirecta (kit on site toxo igg
/ igm) en el barrio de Solanda de la ciudad de Quito. Retrieved from
http://repositorio.utc.edu.ec/handle/27000/670
Fitzmaurice, S. (2011). Infecciones por protozoos. In Neurologia de
Pequeños Animales (p. 249). Madrid: Elsevier.
Foley, J. (2012). Prevention and Managament of Infectious Diseases in
Multiple-Cat Environments. In Infectious Diseases of the Dog and Cat
(Cuarta, pp. 1130–1135). United States: Elsevier.
Forbes, B., Sahm, D., & Weissfeld, A. (2009). Diagnóstico Microbiológico
(Décimo Seg). Madrid: Médica Panamericana.
García, L. J., Gutierrez, M. A., Correa, D., Luna, H., & Palma, J. M. (2007).
Prevalence of Toxoplasma gondii antibodies and the relation to risk
factors in cats of Colima, Mexico. Journal of Parasitology, 93(6), 1527–
46
1528. https://doi.org/10.1645/GE-1097.1
Gauss, C., Almería, S., Ortuño, A., Garcia, F., & Dubey, J. P. (2003).
Seroprevalencia de los anticuerpos Toxoplasma gondii en gatos
domésticos de Barcelona, España. Journal of Parasitology, 89(5),
1067–1068.
Gómez, J. (2009). Toxoplasmosis: Nuevos Conceptos. Revista Veterinaria
Argentina, 1–6.
Györke, A., Opsteegh, M., Mircea, V., Iovu, A., & Cozma, V. (2011).
Toxoplasma gondii en gatos domésticos rumanos: Evaluación de
pruebas serológicas, epidemiología y factores de riesgo. Medicina
Preventiva Veterinaria, 102, 321–328.
Heiblum, M. (2004). Etología Clínica en Perros y Gatos. Universidad
Nacional Autónoma de México. México.
Illana, A., & Paniagua, D. (2006). Plan de gestión de los gatos en Vitoria-
Gasteiz. Grupo Alavés Para La Defensa Y Estudio de La Naturaleza,
154. Retrieved from
http://www.faunadealava.org/adjuntos/faunadealavaDocumentos/15_
archivo.pdf
Innovative Diagnostics [IDVET]. (2016). Kit ELISA indirecto para la
detección de anticuerpos específicos contra Toxoplasma gondii en
suero, plasma o jugo de carne de múltiples especies, incluidos
rumiantes, porcinos y gatos. Retrieved from http://www.id-
vet.com/produit/id-screen-toxoplasmosis-indirect-multi-species/
Jones, J., Kruszon, D., Wilson, M., McQuillan, G., Nav, T., & McAuley, J.
(2001). Toxoplasma gondii Infection in the United States:
Seroprevalence and Risk. American Journal of Epidemiology, 152.
47
Kamerkar, S., & Davis, P. H. (2012). Toxoplasma on the brain:
Understanding host-pathogen interactions in chronic CNS infection.
Journal of Parasitology Research, 2012.
https://doi.org/10.1155/2012/589295
Kulasena, V. A., Rajapakse, R. P. V. J., Dubey, J. P., Dayawansa, P. N., &
Premawansa, S. (2011). Seroprevalence of Toxoplasma gondii in Cats
from Colombo, Sri Lanka. Journal of Parasitology, 97(1), 152–152.
https://doi.org/10.1645/GE-2640.1
Ladiges, W., DiGiacomo, R., & Yamaguchi, R. (1982). Prevalence of
Toxoplasma gondii antibodies and oocysts in pound-source cats. Diario
de La American Veterinary Medical Association, 180, 1334–1335.
Retrieved from http://europepmc.org/abstract/med/7096176
Lappin, M. (2006). Toxoplasmosis. In Enfermedades Respiratorias en el
Perro y en el Gato (pp. 549–551). Barcelona: Elsevier.
Mayoral, P., Ynaraja, E., & Martínez, A. (1994). Protocolos anestésicos de
utilidad práctica en la clínica del perro y del gato. Protocolos
Anestésicos de Utilidad Práctica En La Clínica Del Perro Y Del Gato.,
14, 91–113.
Mercier, C., & Cesbron-Delauw, M. F. (2015). Toxoplasma secretory
granules: One population or more? Trends in Parasitology, 31(2), 60–
71. https://doi.org/10.1016/j.pt.2014.12.002
Navarro, D. (2015). “ Factores de riesgo asociados a la seroprevalencia de
Toxoplasma gondii en mamíferos de orden carnívora y primate
mantenidos en cautiverio .” Revista Brasileira de Parasitologia
Veterinária. https://doi.org/10.1590/S1984-29612012000100009
Nelson, R. W., & Couto, C. G. (2009). Small animal internal medicine.
China: ELSEVIER.
48
Newbury, S., Blinn, M. K., Bushby, P. A., Barker Cox, C., Dinnage, J. D.,
Griffin, B., … Jeanette O’Quin, Gary J. Patronek, Martha Smith-
Blackmore, M. S. (2010). Guidelines for Standards of Care in Animal
Shelters. The Association of Shelter Veterinarians, 1–67.
Nogami, S., Moritomo, T., Kamata, H., Tamura, Y., Sakai, T., Nakagaki, K.,
& Motoyoshi, S. (1998). Seroprevalence against Toxoplasma gondii in
domiciled cats in Japan. The Journal of Veterinary Medical Science /
the Japanese Society of Veterinary Science, 60(9), 1001–1004.
Ongrádi, J., Balázs, S., & Valéria, K. (2013). Interaction of FIV with
Heterologous Microbes in the Feline AIDS Model. Perspectivas
Actuales En La Infección Por VIH, 480. https://doi.org/10.5772/52767
Ovalle, F., García, A., Thibauth, J., & Lorca, M. (2000). Frecuencia de
anticuerpos anti Toxoplasma gondii en los gatos de la ciudad de
Valdivia, Chile. Boletín Chileno de Parasitología, 55, 3,4.
https://doi.org/http://dx.doi.org/10.4067/SO365-94022000000300012
Pittman, K., & Knoll, L. (2015). Relaciones a largo plazo: la interacción
complicada entre el huésped y las etapas de desarrollo de Toxoplasma
gondii durante las infecciones agudas y crónicas. Microbiology and
Molecular Biology Reviews, 79, 387–401. Retrieved from
http://mmbr.asm.org/content/79/4/387.long
Real Sociedad para la Prevención de la Crueldad hacia los Animales
[RSPCA]. (2009). Guía para el diseño y manejo de un albergue para
animales. Sussex Occidental. Retrieved from http://www.icam-
coalition.org/downloads/Shelter guidelines 28_05_09
spanish_SPANISH.pdf
Rochlitz, I., Podberscek, L., & Broom, D. (2012). Welfare of cats in a
quarantine cattery. The Veterinary Record, 35–39.
49
Rodak, B. (2012). Hematología: fundamentos y aplicaciones clínicas
(Segunda). Buenos Aires: Médica Panamericana.
Sullivan, W. J., & Jeffers, V. (2012). Mechanisms of Toxoplasma gondii
persistence and latency. FEMS Microbiology Reviews, 36(3), 717–733.
https://doi.org/10.1111/j.1574-6976.2011.00305.x
Summers, A. (2007). Common Diseases of Companion Animals. United
States of America: Elsevier.
Thrusfield, M. (2007). Surveys. Veterinary Epidemiology (Third). Great
Britain: Blackwell Publishing.
Troncoso, I., Uribe, P., Arrue, K., Valenzuela, A., & Fischer, C. (2015).
Seroprevalencia de Toxoplasma gondii( Felis catus , Linnaeus 1758 )
residentes en San Carlos , Chile. Rev. Med. Vet, (29), 23–32.
Uribarren, T. (2017). TOXOPLASMOSIS. Retrieved from
http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/parasitologia/toxopl
asmosis.html
Wang, Q., Jiang, W., Chen, Y.-J., Liu, C.-Y., Shi, J., & Li, X. (2012).
Prevalence of Toxoplasma gondii antibodies, circulating antigens and
DNA in stray cats in Shanghai, China. Parasites & Vectors, 5(1), 190.
https://doi.org/10.1186/1756-3305-5-190
50
ANEXOS
ANEXO 1. Encuesta y Ficha clínica
1. ¿Se realiza Test de Sida y Leucemia antes del ingreso de un nuevo gato?
SI___NO___
2. ¿Ha vacunado sus gatos? SI___ NO____. Si su respuesta fue afirmativa, complete
las siguientes opciones:
2.1 ¿Cuáles vacunas tienen sus gatos? Marque con una X, una de las siguientes
opciones:
( ) 1. Triple felina
( ) 2. Rabia
( ) 3. Las dos anteriores
2.2 ¿Hace qué tiempo realizó la última vacunación? Marque con una X, una de las
siguientes opciones:
( ) 1. Menos de un año
( ) 2. Un año
( ) 3. Más de un año
3. ¿Ha desparasitado sus gatos? Contra:
Endoparásitos SI___ NO____. Ectoparásitos SI___ NO____.
Si su respuesta fue afirmativa, complete las siguientes opciones:
3.1 ¿Cuánto tiempo paso desde la última desparasitación? Marque con una X, una
de las siguientes opciones:
ENCUESTA PARA TESIS
“Determinación de anticuerpos dirigidos contra Toxoplasma gondii en
felinos domésticos que viven en gatiles en 6 administraciones zonales del
Distrito Metropolitano de Quito”
Fecha:
Nombre de Propietario u Organización:
Ubicación: Punto GPS:
Teléfono contacto:
e-mail:
A. DATOS DEL GATIL
Tipo de Gatil: Número total de gatos:
51
Endoparásitos.
( ) 1. Menos de tres meses
( ) 2. Entre tres y seis meses
( ) 3. Más de seis meses
Ectoparásitos
( ) 1. Menos de un mes
( ) 2. Tres meses
( ) 3. Más de tres meses
4. ¿Sus gatos están en contacto con?
( ) 1. Perros
( ) 2. Conejos
( ) 3. Aves
5. ¿Sus gatos tienen contacto con él ambiente exterior? SI___ NO____
6. ¿Sus gatos cazan? SI___ NO____
Si su respuesta fue afirmativa, complete las siguientes opciones
6.1 ¿Qué tipo de animales le ha visto cazar?
( ) 1. Pájaros
( ) 2. Ratas
7. ¿Qué alimento consumen sus gatos? Marque con una X, una o más de las
siguientes opciones:
( ) 1. Balanceado ( ) 2. Mixto
8. ¿En qué lugar defecan y orinan sus gatos? Marque con una X, una de las siguientes
opciones:
( ) 1. Arenero
( ) 2. Fuera del gatil
Si su respuesta fue Arenero, complete las siguientes opciones:
8.1 ¿Cuántos areneros tiene el gatil?____________
8.2 ¿Con qué frecuencia realiza la limpieza de los mismos? Marque con una X, una
de las siguientes opciones:
( ) 1. Tres veces a la semana
( ) 2. Una vez a la semana
8.3 ¿Qué desinfectante usa para la limpieza de los areneros?_______________
8.4 ¿Con que frecuencia recoge las heces de su gato?
( ) 1. Dos veces al día
54
( ) 2. Diario
FICHA CLÍNICA POR ANIMAL
Datos Generales
Nombre Sexo
Macho(M)
Hembra(H)
Edad
Joven(<1 año)
Adulto(> 1 año hasta 7 años)
Geronte (>7años)
Origen
Rescatado (R)
Nacido en gatil (N)
Tiempo en gatil
Año (A)
Meses (M)
Semanas (S)
Esterilizado
Si
No
M H Joven Adulto Geronte R N A M S Si No
1
2
3
4
5
Examen Clínico
Temperatura
° C
TLLC
Segundos
FR
lpm
FC
rpm
Ganglios
PCC Campos pulmonares
1
2
3
4
5
Anamnesis
Diarreas Vómitos Apetito Consumo de agua Decaimiento Anomalías en Sistemas
SI NO SI NO
Norm
al
Au
me
nta
do
Dis
min
uid
o
Norm
al
Au
me
nta
do
Dis
min
uid
o Si No
1
2
3
4
5
TLLC tiempo de llenado
capilar
FR frecuencia
respiratoria
FC frecuencia cardíaca
lpm latidos por minuto
rpm respiraciones por
minuto
55
ANEXO 2 Características de las unidades observacionales.
Descripción: a. Felino hogar rural b. Felino hogar urbano c. Felino refugio d. Felino Centro de
Investigación. Fuente: Investigación directa. Elaboración: La Autora
a b
c d
56
ANEXO 3 Protocolo para extracción y procesamiento de muestra de sangre.
Descripción: 1. Felinos en jaulas. 2. Manejo y sujeción del animal. 3. Limpieza y desinfección de
la extremidad anterior y aplicación de torniquete. 4. Toma de muestra sanguínea. 5. Colocación de
sangre en tubo Mini Collect, etiquetado y reposo de la muestra. 6. Muestras centrifugadas a 5000
rpm por 5 minutos. 7. Colocación de los sueros en tubo viales Eppendorf. 8. Etiquetado y
almacenamiento de los sueros. Fuente: Investigación directa. Elaboración: La Autora.
1 2
3 4
5 6
7 8
57
Nota: 1. Distribución de Diluyente 2, Control Positivo, Control Negativo y sueros a analizar en las
microplacas sensibilizadas con el antígeno p30. 2. Incubación de las muestras por 45 minutos a
21°C. 3. Lavado de todos los pocillos 3 veces con 300 µl de la Solución de lavado.4. Distribución
de 100 ul de Conjugado 1X para todos los pocillos. 5. Incubación por 30 minutos a 21 ºC. 6. Lavado
de todos los pocillos 3 veces con 300 µl de la Solución de lavado.7. Distribución de 100 ul de
solución de revelación a todos los pocillos he incubación por 15 minutos a 21°C en la oscuridad. 8.
Se distribuyó 100 µl de Solución de parada a todos los pocillos para detener la reacción. Finalmente
se leyó la densidad óptica 450 nm. Fuente: Investigación directa. Elaboración: La Autora.
1
8
22
2
5
4
7
ANEXO 4 Protocolo para correr la prueba de ELISA Indirecto para determinar
la presencia de IgG dirigidos contra T. gondii (Kit IDVET Screen®)
3
6
58
Descripción: A1 y B1 (color celeste) controles negativos. C1 y D1 (color amarillo) controles positivos.
G8 (suero control verdaderamente positivo). Fuente: Investigación directa. Elaboración: La Autora.
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
AODnc
0.082
0.089
05
Negative
1.008
13
Positive
0.117
21
Negative
0.111
29
Negative
0.120
37
Negative
0.242
45
Negative
0.196
53
Negative
0.087
61
Negative
1.399
69
Positive
1.473
77
Positive
0.127
85
Negative
BODnc
0.075
0.083
06
Negative
0.099
14
Negative
0.087
22
Negative
0.088
30
Negative
0.155
38
Negative
0.121
46
Negative
0.114
54
Negative
0.087
62
Negative
2.861
70
Positive
1.269
78
Positive
0.090
86
Negative
CODpc
1.773
0.084
07
Negative
0.081
15
Negative
0.165
23
Negative
0.114
31
Negative
0.146
39
Negative
0.126
47
Negative
0.480
55
Negative
0.084
63
Negative
2.280
71
Positive
1.116
79
Positive
0.075
87
Negative
DODpc
2.094
0.089
08
Negative
0.076
16
Negative
0.163
24
Negative
0,162
32
Negative
0.143
40
Negative
0.095
48
Negative
2.066
56
Positive
0.115
64
Negative
0.164
72
Negative
0.073
80
Negative
1.254
88
Positive
E0.081
01
Negative
0.077
09
Negative
0.074
17
Negative
0.154
25
Negative
0.090
33
Negative
0.205
41
Negative
0.108
49
Negative
0.105
57
Negative
2.352
65
Positive
0.091
73
Negative
0.068
81
Negative
0.749
89
Negative
F0.080
02
Negative
0.129
10
Negative
0.084
18
Negative
0.097
26
Negative
0.069
34
Negative
0.412
42
Negative
0.125
50
Negative
0.073
58
Negative
0.075
66
Negative
0.071
74
Negative
2.747
82
Positive
0.068
90
Negative
G0.087
03
Negative
0.081
11
Negative
0.083
19
Negative
0.106
27
Negative
0.351
35
Negative
0.290
43
Negative
0.130
51
Negative
0.301
59
Negative
0.086
67
Negative
1.080
75
Positive
0.071
83
Negative
0.143
91
Negative
H0.083
04
Negative
0.076
12
Negative
0.122
20
Negative
0.072
28
Negative
0.085
36
Negative
0.123
44
Negative
0.113
52
Negative
0.067
60
Negative
0.068
68
Negative
1.072
76
Positive
0.082
84
Negative
0.078
92
Negative
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
AODnc
0.071
0.075
97
Negative
0.097
105
Negative
0.078
113
Negative
0.074
121
Negative
1.578
129
Positive
0.517
137
Negative
0.518
145
Negative
BODnc
0.085
0.085
98
Negative
0.079
106
Negative
0.206
114
Negative
0.071
122
Negative
0.094
130
Negative
0.077
138
Negative
2.334
146
Positive
CODpc
1.754
0.078
99
Negative
1.950
107
Positive
0.086
115
Negative
0.078
123
Negative
0.087
131
Negative
0.136
139
Negative
0.127
147
Negative
DODpc
1.565
0.076
100
Negative
0.076
108
Negative
0.119
116
Negative
0.200
124
Negative
1.104
132
Positive
0.311
140
Negative
1.823
148
Positive
E0.107
93
Negative
0.077
101
Negative
0.097
109
Negative
0.095
117
Negative
0.363
125
Negative
0.142
133
Negative
0.087
141
Negative
0.091
149
Negative
F0.075
94
Negative
0.082
102
Negative
1.572
110
Positive
0.096
118
Negative
0.086
126
Negative
0.094
134
Negative
0.088
142
Negative
0.094
150
Negative
G0.110
95
Negative
0.084
103
Negative
1.808
111
Positive
0.120
119
Negative
0.078
127
Negative
1.295
135
Positive
0.083
143
Negative
1.865
151 MRI
Positive
H0.068
96
Negative
0.068
104
Negative
0.062
112
Negative
0.113
120
Negative
0.143
128
Negative
0.085
136
Negative
0.077
144
Negative
0.070
152 BLANCO
Negative
Toxoplasmosis Indirect Multi-species (GB TOXOS-MS/1014)
20170418-GB-TOXOS-MS/1014-000001-1
Toxoplasmosis Indirect Multi-species (GB TOXOS-MS/1014)
20170418-GB-TOXOS-MS/1014-000001-2
ANEXO 5 Resultados de presencia de IgG anti T. gondii obtenidos luego de lectura de la densidad óptica a
450nm.