i
UNIVERSIDAD ESTATAL DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
TESIS
PRESENTADA AL HONORABLE CONSEJO DIRECTIVO COMO REQUISITO
PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:
MÉDICO VETERINARIO Y ZOOTECNISTA
TEMA
IMPLANTACIÓN DE MICROORGANISMOS RUMINALES DE GANADO
Bos indicus (BRAHMAN), EN TERNEROS Bos taurus (HOLSTEIN), DE 10
DÍAS A 6 MESES DE EDAD.
AUTOR
GALO ERNESTO MARTÍNEZ CEPEDA
DIRECTOR DE TESIS:
Dr. OSCAR MACIAS PEÑA
GUAYAQUIL – ECUADOR
2011
ii
La responsabilidad por las ideas,
investigaciones, resultados y conclusiones
sustentadas en ésta tesis corresponden
exclusivamente al autor.
iii
UNIVERSIDAD ESTATAL DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
TESIS
PRESENTADA AL HONORABLE CONSEJO DIRECTIVO COMO REQUISITO
PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:
MÉDICO VETERINARIO Y ZOOTECNISTA
TEMA
IMPLANTACIÓN DE MICROORGANISMOS RUMINALES DE GANADO
Bos indicus (BRAHMAN), EN TERNEROS Bos taurus (HOLSTEIN), DE 10
DÍAS A 6 MESES DE EDAD.
AUTOR
GALO ERNESTO MARTÍNEZ CEPEDA
DIRECTOR DE TESIS:
Dr. OSCAR MACIAS PEÑA
GUAYAQUIL – ECUADOR
2011
iv
DEDICATORIA
Dedico el esfuerzo gastado en este proyecto a mis padres Galo Martínez y Gladys
Cepeda, los cuales me han apoyado incondicionalmente durante todo este proceso.
A mis hermanos Geovanna, Verónica y Bryan Martínez; a Miguel Altamirano (+) ya
que con sus sabios consejos, me inculcaron a seguir siempre adelante con mis
estudios a pesar de estar lejos de mis seres queridos.
A todos ellos les agradezco con infinito amor y les dedico cada uno de mis logros.
Galo Ernesto Martínez Cepeda
v
AGRADECIMIENTO
Agradezco en primer lugar a Dios por ser mi guía, llenarme de bendiciones y
sabiduría día a día, a mis queridos padres pilares fundamentales en mi vida, gracias a
su sacrificio, paciencia, comprensión y amor, hermanos, familiares y amigos por su
infinito apoyo en el transcurso de la vida universitaria fueron incondicionales para
culminar mi carrera.
Mi profundo agradecimiento al Instituto Nacional de Higiene “Leopoldo Izquieta
Pérez”; sede Santo Domingo de los Tsáchilas por haberme colaborado con talento
humano y equipos de Laboratorio, al Dr. Oscar Macías Director de Tesis, agradezco
su guía tiempo y dedicación que brindo al proyecto de forma ética y profesional. Al
Biólogo Antonio Freire y Dra. María de Lourdes Salazar por su gran colaboración en
la revisión y solución de problemas durante el trayecto del mismo.
Mi más grande gratitud a todos quienes sin dudar confiaron en mí y brindaron sus
conocimientos, consejos, amistad dentro y fuera de aulas.
Galo Ernesto Martínez Cepeda
vi
CERTIFICACIÓN
Certifico que el presente Proyecto “Implantación de microorganismos ruminales de
ganado bos indicus (Brahman), en terneros bos taurus (Holstein), de 10 días a 6
meses de edad”, fue realizado en su totalidad por el Sr. Galo Ernesto Martínez
Cepeda, como requerimiento parcial para la obtención del título de Médico
Veterinario y Zootecnista.
Guayaquil, Julio 2011
____________________
Dr. Oscar Macías
PRESIDENTE
____________________
Dr. Alfredo Mite
EXAMINADOR PRINCIPAL
____________________
Dr. Julio Decker
EXAMINADOR PRINCIPAL
____________________
Dr. Mauro Loor
EXAMINADOR SUPLENTE
7
ÍNDICE
Capítulos Páginas
INTRODUCCIÓN………………………………………………………..1
I. OBJETIVOS……..…………………………………………………….…5
A. Objetivo General ……………………………………….…….5
B. Objetivos Específicos …….……………………….………….5
II. MARCO TEÓRICO…………..………………………………………….6
A. Microorganismos ruminales de los bovinos……………………6
B. Factores que influyen en la microbiota ruminal………………12
C. Fisiología Digestiva del Adulto…………………………….…20
D. Digestión Ruminal………………………………………….....32
III. HIPÓTESIS ……………………………………………………………48
IV. MATERIALES Y MÉTODOS ………………...……………………….49
A. Localización del ensayo ...……….………………...……………49
B. Materiales utilizados en el ensayo ………………..…………… 50
C. Metodología del Trabajo …...……….…………………………54
a. Del esparcimiento ...…...………………………54
8
b. Población o Muestra ……..……………………..54
c. Desarrollo Experimental …..…..………………..55
d. Formas de recopilar datos ...…………………… 57
e. Recolección de Datos …….....……………….… 58
f. Diseño Experimental ..…..……...………………59
V. RESULTADOS EXPERIMENTALES …….………...………..……….61
A. EVALUACIÓN DEL AUMENTO DE LA CONVERSIÓN
ALIMENTICIA Y GANANCIA DE PESO………...………………61
B. AMINORACIÓN DE LA INCIDENCIA DE DIARREAS
CAUSADAS POR PATÓGENOS DE LA ZONA DE SANTO
DOMINGO DE LOS TSÁCHILAS…………..……………………69
C. ANÁLISIS DE LA PRODUCCIÓN DE LEUCOCITOS DE LOS
BOVINOS, MEJORANDO LAS DEFENSAS DEL SISTEMA
INMUNITARIO……………………………………………………72
D. IDENTIFICACIÓN DE LA EDAD IDÓNEA PARA LA
IMPLANTACIÓN DE FLORA RUMINAL EN TERNEROS DE
RAZAS LECHERAS DE LA ZONA DE SANTO DOMINGO DE
LOS TSÁCHILAS…………………………………………………..75
E. ANÁLISIS DEL TIEMPO MÁXIMO DE PREVALENCIA DE UN
CULTIVO DE MICROORGANISMOS RUMINALES,
ELABORADO DE FORMA ARTESANAL…………..………..…..83
VI. CONCLUCIONES Y DISCUSIÓN……………...……………………..84
9
A. CONCLUCIONES……………………………………………..……84
B. DISCUSIÓN………………………………………………………..86
VII. RECOMENDACIONES .….……………………………………………88
VIII. RESÚMEN……………………………………. ……………………….89
IX. BIBLIOGRAFÍA ………………………………...………………..……91
X. ANEXOS………………………………………………………………..95
10
INTRODUCCIÓN
En la actualidad en el mundo todos los productores de ganado bovino buscan el
máximo rendimiento de sus animales en producción, ya sean estos destinados para la
producción de leche o de carne.
La magnificación de la producción en las haciendas ganaderas por lo general va
de la mano de la cantidad de animales y del espacio físico que la misma tenga. Pero
en sí, ¿Que hace que un animal produzca más? ¿Es la alimentación?, claro que sí,
todo animal bien alimentado y con una dieta de alta producción, sumándole su buena
genética, elevara su índice de producción al máximo de su capacidad.
¿Pero que hace que esa alimentación sea aprovechada al máximo?, por lo
general son desapercibidos, pero no por eso, dejan de ser importantes. Las bacterias,
protozoarios y hongos que se encuentran en la fauna ruminal de los bovinos son
sumamente importantes ya que ellas son las encargadas de desdoblar los
carbohidratos, lactato, grasas, proteínas, metano y urea.
El ganado bovino al ser un rumiante necesita estrictamente la ayuda de
microorganismos para la digestión del alimento que estos ingieran; los bovinos al
nacer, no poseen la capacidad de un rumiante adulto, ya que la misma es obtenida a
través del tiempo en su etapa de crecimiento, específicamente desde la tercera a sexta
semana de edad, que empiezan a comer pequeñas cantidades de pasto, en el cual
también de forma involuntaria empiezan a ingerir las bacterias, protozoarios y
hongos que a futuro poblarán el rumen.
11
Los animales jóvenes representan uno de los mayores problemas en las
explotaciones ganaderas, pues en este momento es cuando se deben sentar las bases
para su correcto crecimiento, porque es la etapa más delicada de su desarrollo.
A los problemas que tiene este periodo de crecimiento en los bovinos,
específicamente en los terneros, se añade el desarrollo de las porciones anteriores y
posteriores del aparato digestivo, hasta lograr las dimensiones y proporciones que
tendrán en su vida adulta. Esto produce un gran número de cambios anatómicos y
fisiológicos de todos los divertículos gástricos.
Así la capacidad del rumen (Divertículo Ruminal) frente al abomaso (Divertículo
Ruminal) aumenta, más de veinte veces desde el nacimiento hasta la sexta semana de
vida. Sin embargo, el desarrollo anatómico que sucede con la edad tiene poco efecto
sobre el desarrollo de las papilas Ruminales y por lo tanto, la función principal del
retículo rumen, que es la encargada de la absorción de nutrientes, principalmente de
AGV’s (Ácidos Grasos Volátiles) que aportan el mayor porcentaje energético para
los animales.
El ganado en áreas tropicales es por lo general Bos indicus ya que son más
rústicos, resistentes a las inclemencias del clima y a la escases de alimento, son
animales que con el pasar de los años se han adaptado a sacar el máximo de
provecho de los alimentos que estos ingieren, hablando prácticamente el ganado de
raza Brahman, son los animales que mejor se han adaptado a la zona del litoral
ecuatoriano; partiendo de esta idea, el presente trabajo está enfocado en el estudio de
la flora ruminal de los rumiantes del litoral específicamente de la zona de Daule, para
ser aplicada en bovinos Bos taurus de la raza Holstein de la zona de Santo Domingo
de los Tsáchilas, los cuales son animales que por lo general no tienen carestía de
12
alimento, ya que la zona provee del mismo durante todo el año gracias a su buen
clima y características geográficas.
Los microorganismos ruminales vivos, al ser introducidos en el tracto digestivo
mejoran las condiciones y la eficiencia de la microflora. En el caso particular de los
rumiantes, las bacterias del rumen descomponen los alimentos y extraen de ellos los
nutrientes necesarios para desarrollar los procesos fisiológicos.
Los rumiantes se caracterizan por poseer la capacidad para alimentarse de los
pastos y forrajes, esta característica se basa en la posibilidad de poder degradar los
carbohidratos estructurales del forraje, como celulosa, hemicelulosa y pectina, que
son poco digestibles.
La digestión del alimento se realiza mayoritariamente por digestión fermentativa
y no por acción de enzimas digestivas. Los procesos fermentativos son realizados por
diferentes tipos de microorganismos, a los que los rumiantes alojan en sus
divertículos estomacales. Por esta razón debemos de tener presente que al alimentar a
los rumiantes, primero estamos alimentando a los microorganismos Ruminales, y
para su buen desarrollo, tiene que haber un medio Ruminal favorable para ellos; de
esta forma hay una simbiosis entre bacterias y el animal.
Es posible mejorar la alimentación de los rumiantes mediante la utilización de
pastos y forrajes, además del uso de residuos de cosecha como arroz (Alta
producción en la zona de Daule), yuca, maíz, que son desperdiciados en las fincas;
igualmente forrajes como caña de azúcar, guandul y otras leguminosas que son
alimentos ricos en nutrientes.
13
Una vez que se haya cumplido con el requisito de “llenar” al animal, es decir
cuando este ha comido el alimento más voluminoso, que también es el menos
nutritivo, se podrá mejorar la calidad, usando pequeñas cantidades de subproductos
de origen vegetal como salvado de arroz o semilla de algodón, que van a ayudar a
los animales a aumentar la producción de leche y carne, y mantener o ganar peso
vivo y mejorar la reproducción, aun en las épocas críticas, a un costo que mejore las
utilidades al productor.
I. OBJETIVOS
1.1 OBJETIVO GENERAL:
14
1.1.1. Comprobar que los microorganismos de la flora ruminal del
ganado de la zona de Daule, tienen mejor capacidad
desdobladora y sintetizadora de los alimentos, que los
microorganismos de los bovinos de la zona de Santo Domingo
de los Tsáchilas.
1.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS:
1.2.1. Evaluar el aumento de la conversión alimenticia y ganancia de
peso.
1.2.2. Aminorar la incidencia de diarreas causadas por patógenos de
la zona de Santo Domingo de los Tsáchilas.
1.2.3. Favorecer la producción de leucocitos de los bovinos,
mejorando las defensas del sistema inmunitario.
OTROS OBJETIVOS OBTENIDOS:
1.2.4. Identificar la edad idónea para la implantación de Flora
Ruminal en Terneros de Razas Lecheras de la Zona de Santo
Domingo de los Tsáchilas.
1.2.5. Establecer el tiempo máximo de prevalencia de un Cultivo de
Microorganismos Ruminales, elaborado de forma Artesanal.
II. MARCO TEÓRICO
2.1. MICROORGANISMOS RUMINALES DE LOS BOVINOS
BACTERIAS
15
Las bacterias son microorganismos unicelulares (procariotas) sin núcleo definido
y pared celular formada por peptidoglicanos. Las bacterias son los microorganismos
más abundantes en el complejo retículo-rumen. Existen alrededor de 10 billones de
células bacterianas por gramo de contenido ruminal y alrededor de 200 especies que
son responsables de la mayor degradación de las nutrientes de los alimentos. En el
complejo retículo-rumen las bacterias se clasifican por su forma o afinidad por el
sustrato.5
Las bacterias son responsables de hidrolizar o degradar las macromoléculas que
componen los sustratos presentes en los alimentos, como celulosa, hemicelulosa,
almidón, grasas / aceites, y pectina. El producto final de la fermentación de los
carbohidratos lo son mayormente ácidos grasos volátiles (AGV’S, acético,
propiónico y butírico) los cuales representan la principal fuente de energía para el
rumiante. Después de su producción en el rumen los AGV’S son absorbidos a través
de la pared ruminal y transportados al hígado, órgano donde se metabolizan o son
distribuidos a los diferentes tejidos del cuerpo (tejido adiposo, tejido muscular,
glándula mamaria). De la degradación de proteínas y otros compuestos nitrogenados
las bacterias ruminales producen amoníaco que es utilizado por los mismos
microorganismos para producir proteína microbiana. El exceso de amoníaco es
absorbido a través de las paredes del rumen y convertido en urea en el hígado. Parte
de la urea se recicla a través de la saliva, mientras que el exceso de la misma se
transporta al riñón y es eliminado por la orina.17 Durante la degradación de proteínas
16
y carbohidratos en el retículo-rumen las bacterias también producen como resultado
de su metabolismo calor y gases (CO2, CH4) que representan una pérdida energética
para el animal. La degradación de lípidos (grasas y aceites) en el complejo retículo-
rumen incluye la lipólisis (hidrólisis de la molécula formada por glicerol y ácidos
grasos) y el proceso de biohidrogenación o biosaturación, en que los ácidos grasos no
saturados (presentes en grasas blandas) se transforman en saturados (presente en
grasas duras), lo que explica la dureza de la grasa corporal del rumiante.6
PROTOZOARIOS
Los protozoarios son microorganismos unicelulares (eucariotas), pertenecientes
al reino Protista, que tienen cilios como medio de locomoción.
Como parte de la microflora ruminal están los protozoarios, microorganismos
simples, microscópicos (15 a 250 μm de largo y 10 a 200 μm de ancho),
predominantemente unicelulares y con núcleo diferenciado. En el complejo retículo-
17
rumen se pueden encontrar hasta un millón de protozoarios suspendidos por mililitro
de líquido ruminal, lo cual puede representar hasta un 50 % de la biomasa ruminal.
Los protozoarios participan en el proceso de fermentación en el complejo retículo-
rumen utilizando mayormente sus cilios como medio de locomoción y el mecanismo
de adhesión para la degradación de sustratos. La clasificación de los protozoarios
ruminales también se basa en su morfología y su afinidad al sustrato que degradan
(localización de cilios, celulolíticos, amilolíticos, proteolíticos).2
Del mismo modo que las bacterias, los protozoarios participan activamente en la
degradación de celulosa y sus derivados, hemicelulosa, almidón y proteínas. La
actividad amilolítica es de gran importancia para estos organismos. Los protozoarios
digieren el almidón y como producto final del metabolismo producen ácidos grasos
volátiles, lactato, formato, H2 y CO2. Por otro lado tienden a tener una actividad
indirecta sobre la celulosa, ya que degradan con mayor facilidad los derivados de
ésta. Además, utilizan la proteína suspendida en el líquido ruminal para producir
amoníaco, que las bacterias degradadoras de celulosa utilizan como fuente de
18
nitrógeno para su crecimiento. La presencia de los protozoarios (microfauna) en el
retículo rumen se asocia tanto con ventajas como desventajas para el ecosistema
microbial, en comparación con una situación de bacterias (microflora) únicamente.10
HONGOS
Los hongos son microorganismos eucariotas, heterótrofos que poseen paredes
celulares engrosadas con quitina.
La microflora ruminal cuenta también con hongos microscópicos que ayudan en
la digestión de los alimentos. Se clasifican dentro del Fylum Chytridomicota del
reino Fungae. Los hongos fueron el último tipo de microorganismo ruminal en ser
descubierto por lo que su modo de acción para hidrolizar las partículas de alimento
no está bien documentado.20 Los hongos ruminales constituyen alrededor del 8% de
la biomasa microbiana y se estima que la población de zoosporas tiene una densidad
de 10.000 - 1.000.000 de células por mililitro. Se han identificado 6 géneros en el
retículo rumen. En su fase móvil (zoospora) estos microorganismos se reconocen por
la presencia de un flagelo (Figura A) que los ayuda a desplazarse en el líquido
ruminal hasta llegar a una partícula de alimento. Una vez en contacto con el alimento
los hongos se enquistan (Figura B) formando un rizoide ramificado (Figura C) que
penetran y debilitan la pared celular de la partícula de forraje. A partir de este
19
momento comienza la formación de su fase vegetativa no móvil (esporangio), que
produce nuevos zoosporas (Figura D). 3
IMPORTANCIA DE LOS HONGOS DEL RUMEN
A pesar que las bacterias y los protozoarios están presentes en mayor cantidad y
son responsables de la mayor parte de la degradación de los alimentos, los hongos
tienen importancia en la digestión de los alimentos fibrosos durante las primeras 5
horas después de consumidos. Los hongos del rumen producen un complejo
enzimático capaz de degradar la fibra al igual o mejor que las principales bacterias
celulolíticas, incluso siendo capaz de disolver parte de la lignina. Según los
científicos, la función principal de los hongos es debilitar las estructuras de algunos
20
tejidos de la planta incrementando la superficie disponible para la digestión
bacteriana, mejorando así la efectividad de la rumia y degradabilidad de la fibra.
En términos prácticos, ciertos cultivos de levaduras (forma de hongos) se
utilizan como aditivos comerciales para mejorar la fermentación ruminal. Estos se
designan “Direct Fed Microbes” o “microorganismos alimentados directamente” y se
les asocia con capacidad fibrolítica o degradativa de paredes celulares (e.i. celulosa,
hemicelulosa), siendo Saccharomyce cerevisiae y Aspergillus niger las levaduras
más utilizadas para este propósito. 9
21
2.2. FACTORES QUE INFLUYEN EN EL EQUILIBRIO DE LA
MICROBIOTA RUMINAL.14
22
FISIOLOGÍA RUMINAL DE UN TERNERO
El ternero nace con su aparato digestivo adaptado a una dieta láctea, y por lo
tanto, propia de un no-rumiante. Por esta razón los DE, no funcionales, son pequeños
al nacimiento y el cierre de la gotera esofágica desvía la leche directamente al
abomaso. La gotera esofágica es una estructura anatómica que conecta el esófago con
el abomaso. Bajo condiciones normales de alimentación los DE se van desarrollando
mientras se hacen funcionales (Tabla 1).1
Tabla 1 - Capacidades relativas de las divisiones del estómago del ternero en
función de la edad, expresadas como porcentaje de la capacidad gástrica total.
El desarrollo de los DE suele dividirse en tres períodos:
1- Entre el nacimiento y las tres semanas de vida. El animal es “lactante”, posee
sólo capacidad de digerir leche y depende de la absorción intestinal de glucosa para
mantener un valor de glucemia, que es semejante al de un no rumiante (alrededor de
1 gr/l).
2- Entre las tres y las ocho semanas de vida. Es un “período de transición” durante
el cual el animal comienza a ingerir pequeñas cantidades de alimento sólido y se van
desarrollando gradualmente los DE. Los valores de glucemia comienzan a disminuir
23
mientras aumenta la concentración plasmática de ácidos grasos volátiles (AGV),
especialmente acetato (C2), propionato (C3) y butirato (C4).
3- A partir de las ocho semanas de vida. Los DE están bien desarrollados y permiten
una digestión fermentativa propia del “rumiante adulto”.
I - Fisiología digestiva del lactante
Como se menciono anteriormente el ternero nace con la capacidad de digerir
leche y sólo por métodos enzimáticos y no fermentativos. Por esta razón los DE no
son funcionales durante esta etapa. La leche pasa directamente desde el esófago al
abomaso gracias al cierre de la gotera esofágica.13
APORTE DE LA LECHE PARA NUTRIR AL LACTANTE
La leche posee una cantidad relativamente constante de lactosa (alrededor del
4,5 %), y concentraciones más variables de proteínas (entre 3 y 4,5 %) y grasa (entre
3 y 5 %), que varían principalmente por diferencias entre razas o por el momento de
la lactancia. El agua y los electrolitos completan su composición. La lactosa es un
disacárido formado por glucosa y galactosa. Las proteínas de la leche incluyen a las
caseínas en un 80 %, mientras que el resto son alfa y beta albuminas, betaglobulinas.
Los ácidos grasos representan el principal componente de la grasa, y son liberados
principalmente como triglicéridos y secundariamente como fosfolípidos y ácidos
grasos libres.
El cierre de la gotera esofágica es responsable del comportamiento digestivo del
neonato.
La gotera esofágica es una invaginación, a manera de canal, que atraviesa la
pared del retículo, extendiéndose desde la desembocadura del esófago hasta el
orificio retículo-omasal. Al ser estimulada, los músculos de sus labios se cierran
24
creando un canal casi perfecto que conecta el cardias con el canal omasal, y de este
modo el calostro o la leche no caen al retículo-rumen donde causarían
fermentaciones indeseadas, sino que llegan directamente al abomaso donde se inicia
su digestión.
El cierre de la gotera esofágica responde a un arco reflejo que se origina en
respuesta a estímulos centrales y periféricos. El acto de succionar la mama o la
mamadera, o aún el observar la mamadera o la preparación del alimento, inician este
reflejo. Por otro lado existen receptores en la faringe que responden a los
componentes químicos de la leche, como lactosa, proteínas y minerales, y a su
temperatura. Dichos estímulos son transmitidos al centro bulbar especialmente por el
nervio trigémino.
Las fibras eferentes son vagales y actúan estimulando los labios de la gotera e
inhibiendo la motilidad de los divertículos. Recientemente se ha demostrado que
durante el mamado se libera polipéptido intestinal vasoactivo (PIV) que relaja el
esfínter retículo-omasal. La distensión abomasal inhibe el reflejo de contracción de la
gotera esofágica. La adrenalina, que actúa relajando la musculatura de la gotera,
también inhibe el reflejo de cierre. Estos factores deben tenerse en cuenta en la
alimentación artificial de los terneros, a fin de evitar el suministro de una cantidad
excesiva de leche, o de hacerlo bajo condiciones estresantes, que provoquen el pasaje
de leche al retículo-rumen.
El reflejo de cierre de la gotera esofágica, propio del lactante, se va perdiendo
con el desarrollo del rumiante. Sin embargo ciertos factores pueden estimularlo en el
adulto. Uno de ellos es la hormona antidiurética (ADH), liberada desde la
neurohipófisis en respuesta a la deshidratación o al aumento de la osmolaridad del
plasma. Esto se debería a que, ante la necesidad de incorporar agua rápidamente al
25
organismo, la ADH estimula el reflejo para que el agua llegue directamente al
duodeno donde será absorbida. Estimulan también este reflejo en animales adultos
las soluciones salinas de sodio en bovinos o de sulfato de cobre en ovinos.
A nivel abomasal la leche se coagula, reteniendo caseína y triglicéridos.
El ternero obtiene la leche por succión de la mama. Este acto asegura un
adecuado cierre reflejo de la gotera esofágica. En cada toma de leche consume
alrededor de 200 ml y lo repite 10 a 15 veces por día. En el abomaso la leche se
coagula en pocos minutos por acción de la enzima renina, fermento lab o cuajo. La
renina genera el coágulo al convertir la caseína soluble en una red de paracaseinato
de calcio, que a su vez retiene los glóbulos grasos. Este coágulo se retrae en pocos
minutos y segrega una serie de componentes que representan el "suero de la leche".
Este suero vehiculiza la lactosa y las proteínas solubles hacia el intestino. La lactosa
es degradada en glucosa y galactosa por una lactasa ubicada en los enterocitos y
luego absorbida. El enterocito posee también peptidasas que degradan las proteínas
menores que ingresan con el suero de leche y algunas de menor peso molecular son
absorbidas sin degradación previa. Esto demuestra la existencia de una buena
actividad digestiva intestinal de mucosa, que se contrapone a la baja capacidad
secretoria del páncreas y del hígado, lo cual reduce la capacidad proteolítica y
lipolítica en el lumen intestinal. Esta situación remarca la importancia de la
coagulación y retención de la caseína y los triglicéridos en el abomaso, ya que si
ambos componentes de la leche pasaran al intestino no sólo no serían bien digeridos
sino que además, y en consecuencia, generarían un arrastre osmótico de agua.
El coagulo retenido sufre la acción proteolítica de la renina que lentamente va
liberando péptidos que pasan al abomaso y siguen la citada digestión de mucosa. La
actividad lipolítica recae en la lipasa salival que libera principalmente
monoglicéridos y ácidos grasos libres que serán absorbidos por los enterocitos. Cada
26
coágulo tarda alrededor de 12 hs en ser completamente degradado, por lo cual en
abomaso coexisten coágulos de diferente tamaño.
El calostro posee componentes no nutricionales que complementan la
composición de la leche al momento del parto
El calostro es la primera secreción láctea de la madre. Posee componentes
nutricionales semejantes a la leche, aunque más concentrados, pero agrega otros no
nutricionales de vital importancia. Se destacan las inmunoglobulinas que representan
la principal fuente de transferencia pasiva de inmunidad desde la madre, ya que la vía
placentaria es de menor importancia en el rumiante. La capacidad del intestino de
absorber las inmunoglobulinas se pierde gradualmente durante el primer día de vida,
por lo cual resulta vital el consumo de calostro apenas nace el ternero (Tabla 2).
Tabla 2: Variación de porcentual de inmunoglobulinas (Ig) en plasma en función del
tiempo que tarda el ternero en tomar calostro por primera vez.
FISIOLOGÍA DIGESTIVA DURANTE EL PERÍODO DE TRANSICIÓN DE
LACTANTE A RUMIANTE
La transición de lactante a rumiante implica para el ternero una serie de pasos
adaptativos. Estos incluyen cambios en la morfología y funcionalidad del aparato
digestivo, el desarrollo de la flora microbiana normal y también cambios
metabólicos.
27
El desarrollo del aparato digestivo es variable y depende del tipo de dieta. Los
valores de la (Tabla 1) corresponden a terneros con acceso a alimento sólido, sin
embargo si el animal se mantiene con una dieta exclusivamente líquida llega a las 13
semanas de vida, o aun más, con sus DE aún rudimentarios, de modo que el abomaso
representa aún el 30 % de la capacidad gástrica total. Esto remarca la importancia
que posee la estructura física del alimento como estímulo para el desarrollo de la
capacidad relativa del retículo-rumen y de su pared muscular. A modo de ejemplo, la
capacidad de un bovino de 13 semanas alimentado con forraje es de 42 litros,
mientras que uno de la misma edad alimentado con concentrado es de 30 litros
solamente. El desarrollo de las papilas ruminales depende en cambio de la
concentración de AGV, como mecanismo adaptativo para aumentar la superficie para
su absorción (Figura 1) 16
El ternero nace con una flora bacteriana que se desarrolla junto con la
funcionalidad de los DE. Durante la primera semana pueden encontrase en los DE
primitivos bacterias celulolíticas, y durante las tres primeras semanas aumenta la
flora productora de lactato, y recién hacia la sexta semana están presentes todas las
especies propias del adulto. La flora intestinal también cambia pero dependiendo del
calostrado, ya que predominan antes especies como E. coli, Streptococos y
Clostridium welchii, mientras que luego del calostrado predominan los lactobacilos.
28
El desarrollo inicial de flora lactogénica en el rumen se debe al escape esporádico de
leche desde la gotera esofágica, que propicia temporales descensos de pH en un
rumen totalmente involucionado. Esto retrasa el establecimiento de los protozoos que
son muy sensibles al pH ácido. Por esta razón los protozoos tardan semanas en
establecerse, y a diferencia de las bacterias necesitan del "contagio" desde otro
adulto, situación que se genera especialmente por el consumo de agua o alimento
contaminado. Si este contagio no ocurre, los rumiantes pueden vivir años sin
desarrollar su fauna ruminal.
La capacidad de rumiar también aumenta, desde 3 períodos diarios de 15
minutos cada uno a las dos semanas de vida asciende a 12 por día de 23 minutos a las
5 semanas y adquiere la capacidad total recién a los tres meses. La masticación se
hace a su vez más efectiva, disminuyendo el tamaño de cada bolo pero aumentando
el número de bolos masticados, de menor tamaño y con mayor fuerza de masticación.
Desde el punto de vista metabólico la principal fuente energética que se absorbe
pasa de ser la glucosa a los AGV, lo cual genera cambios metabólicos que incluyen
una activa gluconeogénesis y la alternativa de emplear acetato directamente como
fuente energética o cetogénica. 15
2.3. FISIOLOGÍA DIGESTIVA DEL ADULTO
ACCION MECANICA DEL ESTOMAGO DE LOS RUMIANTES
Para poder mantener la homeostasis del medio ruminal los divertículos
estomacales requieren de una delicada regulación de su motilidad.7
29
La digestión fermentativa depende del normal desarrollo de los microorganismos
que la realizan. Por esta razón, el rumiante crea y mantiene a nivel retículo-ruminal
las condiciones ideales para su crecimiento y multiplicación, convirtiéndose en un
“gigantesco medio de cultivo líquido”. Las condiciones retículo-ruminales para el
desarrollo de los microorganismos incluyen: aporte de nutrientes, anaerobiosis, pH,
presión osmótica, temperatura, fácil acceso de los microorganismos al alimento y
eliminación de los productos de desecho de este sistema.8
Aporte de nutrientes. Debe tenerse en cuenta que la nutrición del rumiante
depende de la nutrición de su micropoblación ruminal. Esta degrada parcial o
totalmente los componentes de la dieta, por lo cual puede aceptarse que en realidad
se está alimentando al rumen para que luego éste alimente al rumiante.
Anaerobiosis. El metabolismo anaerobio de los microorganismos ruminales es el
factor responsable de la simbiosis con el rumiante. Al no utilizar oxígeno los
microorganismos ruminales dependen de la vía glucolítica para la obtención de
energía. Para comprender este punto puede ser necesario repasar las vías metabólicas
que le permiten a una célula aerobia obtener energía del alimento. Por la vía
glucolítica a partir de glucosa (686 Kcal/mol) se obtienen 2 ATP (14.6 Kcal/mol),
NADH + H+
(que originará 3 ATP en cadena respiratoria) y piruvato (que aún
conserva el 93 % de la energía de la glucosa). El piruvato es convertido en acetil-
CoA, que ingresa al ciclo de Krebs para producir energía, generando como productos
finales de la cadena respiratoria CO2
y agua, los cuales ya no poseen energía que
aportar. Vale decir que si los microorganismos ruminales tuvieran un metabolismo
aerobio consumirían toda la energía que posee esa glucosa. Al no poder utilizar el
oxígeno, obtienen energía sólo de la producción de ATP durante la vía glucolítica,
dejando como productos finales de su metabolismo NADH + H+
, que al no existir
30
cadena respiratoria no puede aportar energía, y piruvato, que debido a las diferencias
en las vías metabólicas microbianas, es convertido en otros ácidos de cadena corta,
como el acetato, el propionato y el butirato. Estos AGV, que como ocurre con el
piruvato conservan gran parte de la energía de la glucosa, si bien son productos de
desecho para los microorganismos representan la principal fuente energética para el
rumiante.
pH. Cada microorganismo posee un rango de pH óptimo para desarrollarse. La
flora normal del rumen desarrolla en un rango de pH de 5,5 a 6,9. Fuera de éste, el
pH extremo favorece el desarrollo de otros microorganismos que alteran el patrón
metabólico del rumen y enferman al rumiante. La cantidad de H+
producido va a
depender del tipo de dieta y el tipo de microorganismo que fermente dicho nutriente.
Lo cual determinara también la “eficiencia” de ese alimento debido a la producción
de metano y tipo de AGV. Esto se explicar con más detalle en la parte de regulación
del pH.
Presión osmótica. El contenido ruminal mantiene una presión osmótica
semejante a la tisular (alrededor de 300 miliosmoles/litro), para evitar pérdidas
desmedidas de agua desde el líquido intersticial hacia el rumen o viceversa.
Usualmente la presión osmótica se mantiene en 280 mOsm/l incrementándose en el
período post-prandial por la mayor producción de AGV.
Temperatura. Es otro de los factores que condicionan el desarrollo bacteriano.
Producto de las reacciones químicas dentro del rumen y de la regulación
homeotérmica del rumiante, la temperatura ruminal se mantiene entre 38 y 42 °C.
31
Fácil acceso del microorganismo al alimento. El sustrato estará disponible para
el microorganismo cuando se incorpore al medio líquido, lo que explica porqué los
componentes solubles del alimento son los primeros en estar disponibles y ser
atacados por los microorganismos. Los componentes insolubles deberán ser
triturados hasta tener un tamaño lo suficientemente pequeño como para humectarse e
incorporarse al medio líquido ruminal, permitiendo que los microorganismos de la
fase líquida del contenido ruminal tengan acceso a estos sustratos.
Eliminación de los productos de desecho del metabolismo ruminal (AGV,
gases y alimento no digerido). Los AGV e H+
deben ser retirados del rumen, de otro
modo su acumulación excesiva aumentaría la presión osmótica y disminuiría el pH a
valores nocivos. Los AGV son retirados por absorción a través de las paredes del
rumen. Y el H+
es eliminado tras la formación de metano. Un bovino produce
diariamente cientos de litros de gas, especialmente CO2
y metano, que deben ser
eliminados por eructación. La fracción de la dieta que no pudo ser digerida debe
continuar su tránsito por el aparato digestivo. La tasa de pasaje del contenido ruminal
varía dependiendo de la dieta. El tiempo medio de retención en el retículo-rumen
varía de 10 a 24 horas para el agua y los elementos solubles (en esta categoría se
incluyen los microorganismos), mientras que aquellos insolubles de alta o baja
digestibilidad poseen una vida media aproximada en el rumen de 30 y 50 hs
respectivamente. Aunque, si el material posee alto contenido de lignina, la cual no es
degradable por las bacterias, el pasaje se acelera. De esa forma se vacía el rumen,
teniendo posibilidad del ingreso de nuevos alimentos. El flujo de microorganismos,
junto al alimento no digerido hacia el abomaso, evita la sobrepoblación ruminal.
Para poder cumplir las funciones mencionadas, de las cuales depende la
actividad fermentativa y en consecuencia la propia nutrición del rumiante, los DE
poseen una actividad motora controlada. Este control lo realiza un centro nervioso
32
ubicado en el núcleo vagal, en dorsal del tallo cerebral (bulbo raquídeo). Este centro
recibe información de receptores ubicados en los DE, encargados de controlar los
parámetros ruminales más importantes. Estos incluyen:
a) Receptores de estiramiento: Informan sobre el tamaño o grado de distensión
del rumen. Consisten en terminaciones nerviosas ramificadas en la pared retículo-
ruminal que se estimulan al distenderse y ocasionan un aumento de las contracciones
ruminales y de la rumia. Esta respuesta tiene como fin estimular el mezclado, la
disgregación del contenido y especialmente la progresión de éste hacia el abomaso.
Sin embargo cuando el grado de distensión es excesivo, como ocurre durante el
timpanismo (distensión del retículo-rumen por incapacidad para evacuar los gases
por eructación), se detiene la actividad ruminal (atonía).
b) Receptores de tensión: Ubicados especialmente en los pilares, captan la
resistencia para introducirse en el estrato sólido del contenido ruminal e informan
sobre su consistencia. Esta depende de la dieta, de modo que cuando el rumiante
consume principalmente material fibroso, como pasto seco por ejemplo, se forma un
grueso estrato sólido y de alta resistencia al mezclado, que estimula estos receptores
ocasionando un aumento de la motilidad retículo-ruminal y de la rumia.
c) Receptores de pH: La continua producción de AGV hace que el pH ruminal
sea normalmente ácido. Dentro del rango fisiológico (5,5 a 6,9) a medida que el pH
desciende se incrementa la motilidad ruminal, lo cual favorece el mezclado y por lo
tanto la absorción de los AGV, que al abandonar el retículo-rumen permiten que el
pH vuelva a elevarse. Sin embargo, cuando el pH abandona el rango normal la
depresión motora es grave, con atonía ruminal a pH superior a 7 e inferior a 5.
d) Receptores de presión osmótica: Aunque con menor sensibilidad que para el
pH los DE responden a cambios en la presión osmótica. Los aumentos moderados
estimulan la motilidad, sin embargo cuando el aumento es excesivo el retículo-rumen
responde con una disminución en la motilidad y finalmente atonía.
33
Si bien los DE poseen plexos nerviosos intrínsecos bien desarrollados, requieren
de la inervación vagal para realizar una actividad motora coordinada. Cuando se
cortan los nervios Vago se observa una disminución en la motilidad de la
musculatura ruminal, que regresa en unos cuantos días. Sin embargo debido a que la
motilidad que se presenta luego de la vagotomía presenta características erráticas y
poco coordinadas que son incapaces de hacer progresar el contenido, los rumiantes
vagotomizados no sobreviven. 4
El peso específico del contenido retículo-ruminal determina su estratificación.
Para comprender el efecto del movimiento de mezcla y propulsión es importante
conocer la disposición del contenido retículo-ruminal. Este se encuentra estratificado
en función de su peso específico, por lo cual, de dorsal a ventral, se distinguen 4
zonas o estratos: una cúpula de gas, una zona sólida, una fangosa o semilíquida y
finalmente una zona líquida (Figura 2).
En la cúpula se acumulan los gases de la fermentación, especialmente metano
(CH4) y CO
2 (Tabla 3). En la zona sólida se ubica el forraje grosero, recientemente
34
consumido y fragmentado sólo por la masticación ingestiva. Presenta fibras grandes,
desde 1 a 2 cm de largo, sobre las cuales han comenzado los procesos fermentativos
y la producción de gas, que se mezcla con los trozos de forraje formando esta capa de
bajo peso específico. En la zona fangosa, desde la cual se toma contenido para ser
rumiado (zona de eyección), el forraje posee un tamaño menor lo que posibilita que
se humecte mejor y adquiera mayor peso específico. En la zona líquida el contenido
se encuentra finamente triturado y bien humectado, ocupa la parte inferior del rumen
y desde este estrato será seleccionado el contenido ruminal que progresará hacia el
omaso desde la llamada zona de escape. En esta zona el tamaño de la partículas de
alimento es de 1 a 3 mm en ovinos y hasta 4 mm en bovinos, considerablemente más
pequeñas que el diámetro del esfinter retículo-omasal, de alrededor de 2 cm en el
adulto. Esto demuestra que es la citada estratificación, y no el tamaño, la responsable
de seleccionar el material que abandona el rumen.
La motilidad retículo-ruminal permite la mezcla y progresión de su contenido,
la eructación y la rumia.
En el retículo-rumen se repiten patrones de actividad motora con el fin de
cumplir con cuatro funciones esenciales: la mezcla del contenido, que facilita el
contacto entre el alimento y los microorganismos, promueve la absorción de AGV y
ayuda a la fragmentación del alimento; la progresión del contenido hacia el omaso,
seleccionando sólo la fracción del alimento que ha permanecido el tiempo necesario
dentro del rumen; la expulsión de gases a través de la eructación; y la rumia,
seleccionando para rumiar alimento del estrato fangoso.
En la actividad retículo-ruminal se identifican dos complejos motores
denominados contracción primaria o ciclo A y contracción secundaria, eructativa o
ciclo B. La contracción primaria produce a la vez la mezcla y la progresión del
35
contenido y comienza con la contracción bifásica del retículo. Esta consiste en dos
contracciones de la red, una parcial que reduce su luz a la mitad y una contracción
total. La contracción parcial coincide con el cierre del esfínter retículo-omasal y sirve
para volcar el estrato superior más grosero hacia el rumen por encima de la
escotadura retículo-ruminal. Inmediatamente se produce la contracción total y el
esfínter retículo-omasal se abre, permitiendo el pasaje del contenido de mayor peso
específico hacia el omaso. La onda de contracción de la red se propaga por el rumen
de craneal a caudal, tanto por el saco dorsal como por el ventral, pero en éste es más
lenta y se refleja volviendo hacia craneal.
Con esta secuencia de contracciones el contenido ruminal se mezcla siguiendo un
patrón de movimientos por el cual el contenido del saco dorsal del rumen gira y se
mezcla en sentido antihorario, mientras que el contenido del saco ventral lo hace en
sentido horario. De este modo, el alimento que ya ha permanecido el tiempo
suficiente en el rumen y que se encuentra en la fase líquida ingresa a la red por
encima del pilar craneal, y será el contenido que progresará hacia el omaso en la
siguiente contracción. (Figura 3)
36
Las contracciones secundarias o eructativas se presentan siempre a continuación
de las primarias, aunque su aparición depende de la cantidad de gas que contenga el
rumen. La acumulación de estos gases (meteorismo) pueden distender tanto el rumen
que el animal muere por asfixia, debida a la compresión del diafragma. Esto
demuestra la importancia del mecanismo de eructación. La eructación es un reflejo
vago-vagal regulado por los centros gástricos del bulbo y que se inicia por
estimulación de receptores que detectan la distensión del saco dorsal del rumen y la
zona cardial así como la presencia de gas libre en el saco ciego caudo-ventral del
rumen, en el cual queda retenido gas después de una contracción primaria. La
contracción eructativa comienza en éste saco ciego, luego asciende al saco ciego
caudo-dorsal y de allí se propaga hacia craneal por el saco dorsal del rumen,
empujando de esta forma la burbuja de gas hacia el cardias. La eructación se
completa con un ligero esfuerzo inspiratorio a glotis cerrada, que disminuye la
presión intraesofágica para facilitar el pasaje del gas hacia el esófago, que lo conduce
hacia las fauces mediante una onda antiperistáltica. Parte del gas es aspirado hacia
los pulmones y en parte absorbido, lo cual explica como algunas sustancias volátiles
derivadas de la fermentación ruminal de cebollas o puerros alcanzan la glándula
mamaria confiriéndole sabor desagradable a la leche.
El número de contracciones ruminales es un parámetro importante dentro de la
revisación clínica de un bovino. Se registra por inspección o palpación en la fosa del
ijar izquierdo, que se eleva al pasar una onda contráctil por el saco dorsal. Debido a
que los movimientos no son regulares se recomienda tomar la frecuencia durante 5
minutos, con un rango fisiológico de 5 a 12 contracciones. Esta frecuencia está en
relación directa a la actividad metabólica del rumen.
La rumia tiene por objeto reducir el tamaño del alimento y favorecer el ataque
microbiano, mediante la remasticación del contenido ruminal grosero.
37
La rumia comienza con una contracción “extra” del retículo que precede a la
contracción bifásica. A continuación se relaja el cardias y el animal hace una
inspiración a glotis cerrada que reduce la presión intraesofágica (-20 a - 40 mm Hg),
con la consiguiente distensión de su pared y el ingreso de alimento desde la zona de
eyección. Una vez dentro del esófago, el bolo produce contracciones antiperistálticas
que lo llevan hacia la boca donde es comprimido entre la lengua y el paladar para
escurrir el líquido que es deglutido, mientras que el material sólido (forraje grosero)
permanece en la boca para su remasticación e insalivación. La remasticación se
realiza mediante movimientos laterales lentos, completos y enérgicos del maxilar
inferior contra el superior. El tiempo de remasticación depende del tipo de dieta,
siendo como promedio de 40 a 60 segundos por bolo. Finalmente el bolo remasticado
es deglutido y sus componentes se integran al contenido ruminal.
La rumia es un reflejo de tipo vago-vagal gobernado por centros gástricos del
bulbo y por las áreas hipotalámicas anterior y ventral. Los estímulos que
desencadenan la rumia nacen en zonas reflexógenas ubicadas en el retículo-rumen,
especialmente en el esfínter esofágico inferior, pliegue retículo-ruminal y en el
complejo formado por el pilar craneal y caudal del rumen. Estas zonas captan la
textura del alimento por el roce de éste contra las zonas reflexógenas, su consistencia
y el grado de distención del retículo-rumen.
El principal estimulante de la rumia es la propia estructura física del forraje, la
cual depende del contenido de fibra de la dieta (elementos estructurales del vegetal,
que necesitan ser triturados para posibilitar el ataque microbiano). Otro factor que
favorece la rumia es el reposo psicosensorial. Los períodos de descanso y oscuridad,
así como el hecho de que animal esté acostado, la somnolencia o los períodos de
amamantamiento favorecen la rumia.18
38
EL OMASO COMPLETA LA ACTIVIDAD RUMINAL.
Las contracciones omasales son lentas y prolongadas comparadas con las del
retículo. En el caso del bovino el omaso se contrae en forma bastante irregular e
independiente. Sin embargo, en ovinos y caprinos las contracciones omasales están
coordinadas con las reticulares y aparecen alrededor de 15 a 30 segundos después de
la contracción bifásica reticular, finalizando cuando se inicia una nueva contracción
del retículo.
El esfínter retículo-omasal posee también una acción coordinada, relajándose
durante la contracción total de la red, permitiendo el ingreso de alimento al canal
omasal. Tras la contracción reticular el esfínter retículo-omasal se cierra y el canal
omasal se contrae, impulsando el contenido entre las hojas del omaso que se
encuentra relajado. Posteriormente, tanto las hojas como la pared omasal se contraen
triturando y propulsando el alimento hacia el abomaso.
MOTILIDAD DEL ABOMASO Y DEL DUODENO.
El abomaso, porción glandular del estómago de los rumiantes, tiene la
peculiaridad de recibir alimento en forma continua desde los DE.
La porción proximal del abomaso posee escasa motilidad, sólo mantiene el tono
muscular a la vez que se distiende por la llegada de alimento. Esta “relajación
receptiva” permite a su vez que el líquido pase sobre el contenido sólido
(percolación) y llegue rápidamente al duodeno. Por este mecanismo, igual a como
ocurría en los DE, la velocidad de pasaje de los líquidos es mayor que para los
sólidos, los cuales quedan en el abomaso para ser mezclados con el jugo gástrico. La
motilidad del abomaso se reduce entonces a ondas peristálticas que se dirigen al
píloro. Las más suaves comprenden al cuerpo y fondo del abomaso y se encargan de
39
mezclar y acumular contenido gástrico en el antro pilórico. Una vez que el antro se
ha llenado, el origen de las contracciones peristálticas se acerca al píloro y las
contracciones sincronizadas del antro y del esfínter pilórico actúan como una bomba
(bomba pilórica), que hace pasar parte del quimo al duodeno (acción de progresión),
mientras que el resto regresa al fondo colaborando con su mezcla (acción de
mezclado). Estas ondas de progresión no se presentan en forman continua, sino que
son interrumpidas por cortos períodos de quietud, de 5 a 10 minutos, que se repiten
15 a 18 veces por día. El número de contracciones del antro no varía
significativamente de modo que las variaciones de flujo hacia el duodeno dependen
esencialmente del volumen de quimo transportado en cada contracción.
Una vez que el bulbo duodenal se ha llenado se inicia una contracción peristáltica
que lleva el contenido hacia el yeyuno. La unión antroduodenal (antro y esfínter
pilórico y bulbo duodenal) se comportan así como una unidad, sobre la que actúan
mecanismos de regulación. Entre los que estimulan el vaciado gástrico se citan los
neurotransmisores colinérgicos que aumentan el peristaltismo del antro y el péptido
intestinal vasoactivo (VIP) que induce la relajación del esfínter pilórico. Por otro
lado, la acidificación y la distensión duodenal moderada, así como la serotonina, la
somatostatina y la bombesina, producen estimulación duodenal e inhibición de la
actividad motora del antro, retardando el vaciamiento gástrico. Hay hormonas
secretadas por el tracto gastrointestinal que disminuyen la motilidad del abomaso e
intestino, retardando así el vaciamiento de los mismos. 17
40
2.4. DIGESTIÓN RUMINAL
OBTENCIÓN DEL ALIMENTO
Los bovinos pueden obtener su alimento de 2 formas ya sea por el pastoreo o por
la suministración de alimento en los corrales por parte de los trabajadores de la Hcda.
Por lo general las el mayor consumo de alimento se lo hace durante las horas de las
mañanas y en las últimas horas de la tarde, con un lapso de 20 a 35 minutos durante
las cuales descansan y se dedican a rumiar. 4
RUMIA
La rumia es la regurgitación de la ingesta seguida de una remasticación,
reensalivación y una nueva deglución. Esto logra disminuir el tamaño de partícula
del alimento y aumentar la superficie para la fermentación microbiana. La rumia
ocurre principalmente cuando el animal descansa y no come.
41
La gráfica anterior muestra el tiempo utilizado para pastorear y para rumiar. Se
puede observar que los animales pastorean principalmente durante la mañana y
rumian en la noche.
SALIVA
Los rumiantes producen grandes cantidades de saliva en vacas adultas entre 100-
150 litros/día y 8.5-12.5 litros/día en los ovinos; además de sus cualidades conocidas,
la saliva del rumiante posee funciones importantes:
♦ Mantiene un pH constante. Debido a que es rica en fosfatos y
bicarbonatos tiene la facultad de actuar como amortiguador,
controlando el efecto de los ácidos que se producen durante la
fermentación.
♦ Es una fuente de nitrógeno no proteico (NNP). La urea sintetizada
en el hígado es secretada en la saliva para nutrir a la microbiota
ruminal.
DIGESTIÓN DE CARBOHIDRATOS
42
Gracias a la microbiota ruminal los carbohidratos fibrosos como la celulosa y
hemicelulosa pueden representar la fuente más importante de energía para los
rumiantes. Las raciones carentes de fibra pueden conducir a desórdenes de la
digestión.21
Estos carbohidratos fibrosos además son necesarios para:
♦ Estimular la rumia (la cual mejora la fermentación).
♦ Aumentar el flujo de saliva hacia el rumen.
♦ Estimular las contracciones ruminales.
Cuando los carbohidratos de la dieta entran al rumen son hidrolizados por
enzimas extracelulares de origen microbiano. En el caso de los carbohidratos
fibrosos, el ataque requiere de una unión física de las bacterias a la superficie de la
partícula vegetal, la acción de las enzimas bacterianas libera principalmente glucosa
y oligosacáridos hacia el líquido ruminal por fuera de los cuerpos celulares
microbianos. Estos productos no son aprovechados por el rumiante, en su lugar, son
rápidamente metabolizados por la microbiota ruminal.
La glucosa y otros azúcares son absorbidos por los microorganismos y una vez en
el citosol se incorporan a la vía de la glucólisis. Este proceso enzimático da lugar a la
formación de NADH+H (reducido), ATP y piruvato. La energía potencial
representada por el ATP en este momento no es directamente accesible para el
hospedero, pero representa la principal fuente de energía para el mantenimiento y
crecimiento de los microbios.
43
Si la digestión fermentativa ocurriera bajo condiciones aeróbicas, lo cual no
sucede, el piruvato sería transformado en la mitocondria para generar CO2 , H2O y
ATP a través del ciclo de Krebs, cadena respiratoria y ATPAasa, proceso que en su
conjunto involucra la restauración de NAD (oxidado).
Pero la digestión fermentativa no es un sistema aeróbico; por el contrario es
un sistema altamente anaeróbico y reductor, por lo que se debe proveer de un
mecanismo diferente para la restauración de NAD. Si no existiera este mecanismo,
todos factores oxidados presentes podrían rápidamente reducirse y entonces el
metabolismo bacteriano se detendría. Debido a que en el rumen no se encuentra
oxígeno a la mano, otro compuesto es el que debe servir como el resumidero de
electrones para la oxidación de los cofactores enzimáticos. 10
En la digestión fermentativa, el piruvato puede funcionar como el captador de
electrones, sufriendo una reducción todavía mayor con el fin de proveer el material
necesario para la regeneración del NAD y el retiro general del NADH+H, con una
producción adicional de ATP. Además, el CO2 puede reducirse para formar metano
44
aceptando electrones para la regeneración del NAD y de FAD. Este proceso
transformador del piruvato da lugar a los productos terminales de la digestión
fermentativa de los carbohidratos, los llamados ácidos grasos volátiles (AGV);
Acético (CH3-COOH), Propiónico (CH3-CH2-COOH) y Butírico (CH3-CH2-CH2-
COOH).
45
46
Los AGV sintetizados en respuesta a un estricto control metabólico por parte de
los microorganismos ruminales, son utilizados por éstos para la formación de
aminoácidos y ácidos grasos que serán posteriormente incorporados al metabolismo
bacteriano. Sin embargo, la mayor parte de los AGV es enviada hacia el líquido
ruminal, en donde se difunden a través del epitelio del rumen y retículo, el resto se
absorben en omaso, para posteriormente incorporarse a la circulación general
pasando por la vena porta.22
ABSORCIÓN Y UTILIZACIÓN DE ÁCIDOS GRASOS VOLÁTILES
Los AGV son de suma importancia ya que representan más del 70% del
suministro de energía al rumiante. Virtualmente todo ácido acético, propiónico y el
ácido butírico son absorbidos por el epitelio del rumen y transportados vía porta al
hígado. La absorción de AGV no sólo es importante para mantener su distribución en
las células animales, sino para prevenir cantidades excesivas que puedan alterar el
pH ruminal.
El epitelio estratificado del rumen generalmente no se caracteriza por una eficaz
absorción. No obstante es capaz de absorber eficientemente AGV, ácido láctico,
electrólitos y agua. La superficie del epitelio es muy extendida debido a la formación
de papilas bien vascularizadas. 12
47
El tamaño y longitud de las papilas del rumen se modifican, dependiendo las
concentraciones de los AGV en el rumen. Los animales con una buena alimentación
y producción de AGV, presentan papilas largas y robustas para promover la
absorción. En contraste, los animales con una deficiente alimentación, tienen papilas
pequeñas y requieren de un largo tiempo de recuperación para restaurar el tamaño de
sus papilas y su capacidad de absorción.
La absorción de los AGV es a través de un mecanismo de difusión a favor del
gradiente de concentración. La velocidad de absorción aumenta a medida que
desciende el pH del líquido ruminal. Cuando atraviesan el epitelio, los AGV sufren
diferentes grados de transformación. El acetato y propionato son absorbidos casi sin
alterarse, pero la mayor parte del ácido butírico se transforma en ácido ß-
hidroxibutírico el cual es un cuerpo cetónico. Los AGV absorbidos tienen diferentes
destinos metabólicos:
♦ El ácido acético se oxida en los diferentes tejidos para generar
ATP. También funciona como la principal fuente acetil-CoA para la
síntesis de lípidos.
♦ El propionato sirve principalmente como sustrato gluconeogénico,
es de suma importancia para el rumiante debido a que en el intestino
delgado casi no se absorbe glucosa.
♦ El ácido butírico absorbido en forma de ácido ß-hidroxibutírico, es
oxidado en muchos tejidos para la producción de energía.
Los cambios en la dieta pueden modificar el patrón de fermentación. Cuando la
dieta del animal está basada en forrajes, la proporción molar en que se encuentran los
AGV es:
48
Mientras que si la dieta es alta en granos o concentrados la proporción será de:
En el hígado el propionato y el acetato son incorporados al metabolismo
energético, el ácido propiónico es el único de los AGV que el hepatocito puede
transformar en glucosa, en la vía de la gluconeogénesis.23 Las moléculas de glucosa
sintetizadas en este proceso, serán exportadas hacia los tejidos extrahepáticos,
quienes serán los encargados de utilizarla como la primera fuente de energía
49
altamente disponible para sostener las necesidades fisiológicas de mantenimiento y
reproducción.
Los disacáridos y los almidones que escapan a la fermentación ruminal pasan al
intestino delgado donde son digeridos por enzimas pancreáticas e intestinales, en la
misma forma que en los animales monogástricos.
DIGESTIÓN DE PROTEÍNAS
La proteína es particularmente vulnerable a la fermentación ruminal, debido a
que está formada por carbonos, los cuales se pueden reducir todavía más que los
carbohidratos para proveer energía a los microorganismos. Los microorganismos del
rumen son capaces de sintetizar todos los aminoácidos, incluyendo los esenciales
para el hospedero. Por lo tanto los rumiantes son casi totalmente independientes de la
calidad de las proteínas ingeridas. Además los microorganismos pueden utilizar
fuentes de nitrógeno no proteico (NNP) como sustrato para la síntesis de
aminoácidos.
A medida que las proteínas y el NNP entran al rumen son atacados por enzimas
microbianas extracelulares, la mayor parte de estas enzimas son endopeptidasas
parecidas a la tripsina y forman péptidos de cadena corta como sustratos terminales.
Estos péptidos se originan extracelularmente y son absorbidos hacia el interior de los
microorganismos. En el citosol los péptidos son degradados a aminoácidos y éstos
son utilizados para la formación de proteína microbiana o son degradados todavía
más para la producción de energía a través de la vía de los AGV. Para que los
aminoácidos entren a esta vía, primero son desaminados para dar lugar a amoniaco y
a un esqueleto carbonado.
50
El amoniaco es el principal compuesto nitrogenado que utilizan los
microorganismos para la síntesis de aminoácidos y proteínas, hay que considerar que
para esto se requiere suficiente energía o carbohidratos; El amoniaco se utiliza
además para la formación de diversos componentes nitrogenados de la pared celular
y ácidos nucleícos. El amoniaco liberado en el rumen es absorbido a la sangre,
conducido al hígado en donde se forma urea, la cual se puede reciclar en la saliva o
eliminarse a través de la orina.24
El esqueleto carbonado de muchos de estos aminoácidos se puede acomodar
directamente en varios de los pasos de la vía de los AGV, dando lugar a la
producción de los tres principales (acético, propiónico y butírico) y de AGV de
cadena ramificada o isoácidos conocidos como ácido isobutírico, ácido isovalérico y
ácido 2-metilbutirato; solo los tres aminoácidos de cadena corta ramificada (valina,
51
leucina e isoleucina), permiten la producción de estos isoácidos. Los AGV de cadena
ramificada son utilizados por las bacterias como factores de crecimiento. 16
En el rumen, cierta cantidad de proteína dietaria puede escapar a la digestión
ruminal y pasar al intestino sin modificarse en el rumen, a ésta se le denomina
proteína sobrepasante. La proteína microbiana representada por los cuerpos celulares
de los microorganismos, pasa con las proteínas de la ración que no fueron
modificadas por la microbiota ruminal a través del omaso, abomaso, hasta el
intestino en donde son digeridas por acción de las enzimas pepsina, tripsina,
quimiotripsina, carboxipeptidasa y aminopeptidasa en forma similar a la digestión
proteica en los monogástricos.
El crecimiento microbiano depende del aporte de nutrientes y de la velocidad a la
cual los microorganismos del rumen se eliminan. Las proteínas o el nitrógeno no
52
proteico (NNP) y los carbohidratos son utilizados para la producción ruminal de
microbios, AGV, amoniaco, metano y bióxido de carbono de acuerdo a la siguiente
ecuación:
carbohidratos + proteínas = microbiota + AGV + NH3 + CH4 + CO2
El equilibrio en los productos de la ecuación depende de la concentración y
balance de los sustratos. 9
CONCENTRACIÓN Y BALANCE DE SUSTRATOS EN EL
METABOLISMO RUMINAL
En estas condiciones se favorece la producción proteica y por lo tanto el
crecimiento microbiano. La fermentación de la glucosa con la consecuente
producción AGV se incrementa con el fin de llenar las fuertes demandas energéticas
ligadas a un rápido crecimiento de la microbiota. La producción de amoniaco es baja,
porque la mayor parte del nitrógeno se encuentra incorporada a la proteína
microbiana.10
53
Bajo este perfil existe una gran cantidad de energía pero insuficiente nitrógeno
para sostener una adecuada síntesis proteica, por lo tanto el crecimiento microbiano
no es el óptimo. La energía se vuelve ineficiente a medida que se utiliza para
mantener a células que no se están replicando, en lugar de utilizare para los procesos
sintéticos de las células en crecimiento. La actividad de los microorganismos todavía
da lugar a cierta fermentación de la glucosa con una formación moderada de AGV,
pero el crecimiento microbiano y la producción de amoniaco se limita debido a la
carencia de nitrógeno.
54
En esta situación existe mucho nitrógeno para sostener el crecimiento, pero se
limita debido al insuficiente aporte de energía. Esto obliga a los microorganismos a
utilizar aminoácidos para llenar sus requerimientos de energía, en vez de utilizarlos
para la síntesis de proteínas. La velocidad de crecimiento de los microbios es baja y
la producción de AGV es moderada. Gran cantidad de los AGV proviene de las
cadenas carbonadas de los aminoácidos, mientas que los grupos amino son derivados
hacia la producción de amoniaco.
La relación que existe entre la disponibilidad de carbohidratos y la de proteínas
(o nitrógeno) ejerce un fuerte impacto sobre la producción de células microbianas y
por lo tanto sobre la nutrición del huésped. La mayoría de los microorganismos
ruminales pueden sintetizar proteína a partir de amoniaco proveniente de fuentes no
proteicas tales como la urea. Desde un punto de vista nutricional y económico, esto
se ha explotado utilizando fuentes nitrogenadas de bajo costo en lugar de proteínas
costosas en las dietas de los rumiantes, permitiendo la síntesis microbiana de proteína
para satisfacer las necesidades del hospedero.
DIGESTIÓN DE LÍPIDOS
55
Cuando la dieta del rumiante consiste principalmente de forrajes, los lípidos que
se encuentran en mayor proporción son los galactoglicéridos, pero si el nivel de
granos o concentrados es elevado, los triacilglicéridos son más abundantes.
Se ha observado que la mayoría de los ácidos grasos presentes en la dieta de los
rumiantes son insaturados. En el rumen tanto los galactoglicéridos como los
trigliacilglicéridos y fosfolípidos son hidrolizados por las bacterias, el resultado son
ácidos grasos libres y glicerol.
El glicerol derivado de la hidrólisis de los trigliacilglicéridos es fermentado hasta
propionato y posteriormente absorbido junto con los otros AGV. Por otro lado se
sabe que los lípidos que se encuentran en el tejido adiposo del animal y en la leche de
las especies rumiantes son saturados sufriendo poca modificación, por cambios en el
aporte de lípidos insaturados de la dieta. Este fenómeno se debe a que el medio
ambiente reductor del rumen produce la hidrogenación de una gran cantidad de
ácidos grasos insaturados previamente hidrolizados.
Posteriormente los lípidos microbianos son digeridos y adsorbidos en el intestino
delgado.
Al igual que las proteínas, algunos lípidos pueden escapar a la digestión
microbiana ruminal y llegar intactos al intestino (donde son digeridos). A estos
lípidos se les denominan de sobrepaso.
56
Las ventajas que presenta la hidrogenación de ácidos grasos son:
♦ Aumenta el crecimiento bacteriano, ya que los ácidos grasos insaturados
provocan cambios en la permeabilidad de las membranas microbianas
(inhibiendo su desarrollo).
♦ Se reduce la producción de metano al haber menor cantidad de hidrógeno.
♦ Aumenta la energía disponible, ya que los ácidos grasos saturados liberan
más energía al oxidarse que los ácidos grasos insaturados. 11
57
III. HIPÓTESIS
3.1. HI: Si se logra comprobar que los microorganismos ruminales de la zona
de Daule, son mucho más eficientes que los microorganismos
ruminales de la zona de Santo Domingo de los Tsáchilas, podremos
promover la utilización de los mismos, a ganaderos, para mejorar la
capacidad productiva de los bovinos de la zona.
3.2. HO: Si no logramos comprobar que los microorganismos ruminales de la
zona de Daule son mucho más eficientes que los microorganismos
de la zona de Santo Domingo de los Tsáchilas, quedará acentuado
en el mejor de los casos, que la flora ruminal de diversas regiones
no altera los índices de productividad de los bovinos.
58
IV. MATERIALES Y MÉTODOS
4.1. LOCALIZACIÓN DEL ENSAYO
Por motivos del tema de Tesis planteado, el desarrollo de la tesis,
tomó dos ubicaciones geográficas que son las siguientes:
El Camal de Daule, propiedad del muy Ilustre Municipio de Daule,
que se encuentra ubicado en el cantón Daule, provincia del Guayas, país
Ecuador, continente Sudamericano.
El Camal de Daule se encuentra ubicado aproximadamente en las
coordenadas 1°52 ′ S, 79°59 ′ W . La altura media de la zona oscila en
los 22 m.snm, posee un clima Tropical de sabana con una media anual de
precipitaciones pluviales de 1500mm/año. Presenta un suelo fértil apto
para la agricultura y una temperatura media de la zona de 24°C.
La Finca “La Martina”, propiedad del Sr. Galo Martínez Salazar. Se
encuentra ubicada en el Recinto Libertad del Toachi, Parroquia Santa
María del Toachi, cantón Santo Domingo de los Tsáchilas, provincia
Santo Domingo de los Tsáchilas, país Ecuador, continente
Sudamericano.
La Finca “La Martina” se encuentra ubicada aproximadamente en las
coordenadas Longitud: -79.05555725097656 Latitud: -
0.2612677102758038. La altura media de la zona oscila 650 m.snm,
posee un clima Tropical Húmedo con una media anual de precipitaciones
pluviales de 3000 a 4000 mm/año. Presenta un suelo de tipo limoso y la
temperatura mínima oscila entre los 18°C y la máxima de 31°C.
59
4.2. MATERIALES
4.2.1. Materiales de Laboratorio
Balanza gramera
Balanza de Colgar
Vaso de precipitación
Probeta
Matraz
Fiola
Mechero de Alcohol
Agitador de Cristal
Frascos de 500ml
Placas Porta objetos
Placas Cubre Objetos
Capilares de micro hematocrito
Micropipeta
Puntas descartables para Micropipeta
Porta Placas
Tubos de Biometría
Tubera (2x6)
Plastilina
Gasas
Algodón
Papel Filtro
Marcador Graso
Cinta de Papel
Marcador Permanente
4.2.2. Materiales de Campo
60
Báscula
Polea
Piola de algodón
Plástico de embalaje
Cinta de embalaje
Bandejas
Tachos de 20 litros
Galón
Sogas
Jeringas de 20 ml
Hamaca
Palas
Carretilla
4.2.3. Sustancias
Líquido ruminal de bovinos Brahman de la zona de Daule.
Melaza
Leche “la Vaquita”
Reactivos pata tinción de Righ
Reactivos para tinción de Gram
Lugol concentrado
Solución de Turk
Aceite de Cedro
Agua Destilada
Solución de Cloruro de Sodio al 0.9%
Alcohol
Yodo
61
Violeta de Genciana
Cipermetrina al 20%
4.2.4. Equipos
Microscopio Olympus CX21
Incubadora
Cámara de sembrado
Baño María
Contador de células
Cámara de Neubauer
Refrigeradora de 12 pies
Esterilizador
Autoclave
Centrífuga
Microcentrífuga
Agitador
4.2.5 Materiales de Oficina
Laptop Toshiba A205 SP5820
Cámara Digital Marca Benq
Impresora Multifunción Epson TX110
Papelería (Hojas de Papel Formato A4, lápiz, esferográficos,
reglas, etc.)
Cds
Pen Drive de 4gb
62
4.2.6 Talento humano
Doctor en Bioquímica y Farmacia
Médico Veterinario y Zootecnista
Vaqueros
4.2.7 Varios
Pasajes de Bus Interprovincial Santo Domingo – Guayaquil,
Guayaquil – Santo Domingo.
Gasolina para movilización dentro de Santo Domingo
Internet
Bebidas y refrigerios
4.3. MÉTODOS
4.3.1. Área de Esparcimiento
63
El área en que se trabajó, son dos; la primera fué la zona de Daule,
específicamente el camal Municipal, ya que allí llega un gran porcentaje
de ganado brahman de la zona, como es ganado que llega al faenamiento,
facilitó la extracción del líquido ruminal, si no hubiese sido así , tocaba
sondear o fistular a los animales para extraer el líquido ruminal, pero
esto es algo estresante para los bóvidos, por lo tanto, teniendo en cuenta
la facilidad de extraer el líquido ruminal de los bovinos faenados, opté
por esta opción.
La segunda zona fué Santo Domingo de los Tsáchilas,
específicamente la Finca “La Martina”, donde se encuentran los animales
estudiados, y a los cuales se les aplicó los microorganismos cultivados
artesanalmente, para ver los beneficios o las desventajas de aplicar a los
terneros en desarrollo microorganismos ruminales que no son propios de
la zona.
4.3.2. La Población o la muestra que se utilizó
La población de bovinos que se utilizó son 12 que tenían edades de 1
a 6 meses, los cuales se dividieron en 2 grupos el Grupo Experimental y
el Grupo Testigo. Para mejor estudio y obtención de resultados, cada
ternero Experimental tiene su Testigo de la misma edad e incluso son
hijos del mismo toro, lo que ayudó a que no haya grandes variantes
genotípicas y que no altere la toma de resultados.
Edad
(Meses)
Grupo
Experimental
(Unidad/Ternero)
Grupo Testigo
(Unidad/Ternero)
64
1 mes 1 1
2 meses 1 1
3 meses 1 1
4 meses 1 1
5 meses 1 1
6 meses 1 1
4.3.3. Desarrollo Experimental
Visité el Camal Municipal de Daule para la obtención de líquido
ruminal de bovinos adultos de la raza Brahman, ya que ésta es la raza
mejor adaptada a la zona de Daule.
Con la ayuda de un colador y un recipiente grande, tomé el contenido
ruminal de los bovinos faenados y lo exprimí para obtener el líquido
ruminal. Posterior a esto lo envase en un galón, para su posterior
transporte a la zona de Santo Domingo, donde se encuentran los
Laboratorios del Instituto Nacional de Higiene y Medicina Tropical
“Leopoldo Izquieta Pérez” sede Santo Domingo, para su posterior
contaje de bacterias y cultivo. VER ANEXOS N°21.
Procedimiento:
1. En vasos de Precipitación de 500 ml previo autoclavado
se colocó: 200 ml de melaza, 200 ml de leche la Vaquita y
100 ml de líquido ruminal. Posterior a esto se homogenizó la
mezcla con la ayuda de un agitador o pipeta de vidrio.
2. La mezcla ya homogenizada se cubrió con plástico de
embalaje, piola de algodón amarrada a la orilla para afirmar el
65
cierre y, encima de esta, cinta adhesiva para garantizar un
cierre hermético.
3. Después de realizar este procedimiento se procedió a
meter los frascos del Preparado a la incubadora por el lapso de
17 días.
4. Durante el tiempo de incubación se llevo un contaje cada 5
días, para ver cómo iba la proliferación de las bacterias
5. Pasado el tiempo de incubación se procedió a tomar una
pequeña muestra para observar bajo el microscopio si las
bacterias, protozoos y hongos habían proliferado de la manera
esperada.
6. Como siguiente paso a seguir se realizó un conteo
aproximado de los microorganismos, para saber el número
aproximado de microorganismos a suministrar a los terneros
de experimento o estudio.
7. Antes de iniciar la suministración de la bebida probiótica a
los terneros, estos fueron areteados para su debido control
mediante las tablas de recopilación de datos.
8. A los terneros se les suministró esta bebida a diario por los
primeros 10 días en dosis de:
Peso (kg) Dosis de Microorganismos
66
(ml)
30 a 60 kg 3 ml
60 a 100 kg 5 ml
100 a 200 kg 7 ml
200kg o más 9 a 10 ml
9. Después de los 10 días se procedió a suministrar la bebida
cada 30 días, hasta cumplir los 4 meses de Experimentación.
VER ANEXO N°22.
4.3.4. Formas o técnicas de Recopilar Datos
La recopilación de datos se la llevó a cabo desde el inicio del
experimento; los datos o información que se tomaron en cuenta son los
siguientes:
Peso del animal
Salud
Mortalidad
La obtención de los datos se tomó de manera cuantitativa, por medio del
pesaje a los animales cada 15 días, para ver si los microorganismos que se les
suministró han ayudado a la conversión alimenticia, y así comprobamos la
hipótesis planteada.
El pesaje de los animales se realizó en la misma finca, con la ayuda de
una báscula, polea y sogas. Se procedió a derribar y maniatar a los animales
67
para subirlos con la ayuda de una polea hacia la báscula o balanza, se tomaba
el peso marcado y se procedió a bajarlos y soltarlos para que se reintegren a
su grupo.
4.3.5. En qué periodo fue la recolección de datos
La recolección de datos con respecto al peso de los animales, se la realizó cada
15 días, hasta que los terneros del grupo experimental y el grupo testigo cumplieron
tres meses de tratamiento, con la bebida probiótica.
Con respecto a la tabla de salud, los terneros del grupo experimental y grupo
testigo fueron evaluados cada siete dias, durante los 4 meses, para ver si presentaban
mejoría en su salud o resistencia a cierto tipo de enfermedades de la zona o incluso
mayor resistencia a ectoparásitos de la zona de Santo Domingo de los Tsáchilas.
Como último punto a evaluar la tabla de mortalidad no fue utilizada ya que
ninguno de los terneros, ya sea del grupo testigo o experimental se enfermaron o
accidentaron.
4.3.6. Diseño Experimental
La prueba estadística “t” de Student para muestras dependientes es una extensión
de la utilizada para muestras independientes. De esta manera, los requisitos que
deben satisfacerse son los mismos, excepto la independencia de las muestras; es
decir, en esta prueba estadística se exige dependencia entre ambas, en las que hay
68
dos momentos uno antes y otro después. Con ello se da a entender que en el primer
período, las observaciones servirán de control o testigo, para conocer los cambios
que se susciten después de aplicar una variable experimental.
Con la prueba “t” de Student se comparó las medias y las desviaciones estándar
de grupo de datos y se determinó si entre esos parámetros las diferencias fueron
estadísticamente significativas o si sólo son diferencias aleatorias.
Para calcular los datos a través de ésta prueba se utilizó la fórmula matemática:
Para conocer la desviación estándar combinada usamos la siguiente fórmula:
En donde:
x1 = Es la media muestral del grupo 1.
x2 = Es la media muestral del grupo 2.
S12 = Es la varianza 1 o la desviación estándar del primer grupo
elevada al cuadrado.
69
S22 = Es la varianza 2 o la desviación estándar del segundo grupo
elevada al cuadrado.
n1 = Número de datos de la muestra del grupo 1.
n2 = Número de datos de la muestra del grupo 2.
-2 = Porque son dos muestras.
Sc = Desviación estándar combinada.
La hipótesis de investigación propone que los grupos difieren significativamente
entre sí y la hipótesis nula propone que los grupos no difieren significativamente.
La comparación se realizó sobre una variable. Si hay diferentes variables, se
efectuarán varias pruebas de “t” dependiendo del tamaño de los grupos que se
comparen.
70
V. RESULTADOS EXPERIMENTALES
EVALUACIÓN EL AUMENTO DE LA CONVERSIÓN ALIMENTICIA Y
GANANCIA DE PESO.
5.1. CUADRO N° 1.
INCREMENTO DEL PESO TOTAL DURANTE TODO EL
EXPERIMENTO
PARAMETROS GRUPO
EXPERIMENTAL GRUPO
TESTIGO
n 6 6
40,62 35,42
S 11,61 7,66
C.V 28,58 21,62
S 4,75 3,13 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°1 podemos observar los diferentes parámetro evaluados, siendo el
grupo experimental el que mejor ganancia tuvo; la evaluación mediante la prueba de
“t” de Student determinó que si hay mejor conversión alimenticia, gracias a la Flora
Ruminal de Daule, implantada en los animales de Santo Domingo de los Tsáchilas.
VER ANEXO N°1 Y FIGURA N°1.
5.1.1. FIGURA N°1.
INCREMENTO DE PESO TOTAL DE 90 DÍAS E INICIAL.
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
5.1.2. CUADRO N° 2.
190
200
210
220
230
240
250
GRUPOSPR
OM
EDIO
DE
PES
OS
EN K
G
INCREMENTO DE PESO TOTAL DE 90 DÍAS E INICIAL
EXPERIMENTAL
TESTIGO
71
EVALUACIÓN DEL PESO INICIAL (0 DÍAS)
PARAMETROS GRUPO
EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
n 6 6
123.49 126.82
S 25.82 30.22
C.V 20.90 23.82
S 10.58 12.38 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°2 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los
cuales se nota claramente que el Grupo Testigo tiene mayor cantidad de peso frente
al Grupo Experimental que tiene la menor cantidad de peso. VER ANEXO N°2 Y
FIGURA N°2.
5.1.2.1. FIGURA N°2.
PESO INICIAL TOTAL.
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
5.1.3. CUADRO N°3
EVALUACIÓN DEL PESO A LOS 15 DÍAS
730
735
740
745
750
755
760
765
GRUPOSPR
OM
EDIO
DE
PES
OS
EN K
G
PESOS INICIALES DE LOS GRUPOS
EXPERIMENTAL
TESTIGO
72
PARAMETROS GRUPO
EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
n 6 6
128.94 133.63
S 29.09 32.97
C.V 22.56 24.67
S 11.92 13.51 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°3 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los
cuales se nota claramente que el Grupo Experimental sigue por debajo del Grupo
Testigo. VER ANEXO N°3 Y FIGURA N°3.
5.1.3.1. FIGURA N°3.
PESO A LOS 15 DÍAS
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
5.1.4. CUADRO N°4
EVALUACIÓN DEL PESO A LOS 30 DÍAS
755760765770775780785790795800805
GRUPOS
PES
O P
RO
MED
IO E
N K
G
PESO DE LOS GRUPOS A LOS 15 DÍAS
EXPERIMENTAL
TESTIGO
73
PARAMETROS GRUPO
EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
n 6 6
133.78 136.96
S 28.57 31.37
C.V 21.35 23.19
S 11.70 13.02 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°4 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los
cuales se nota claramente que el Grupo Experimental sigue por debajo del Grupo
Testigo. VER ANEXO N°4 Y FIGURA N°4.
5.1.4.1. FIGURA N°4.
PESO A LOS 30 DÍAS
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
5.1.5. CUADRO N°5
EVALUACIÓN DEL PESO A LOS 45 DÍAS
PARAMETROS GRUPO
EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
790
795
800
805
810
815
820
825
GRUPOS
PES
O P
RO
MED
IO E
N K
G
PESO DE LOS GRUPOS A LOS 30 DÍAS
EXPERIMENTAL
TESTIGO
74
n 6 6
141.51 142.57
S 28.61 33.79
C.V 20.21 23.70
S 11.56 13.84 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°5 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los
cuales se nota claramente que el Grupo Experimental sigue por debajo del Grupo
Testigo. VER ANEXO N°5 Y FIGURA N°5.
5.1.5.1. FIGURA N°5.
PESO A LOS 45 DÍAS
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
5.1.6. CUADRO N°6
EVALUACIÓN DEL PESO A LOS 60 DÍAS
PARAMETROS GRUPO
EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
n 6 6
844
846
848
850
852
854
856
GRUPOS
PES
O P
RO
MED
IO E
N K
G
PESO DE LOS GRUPOS A LOS 45 DÍAS
EXPERIMENTAL
TESTIGO
75
151.66 151.58
S 30.59 32.99
C.V 20.17 21.76
S 12.53 13.52 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°6 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los
cuales se nota claramente que el Grupo Experimental alcanzó y sobrepasó al Grupo
Testigo por una mínima diferencia. VER ANEXO N°6 Y FIGURA N°6.
5.1.6.1. FIGURA N°6.
PESO A LOS 60 DÍAS
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
5.1.7. CUADRO N°7
EVALUACIÓN DEL PESO A LOS 75 DÍAS
PARAMETROS GRUPO
EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
n 6 6
909,2909,3909,4909,5909,6909,7909,8909,9
910910,1
GRUPOS
PES
O P
RO
MED
IO E
N K
G
PESO DE LOS GRUPOS A LOS 60 DÍAS
EXPERIMENTAL
TESTIGO
76
157.57 156.44
S 33.24 34.18
C.V 21.09 21.84
S 13.62 14.00 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°7 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los
cuales se nota claramente que el Grupo Experimental sobrepasa al Grupo Testigo por
una mínima diferencia, la cual estadísticamente no es tan significativa. VER ANEXO
N°7 Y FIGURA N°7.
5.1.7.1. FIGURA N°7.
PESO A LOS 75 DÍAS
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
5.1.8. CUADRO N°8
EVALUACIÓN DEL PESO A LOS 90 DÍAS
PARAMETROS GRUPO
EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
n 6 6
164.12 162.23
934
936
938
940
942
944
946
GRUPOS
PES
O P
RO
MED
IO E
N K
G
PESO DE LOS GRUPOS A LOS 75 DÍAS
EXPERIMENTAL
TESTIGO
77
S 35.43 35.91
C.V 21.58 22.13
S 14.52 14.71 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°8 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los
cuales se nota claramente que el Grupo Experimental sobrepasa al Grupo Testigo por
una mínima diferencia, la cual estadísticamente no es tan significativa de forma
individual. VER ANEXO N°8 Y FIGURA N°8.
5.1.8.1. FIGURA N°8.
PESO A LOS 90 DÍAS
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
5.2. AMINORACIÓN DE LA INCIDENCIA DE DIARREAS CAUSADAS
POR PATÓGENOS DE LA ZONA DE SANTO DOMINGO DE LOS
TSÁCHILAS.
5.2.1. CUADRO N°9
EVALUACIÓN DE LA INCIDENCIA DE DIARREAS A LOS 30 DÍAS.
INCIDENCIA DE DIARREAS DEL 19/03/2011 AL 16/04/2011
965
970
975
980
985
990
GRUPOS
PES
O P
RO
MED
IO E
N K
G
PESO DE LOS GRUPOS A LOS 90 DÍAS
EXPERIMENTAL
TESTIGO
78
# ANIMAL (GRUPO
EXPERIMENTAL)
INCIDENCIA DE DIARREAS
# ANIMAL (GRUPO
TESTIGO)
INCIDENCIA DE
DIARREAS
1 0 1 0
2 0 2 0
3 0 3 0
4 0 4 0
5 0 5 0
6 0 6 0 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°9 se puede apreciar que durante los primeros 30 días de estudio no
se presentó ningún tipo de Patología Gastrointestinal ya sea en el Grupo
Experimental como en el Grupo Testigo. VER FIGURA N°9.
5.2.1.1. FIGURA N°9
INCIDENCIA DE DIARREAS DURANTE LOS PRIMEROS 30 DÍAS
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
5.2.2. CUADRO N°10
EVALUACIÓN DE LA INCIDENCIA DE DIARREAS A LOS 60 DÍAS.
INCIDENCIA DE DIARREAS DEL 17/04/2011 AL 14/05/2011
# ANIMAL (GRUPO
EXPERIMENTAL)
INCIDENCIA DE DIARREAS
# ANIMAL (GRUPO
TESTIGO)
INCIDENCIA DE
DIARREAS
1 0 1 0
0
GRUPOS
TIEM
PO
(D
ÍAS)
GRÁFICA DE INCIDENCIA DE DIARREAS DURANTE LOS PRIMEROS 30 DÍAS
EXPERIMENTAL
TESTIGO
30
(% DE DIARREAS)
79
2 0 2 0
3 0 3 0
4 0 4 0
5 0 5 0
6 0 6 0 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°10 se puede apreciar que durante los 31 a 60 días de estudio no se
presentó ningún tipo de Patología Gastrointestinal ya sea en el Grupo Experimental
como en el Grupo Testigo. VER FIGURA N°10.
5.2.2.1. FIGURA N°10
INCIDENCIA DE DIARREAS DE 31 A 60 DÍAS
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
5.2.3. CUADRO N°11
EVALUACIÓN DE LA INCIDENCIA DE DIARREAS A LOS 90 DÍAS.
INCIDENCIA DE DIARREAS DEL 15/05/2011 AL 11/06/2011
# ANIMAL (GRUPO
EXPERIMENTAL)
INCIDENCIA DE DIARREAS
# ANIMAL (GRUPO
TESTIGO)
INCIDENCIA DE
DIARREAS
0
GRUPOS
TIEM
PO
(D
ÍAS)
GRÁFICA DE INCIDENCIA DE DIARREAS DE 31 A 60 DÍAS
EXPERIMENTAL
TESTIGO
31
60
(% DE DIARREAS)
80
1 0 1 0
2 0 2 0
3 0 3 0
4 0 4 0
5 0 5 0
6 0 6 0 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°11 se puede apreciar que durante los 61 a 90 días de estudio no se
presentó ningún tipo de Patología Gastrointestinal ya sea en el Grupo Experimental
como en el Grupo Testigo. VER FIGURA N°11.
5.2.3.1. FIGURA N°11
INCIDENCIA DE DIARREAS DE 61 A 90 DÍAS
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
5.3. ANÁLISIS DE LA PRODUCCIÓN DE LEUCOCITOS DE LOS
BOVINOS, MEJORANDO LAS DEFENSAS DEL SISTEMA INMUNITARIO.
5.3.1. CUADRO N°12
CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS DE LOS DOS GRUPOS AL INICIO Y
FINAL DE LA INVESTIGACIÓN.
CONTEO TOTAL DE GLÓBULOS BLANCOS AL INICIO Y AL FINAL DE LA INVESTIGACIÓN.
VALOR REFERENCIAL DE 4000 A 12000
0
GRUPOS
TIEM
PO
(D
ÍAS)
GRÁFICA DE INCIDENCIA DE DIARREAS DE LOS 61 A 90 DÍAS
EXPERIMENTAL
TESTIGO
61
90
(% DE DIARREAS)
81
# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
FINAL INICIO DIFERENCIA FINAL INICIO DIFERENCIA
1 13150 12700 450 20200 11500 8700
2 13750 18500 -4750 15050 13500 1550
3 14500 10350 4150 11500 11200 300
4 21400 11950 9450 14100 10250 3850
5 16700 12100 4600 15350 13150 2200
6 19100 12500 6600 21350 14200 7150
TOTAL 20500 23750
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°12 se observa la evolución de los Glóbulos Blancos en el Grupo
Experimental y el Grupo Testigo, durante la investigación. VER ANEXO N° 9, N°12
Y FIGURA N°12.
5.3.1.1. FIGURA N°12
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
5.3.2. CUADRO N°13
CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS DE LOS GRUPOS EXPERIMENTAL
Y TESTIGO AL INICIO DE LA INVESTIGACIÓN.
PARAMETROS GRUPO
EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
n 6 6
13016.66 12400
S 2811.52 1697.35
18000
19000
20000
21000
22000
23000
24000
GRUPOS (% DE G.B.)D
E G
LÓB
ULO
S B
LAN
CO
S
CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS
EXPERIMENTAL
TESTIGO
82
C.V 21.60 13.68
S 1152.26 695.63 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°13 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los
cuales se nota claramente que el Grupo Experimental sobrepasa al Grupo Testigo.
VER ANEXO N°10 Y FIGURA N°13.
5.3.2.1. FIGURA N°13.
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
5.3.3. CUADRO N°14
CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS DE LOS GRUPOS EXPERIMENTAL
Y TESTIGO AL FINAL DE LA INVESTIGACIÓN.
PARAMETROS GRUPO
EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
n 6 6
16433.33 16258.33
S 3273.17 3769.53
72000
73000
74000
75000
76000
77000
78000
79000
GRUPOS (% DE G.B.)
PR
OM
EDIO
DE
G.B
. X
UN
IDA
D
CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS AL INICIO DE LA INVESTIGACIÓN
EXPERIMENTAL
TESTIGO
83
C.V 19.91 23.18
S 1341.46 1544.88 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°14, podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los
cuales se nota claramente que el Grupo Testigo aumentó considerablemente sus
Glóbulos Blancos, con respecto al Grupo Experimental. VER ANEXO N°11 Y
FIGURA N°14.
4.3.3.1. FIGURA N°14.
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
OTROS RESULTADOS OBTENIDOS
5.4. CUADRO N°15
5.4.1. IDENTIFICACIÓN LA EDAD IDÓNEA PARA LA IMPLANTACIÓN
DE FLORA RUMINAL EN TERNEROS DE RAZAS LECHERAS DE LA
ZONA DE SANTO DOMINGO DE LOS TSÁCHILAS.
97000
97500
98000
98500
99000
GRUPOS (% DE G.B.)PR
OM
EDIO
DE
G.B
. X U
NID
AD
CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS AL FINAL DE LA INVESTIGACIÓN
EXPERIMENTAL
TESTIGO
84
EDAD DE TERNEROS
GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
PESO. 90 DÍAS
PESO INICIAL DIFERENCIA
PESO. 90 DÍAS
PESO INICIAL DIFERENCIA
1 MES 106,03 85,45 20,58 130,40 95,45 34,95
2 MESES 151,38 104,54 46,84 145,23 113,63 31,60
3 MESES 156,24 118,18 38,06 150,54 120,00 30,54
4 MESES 174,89 133,63 41,26 144,44 118,18 26,26
5 MESES 186,78 145,45 41,33 172,90 129,54 43,36
6 MESES 209,40 153,73 55,67 229,91 184,09 45,82
TOTAL 984,72 740,98 243,74 973,42 760,89 212,53
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
En el Cuadro N°15 podemos observar a los animales de estudio con sus respectivas
parejas testigo, de la misma edad y peso relacionado al iniciar la investigación. Se
puede apreciar también la diferencia de pesos al término de la misma. VER FIGURA
N° 15, 16, 17, 18, 19, 20, Y 21.
5.4.1.1. FIGURA N°15.
GANANCIA DE PESO DEL GRUPO EXPERIMENTAL VS GRUPO
TESTIGO
85
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
DETALLES:
En la Figura N°15 se puede observar la ganancia de peso del Grupo Experimental vs
el Grupo Testigo. Cabe señalar que el Grupo Testigo al inicio de la investigación
tenía mayor cantidad de peso, frente al peso del Grupo Experimental. Y al término de
la investigación el Grupo Experimental acaba igualando y superando al Grupo
Testigo. VER ANEXO N°1 Y N°13.
5.4.1.2. FIGURA N°16
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (1 MES) VS
TERNERO TESTIGO (1 MES).
0
200
400
600
800
1000
1200
0 DÍAS 15 DÍAS
30 DÍAS
45 DÍAS
60 DÍAS
75 DÍAS
90 DÍAS
PES
O P
RO
MED
IO E
N K
G
TIEMPO DE LA INVESTIGACIÓN
GANANCIA DE PESO DEL GRUPO EXPERIMENTAL VS GRUPO TESTIGO
GRUPO EXPERIMENTAL
GRUPO TESTIGO
86
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
DETALLES:
En la Figura N°16 se puede observar que el ternero Experimental tenia menor peso al
inicio de la investigación, y al finalizar la misma la brecha de peso frente a su testigo
sigue igual, incluso esta brecha de diferencia a tendido al aumento. VER ANEXO
N°14.
5.4.1.3. FIGURA N°17
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (2 MESES) VS
TERNERO TESTIGO (2 MESES).
0
20
40
60
80
100
120
140
0 DÍAS 15 DÍAS
30 DÍAS
45 DÍAS
60 DÍAS
75 DÍAS
90 DÍAS
PES
O P
RO
MED
IO E
N K
G
TIEMPO DE LA INVESTIGACIÓN
GANANCIA DE PESOS DE LOS TERNEROS DE 1 MES
EXPERIMENTAL
TESTIGO
87
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
DETALLES:
En la Figura N°17 se puede apreciar que el Ternero Experimental al haber iniciado
por debajo del peso de Ternero Testigo, logra sobrepasarlo y marcar una elevada
diferencia en la Ganancia de Peso durante la Investigación, Dándonos la seguridad de
que esta es la mejor edad para realizar la Implantación de Flora Ruminal en Terneros
de Razas Lecheras. VER ANEXO N°15.
5.4.1.4. FIGURA N°18
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (3 MESES) VS
TERNERO TESTIGO (3 MESES).
0
20
40
60
80
100
120
140
160
0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 75 DÍAS 90 DÍAS
PES
O P
RO
MED
IO E
N K
G
TIEMPO DE LA INVESTIGACIÓN
GANANCIA DE PESOS DE LOS TERNEROS DE 2 MESES
EXPERIMENTAL
TESTIGO
88
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
DETALLES:
En la Figura N°18 se puede observar que la edad de tres meses es una edad muy
buena para la Implantación de Microorganismos Ruminales, en Terneros de razas
lecheras, el Ternero Experimental inicio con un peso inferior y durante el transcurso
de la investigación igualo y sobre paso al Ternero Testigo de su misma Raza y edad.
VER ANEXO N°16.
5.4.1.5. FIGURA N°19
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (4 MESES) VS
TERNERO TESTIGO (4 MESES).
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 75 DÍAS 90 DÍAS
PES
O P
RO
MED
IO E
N K
G
TIEMPO DE LA INVESTIGACIÓN
GANANCIA DE PESOS DE LOS TERNEROS DE 3 MESES
EXPERIMENTAL
TESTIGO
89
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
DETALLES:
En la Figura N°19 el Ternero Experimental inicio la investigación con una
diferencia mayor en peso con respecto de su pareja Testigo, en sí, esta diferencia no
altera los datos de referencia, ya que van a ser evaluados por su ganancia de peso,
por lo tanto, notamos que en esta edad la Implantación de Flora Ruminal no tiene
mayor efecto ya que los animales tenían una Flora Ruminal muy bien implantada.
VER ANEXO N°17.
5.4.1.6. FIGURA N°20
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (5 MESES) VS
TERNERO TESTIGO (5 MESES).
020406080
100120140160180200
0 DÍAS 15 DÍAS
30 DÍAS
45 DÍAS
60 DÍAS
75 DÍAS
90 DÍAS
PES
O P
RO
MED
IO E
N K
G
TIEMPO DE LA INVESTIGACIÓN
GANANCIA DE PESOS DE LOS TERNEROS DE 4 MESES
EXPERIMENTAL
TESTIGO
90
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
DETALLES:
En la Figura N°20 podemos observar que el Ternero Experimental así como en el
caso anterior, tiene una diferencia de peso a favor con respecto de su pareja Testigo,
así mismo cabe señalar que esto no influye en la toma de datos, por lo tanto, procedo
a indicar que en esta edad la Implantación de Flora Ruminal no aporta ganancia de
peso extra en el Ternero Experimental. VER ANEXO N°18.
5.4.1.7. FIGURA N°21
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (6 MESES) VS
TERNERO TESTIGO (6 MESES).
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
200
0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 70 DÍAS 90 DÍAS
PES
O P
RO
MED
IO E
N K
G
TIEMPO DE LA INVESTIGACIÓN
GANANCIA DE PESOS DE LOS TERNEROS DE 5 MESES
EXPERIMENTAL
TESTIGO
91
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
DETALLES:
En Figura N°21 podemos observar que el Ternero Experimental presenta un aumento
considerable de su peso frente a la ganancia de peso de su pareja Testigo; pero cabe
señalar que esta ganancia de peso se la atribuimos más al desarrollo mismo del
animal, ya que está en su temporada de crecimiento. VER ANEXO N°19.
5.5. FIGURA N°22
5.5.1. ANÁLISIS DEL TIEMPO MÁXIMO DE PREVALENCIA DE UN
CULTIVO DE MICROORGANISMOS RUMINALES, ELABORADO DE
FORMA ARTESANAL.
0
50
100
150
200
250
0 DÍAS 15 DÍAS
30 DÍAS
45 DIAS
60 DIAS
75 DÍAS
90 DÍAS
PES
O P
RO
MED
IO E
N K
G
TIEMPO DE LA INVESTIGACIÓN
GANANCIA DE PESOS DE LOS TERNEROS DE 6 MESES
EXPERIMENTAL
TESTIGO
92
NÚMERO DE MICROORGANISMOS RUMINALES EN EL CULTIVO
MICROORGANISMOS RUMINALES
7 DÍAS
14 DÍAS
21 DÍAS
28 DÍAS
35 DÍAS
42 DÍAS
49 DÍAS
56 DÍAS
63 DÍAS
70 DÍAS
BACTERIAS 60% 63% 65% 44% 44% 42% 40% 40% 15% 0%
LACTOBACILLUS 30% 33% 35% 40% 25% 17% 9% 0% 0% 0%
STREPTOCOCCUS BOVIS 8% 8% 5% 15% 30% 40% 50% 60% 85% 0%
PROTOZOOS SPP 1% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0%
HONGOS SPP 1% 1% 1% 1% 1% 1% 1% 0% 0% 0%
Martínez, G. 2011. Tesis de Grado
DETALLES:
En la Figura N°22 se puede observar en porcentajes como se van desarrollando las
bacterias, hongos y protozoos dentro del cultivo artesanal. Por lo tanto cabe indicar
que el Cultivo de Microorganismos de Forma Artesanal tiene un Límite de Duración
de 59 días aproximadamente; pero esto no quiere indicar que el cultivo sea viable
hasta ese tiempo, como se ve en la tabla la fecha idónea para la aplicación del
Cultivo a los Bovinos, sería la de 28 días, ya que en esta fecha se encuentra la mayor
prevalencia de Lactobacillus y la menor cantidad de Streptococcus bovis. VER
ANEXO N°20.
93
VI. CONCLUCIONES Y DISCUSIÓN
Del presente trabajo de investigación se concluye lo siguiente:
6.1. CONCLUCIONES.
6.1.1. El análisis estadístico de la “t” de Student determinó mayor ganancia de Peso
en el Grupo Experimental al cual se les suministró por 10 días seguidos el
Cultivo Artesanal de Microorganismos Ruminales de Bovinos Brahman, de la
zona de Daule, vs. el Grupo Testigo a los cuales no se les suministró ningún
tipo de Probiótico y fueron alimentados de la misma manera forma y cantidad
que el Grupo Experimental. Con respecto a la ganancia de peso la “t” de
Student indica una ganancia de peso de (p 0.05) y (p 0.01).
6.1.2. Con respecto a la disminución de Diarreas en los Terneros del Grupo
Experimental vs. El Grupo Testigo, no se produjo durante el tiempo de la
investigación ningún tipo de patología gastrointestinal en todos los animales
de estudio. Pero cabe señalar que la única diferencia que se vió en los terneros
del Grupo Experimental, es que realizaban deposiciones más consistentes
frente a las deposiciones del Grupo Testigo.
6.1.3. La producción de Leucocitos en los Animales mediante el Método Estadístico
demostró, que no se cumple dicho mejoramiento de las defensas del sistema
inmunitario. Cabe indicar que tres días antes de la segunda toma de muestras
a los animales se los vacunó contra la Fiebre Aftosa; por lo tanto, este puede
ser el punto referencial del cual nos guiamos para indicar la marcada
leucocitosis y linfocitosis en ciertos animales del Grupo Experimental y
Testigo.
94
6.1.4. Como otro resultado de la investigación se obtuvo las edades idóneas para
implantar los Microorganismos Ruminales, siendo estas la edad de 2 meses
como edad óptima para la Implantación de Microorganismos y la edad de 3
meses como edad muy buena para la Implantación de Microorganismos; se
llegó a esta conclusión ya que los animales experimentales de dichas edades
son los que mayor ganancia de peso tuvieron frente a su pareja Testigo.
6.1.5. Por último punto a evaluar tenemos el tiempo de prevalencia de un Cultivo de
Microorganismos Ruminales cultivados de manera artesanal, llegando a la
conclusión que la edad óptima para ser suministrado, es al tiempo de 28 días
y llega a tener un tiempo de prevalencia de 70 días, posterior a este tiempo
todos los microorganismos del cultivo mueren por un proceso de Oxidación
por los mismos desechos de ellos que tienden a acidificar el medio llegando a
un pH de 5.8.
95
6.2. DISCUSIÓN
6.2.1. La presente investigación arrojo distintos tipos de datos, tomando como
principal dato la ganancia de peso de los Terneros del Grupo Experimental, el
cual en el mejor de los casos refiriéndonos a los terneros de 2 a 3 meses fue
de un 32.53% más de ganancia de peso, frente a sus parejas testigo.
6.2.2. Como punto importante a destacar es que la presente investigación es inédita
hasta la presente fecha y no habido ningún otro investigador el cual ha
evaluado el uso de microorganismos de diversas regiones como probiótico en
bovinos en sí; por lo tanto, la siguiente comparación que se hace con la
investigación “Producción de Microorganismos Probióticos como aditivo
para alimentos concentrados para ganado Vacuno” del Dr. Edgar Mauricio
Vargas es para comparar los datos obtenidos con respecto al cultivo artesanal
y la ganancia de peso en bovinos.
TABLA DE COMPARACIÓN DE CULTIVO DE PROBIÓTICOS
MATERIALES TESIS TESIS COLOMBIANA
MELAZA 40% 40%
LECHE 40% 0%
PEPTONA CASEÍNA 0% 40%
MICROORGANISMOS RUMINALES
20% 20%
TOTAL 100% 100%
6.2.3. Como último punto a comparar queda la ganancia de peso en los Bovinos
Experimentales, en la tesis del Dr. Edgar Vargas los animales de estudio
tuvieron una ganancia de peso de un 20% más frente a sus parejas testigo. En
la Tesis de mi autoría la ganancia de peso de forma grupal fué de un 12.80%
más que las parejas testigo, pero si tomamos en cuenta solo el índice de
ganancia de los bovinos de 2 y 3 meses, la ganancia de estos fué de 32.53%
96
más que las parejas testigo, por lo tanto, si tomamos un grupo de bovinos de
la edad óptima para implantación de Flora Ruminal seria muchísimo mejor
que aplicarlo a bovinos con una Flora Ruminal ya implantada y funcionando.
97
VII. RECOMENDACIONES
7.1. El uso de Microorganismos Ruminales de la Zona de Daule junto con un buen
proceso de cultivo de forma artesanal y sin realizar gastos tan onerosos,
demostraron que se traducen a una mejor conversión alimenticia y ganancia de
peso en Terneros de Razas Lecheras de la zona de Santo Domingo de los
Tsáchilas.
7.2. Como edad idónea para la Implantación de Flora Ruminal en Terneros de
Razas Lecheras en la Zona del Sub Trópico Ecuatoriano se recomienda la edad
de 2 a 3 meses, ya que esta fué la edad en la cual hubo el mejor índice de
ganancia de peso frente a las otras edades que se estudiaron.
7.3. Como último punto a recomendar es el tiempo de prevalencia de un cultivo
artesanal, este es apto desde los 14 a 28 días de forma óptima, pasado este
tiempo el cultivo no tiene la misma eficacia incluso tiende a ser patógeno, ya
que el Streptococcus bovis se exacerba en el medio y puede producir una
acidosis ruminal en el bovino e incluso llevarlo a la muerte por la dicha
patología.
98
IX. BIBLIOGRAFÍA
1. Bonavet. 2011. Fisiología del rumen. http://www.bonavet.com. Caracas.
Venezuela. Pg 1. 19-12-2010. http://www.bonavet.com/digestivo.html.
2. Cobos, P.2010. Técnica in vitro para el estudio de protozoos ruminales.
Programa de ganadería de Texcoco - México. Texcoco. México. Pg 2.
09-01-2011.
http://webcache.googleusercontent.com/search?q=cache:fgr2Q_0uzcQJ:
ammveb.net/XXVII%2520CNB/memorias/Nutricion/Oral/Trabajo_55_
Tencnica_in_vitro_para.doc+medios+de+cultivo+para+protozoos&cd=
9&hl=es&ct=clnk&gl=ec.
3. Donoso, A. 2010. Medios de Cultivo para hongos. Danival.
Caracas. Venezuela. Pg 1. 09-01-2011.
http://danival.org/fungi/fungi_medios.html.
4. Gómez, A. 2009. Nutrición y alimentación bovina. Nutrición Bovina. Cali.
Colombia. Pg 1. 05-01-2011. http://adappecuarias.blogspot.com/.
5. González. G. 1999. Bacterias del rumen en terneros. Calfnotes. Texas.
Estados Unidos de América. Pg 3. 09-01-2011.
http://www.calfnotes.com/pdffiles/CN005e.pdf.
6. Innovar. 2010. Probióticos para bovinos.
http://www.portaldemisterios.com. México DF. México. Pg 3. 05-01-
2011. http://www.portaldemisterios.com/videos/yt-hL9F-PrGl9I.
7. Kamade, G. 2006. Digestion Ruminal y Nutrición. Producción Animal.
99
Cordova. Argentina. Pg 1. 09-01-2011. http://www.produccion-
animal.com.ar/informacion_tecnica/manejo_del_alimento/96-
digestion_ruminal.pdf.
8. Lier, E. 2009. Ecosistema Ruminal. Departamento de producción animal y
pasturas. Caracas Venezuela. Pg 16 – 19. 09-01-2011.
http://cursoafa2009.webs.com/Ecosistema-Reticulo-Ruminal-2009.pdf.
9. Loerch, S. 1998. Ionóforos, antibióticos, probióticos y supresores del celo.
Producción bovina de carne. Cordova. Argentina. Pg 1. 05-01-2011.
http://www.produccion-
animal.com.ar/informacion_tecnica/invernada_promotores_crecimiento/
10-ionoforos_antibioticos_probioticos_supresores_celo.htm.
10. Montalbetti, A. 2011. Microbiología del rumen. Monografías. Santiago de
Chile. Chile. Pg 2. 09-01-2011.
http://www.monografias.com/trabajos7/rumen/rumen.shtml.
11. Nava, C. 2001. Microorganismos Ruminales. Facultad de Medicina
Veterinaria de la UNAM. México Df. México. Pg 5. 09-01-2011.
http://www.fmvz.unam.mx/fmvz/enlinea/Ruminal/microorganismos.htm.
12. Relling y Mattioli. 2003. Fisiología digestiva y metabólica de los
rumiantes. http://www.fcv.unlp.edu.ar. La Plata. Argentina. Pg 1. 05-
01-2011. http://www.fcv.unlp.edu.ar/sitios-
catedras/41/material/fisio.pdf.
13. Rivera, B. 2010. Aspectos generales sobre el rumen y su fisiología.
100
Virbac. Guadalajara. México. Pg 1. 09-01-2011.
http://www.virbac.com.mx/bovinos/publicaciones/rumen.asp.
14. Rodríguez, A. 2008. Microbiología ruminal. Estación experimental
agrícola. San Juan. Puerto Rico. Pg 1. 09-01-2011.
http://www.uprm.edu/ciag/inpe/ruminantia/ruminantia3-1-2008.pdf.
15. Romero, C. 2010. Técnicas básicas para el cultivo de microorganismos:
siembra y estudio de bacterias. Scribd. Guadalajara. México. Pg 4. 09-
01-2011. http://www.scribd.com/doc/14173131/5-Técnicas-Básicas-
Para-El-Cultivo-de-Microorganismos.
16. Rosario, M. 1999. Adhesión Microbiana del Rumen. Universidad Agraria
de Cali. Cali. Colombia. Pg 2 . 09-01-2011.
http://www.agrarias.unlz.edu.ar/files/anatomia/adhesion%20en%20rum
en.htm.
17. Rosario, M. 1999. Bacterias Ruminales. Universidad Agraria de Cali. Cali.
Colombia. Pg 1. 09-01-2011.
http://www.agrarias.unlz.edu.ar/files/anatomia/bacterias%20ruminales.h
tm.
18. Universidad de Chile Facultad de Medicina Veterinaria y Pecuaria. 1982.
Aspectos generales de la microbiología del rumen. Monografias de
Medicina Veterinaria. Santiago de Chile. Chile. Pg 1. 09-01-2011.
http://www.monografiasveterinaria.uchile.cl/CDA/mon_vet_simple/0,14
20,SCID%253D7700%2526ISID%253D411%2526PRT%253D7669,00.
html.
101
19. Wikipedia. 2010. Cultivo (microbiología). Wikipedia. La Plata. Argentina.
Pg 2. 09-01-2011.
http://es.wikipedia.org/wiki/Cultivo_%28microbiolog%C3%ADa%29.
20. Zaluzzi, L. 2011. Habilidad degradativa diferencial de bacterias y hongos
ruminales. Facultad de Agronomía de la Pampa. Pampa. Argentina. Pg
8. 09-01-2011. http://www.aapa.org.ar/congresos/2002/NaPdf/na48.pdf.
21. Zhau, A. 2011. Conceptos Básicos sobre la Digestión de los Rumiantes.
Echotech. México DF. México. Pg 1. 13-06-2011.
http://www.midiatecavipec.com/alibal/alibal100108.htm.
22. Zion, D. 2011. El Aparato Digestivo de los Rumiantes. Facultad de
Ciencias Naturales de la Universidad del Cauca. Cauca. Colombia. Pg 3.
13-06-2011. http://www.slideshare.net/mjurado14/aparato-digestivo-de-
los-rumiantes-365816.
23. Zornoza, J. 2011. Sistema Digestivo de Rumiantes y Aves. Universidad
Nacional Agraria La Molina. Lima. Perú. Pg 1. 13-06-2011.
http://www.monografias.com/trabajos10/ruav/ruav.shtml.
24. Zumaya, H. 2011. Digestión de la Vaca Lechera. InfoAgro. Buenos Aires.
Argentina. Pg 2. 13-06-2011.
http://www.infocarne.com/bovino/digestion_vaca.asp.
102
X. ANEXOS
ANEXO N°1.
EVALUACIÓN FINAL DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT.
# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
PESO. 90 DÍAS
PESO INICIAL DIFERENCIA
PESO. 90 DÍAS
PESO INICIAL DIFERENCIA
1 106,03 85,45 20,58 130,40 95,45 34,95
2 151,38 104,54 46,84 145,23 113,63 31,60
3 156,24 118,18 38,06 150,54 120,00 30,54
4 174,89 133,63 41,26 144,44 118,18 26,26
5 186,78 145,45 41,33 172,90 129,54 43,36
6 209,40 153,73 55,67 229,91 184,09 45,82
TOTAL 984,72 740,98 243,74 973,42 760,89 212,53
EXPERIMENTAL: TESTIGO:
n = 6
∑x = 243,74
= 40,62
S = 11,61
C.V= 28,58
S. = 4,75
n = 6
∑x = 212,53
= 34,42
S = 7,66
C.V= 21,62
S. = 3,13
103
“t” DE STUDENT FINAL DE 90 DÍAS E INICIAL.
te = 2.04 *
g.l. = 10
tt = (0.05) 1.812 (p 0.05)
tt = (0.01) 2.764 (p 0.01)
ANEXO N°2.
EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT A LOS 0 DÍAS.
104
0 DÍAS
# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
1 85,45 95,45
2 104,54 113,63
3 118,18 120
4 133,63 118,18
5 145,45 129,54
6 153,73 184,09
TOTAL 740,98 760,89
EXPERIMENTAL: TESTIGO:
“t” DE STUDENT A LOS 0 DÍAS.
n = 6
∑x = 740.98
= 123.49
S = 25.82
C.V= 20.90
S. = 10.58
n = 6
∑x = 760.89
= 126.82
S = 30.22
C.V= 23.82
S. = 12.38
105
te = -0.45 (N.S)
g.l. = 10
tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)
tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)
ANEXO N°3.
EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT A LOS 15 DÍAS.
15 DÍAS
# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
106
1 85,45 100
2 112.72 118.18
3 120 125.90
4 136.36 121.81
5 153.63 140.45
6 165.45 195.45
TOTAL 773.61 801.79
EXPERIMENTAL: TESTIGO:
“t” DE STUDENT A LOS 15 DÍAS.
n = 6
∑x = 773.61
= 128.94
S = 29.09
C.V= 22.56
S. = 11.92
n = 6
∑x = 801.79
= 133.63
S = 32.97
C.V= 24.67
S. = 13.51
107
te = -0.58 (N.S)
g.l. = 10
tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)
tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)
ANEXO N°4.
EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT A LOS 30 DÍAS.
30 DÍAS
# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
1 88.18 105.45
2 122.72 121.81
3 122.72 130.90
108
4 144.54 122.72
5 159.09 144.54
6 165.45 196.36
TOTAL 802.7 821.78
EXPERIMENTAL: TESTIGO:
“t” DE STUDENT A LOS 30 DÍAS.
n = 6
∑x = 802.7
= 133.78
S = 28.57
C.V= 21.35
S. = 11.70
n = 6
∑x = 821.78
= 136.96
S = 31.77
C.V= 23.19
S. = 13.02
109
te = -0.41 (N.S)
g.l. = 10
tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)
tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)
ANEXO N°5.
EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT A LOS 45 DÍAS.
45 DÍAS
# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
1 95.45 109.09
2 130 130
3 132.72 132.72
110
4 150.90 129.09
5 165 147.72
6 175 206.81
TOTAL 849.07 855.43
EXPERIMENTAL: TESTIGO:
“t” DE STUDENT A LOS 45 DÍAS.
n = 6
∑x = 849.07
= 141.51
S = 28.61
C.V= 20.21
S. = 11.56
n = 6
∑x = 855.43
= 142.57
S = 33.79
C.V= 23.70
S. = 13.84
111
te = -0.13 (N.S)
g.l. = 10
tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)
tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)
ANEXO N°6.
EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT A LOS 60 DÍAS.
60 DÍAS
# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
1 101.81 125
2 138.18 136.36
3 144.54 143.18
112
4 165.45 134.54
5 170.90 154.54
6 189.09 215.90
TOTAL 909.97 909.52
EXPERIMENTAL: TESTIGO:
“t” DE STUDENT A LOS 60 DÍAS.
n = 6
∑x = 909.97
= 151.66
S = 30.59
C.V= 20.17
S. = 12.53
n = 6
∑x = 909.52
= 151.58
S = 32.99
C.V= 21.76
S. = 13.52
113
te = 0.0097 (N.S)
g.l. = 10
tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)
tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)
ANEXO N°7.
EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT A LOS 75 DÍAS.
75 DÍAS
# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
1 103.18 126.9
2 144.54 140.9
3 150 146.36
114
4 170 139.09
5 178.18 163.63
6 199.54 221.81
TOTAL 945.44 938.69
EXPERIMENTAL: TESTIGO:
“t” DE STUDENT A LOS 75 DÍAS.
n = 6
∑x = 945.44
= 157.17
S = 33.24
C.V= 21.09
S. = 13.62
n = 6
∑x = 938.69
= 156.44
S = 34.18
C.V= 21.84
S. = 14.00
115
te = 0.12 (N.S)
g.l. = 10
tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)
tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)
ANEXO N°8.
EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT A LOS 90 DÍAS.
90 DÍAS
# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
1 106.03 130.40
2 151.38 145.23
3 156.24 150.54
116
4 174.89 144.44
5 186.78 172.90
6 209.40 229.91
TOTAL 984.72 973.42
EXPERIMENTAL: TESTIGO:
“t” DE STUDENT A LOS 90 DÍAS.
n = 6
∑x = 984.72
= 164.12
S = 35.43
C.V= 21.58
S. = 14.52
n = 6
∑x = 973.42
= 162.23
S = 35.91
C.V= 22.13
S. = 14.71
117
te = 0.20 (N.S)
g.l. = 10
tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)
tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)
ANEXO N° 9.
EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT DEL CONTEO DE
GLÓBULOS BLANCOS AL INICIO Y AL FINAL LA INVESTIGACIÓN.
CONTEO TOTAL DE GLÓBULOS BLANCOS AL INICIO Y AL FINAL DE LA
118
INVERSTIGACIÓN.
VALOR REFERENCIAL DE 4000 A 12000
# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
FINAL INICIO DIFERENCIA FINAL INICIO DIFERENCIA
1 13150 12700 450 20200 11500 8700
2 13750 18500 -4750 15050 13500 1550
3 14500 10350 4150 11500 11200 300
4 21400 11950 9450 14100 10250 3850
5 16700 12100 4600 15350 13150 2200
6 19100 12500 6600 21350 14200 7150
TOTAL 20500 23750
EXPERIMENTAL: TESTIGO:
n = 6
∑x = 20500
= 3416.66
S = 4979.32
C.V= 145.73
S. = 2040.70
n = 6
∑x = 23700
= 3958.33
S = 3315.33
C.V= 83.75
S. = 1358.90
119
“t” DE STUDENT DEL CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS
te = -0.49 (N.S)
g.l. = 10
tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)
tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)
ANEXO N° 10
EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT DEL CONTEO DE
GLÓBULOS BLANCOS AL INICIO DE LA INVESTIGACIÓN.
CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS
REFERENCIA: 4000 A 12000
# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
1 12700 11500
2 18500 13500
3 10350 11200
4 11950 10250
5 12100 13150
120
6 12500 14800
EXPERIMENTAL: TESTIGO:
“t” DE STUDENT AL INICIO DE LA INVESTIGACIÓN CON RESPECTO
AL CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS.
n = 6
∑x = 78100
= 13016.66
S = 2811.52
C.V= 21.60
S. = 1152.26
n = 6
∑x = 73800
= 12400
S = 1697.35
C.V= 13.68
S. = 695.63
121
te = 32.38 ***
g.l. = 10
tt = (0.05) 1.812 (p 0.05)
tt = (0.01) 2.764 (p 0.01)
ANEXO N° 11
EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT DEL CONTEO DE
GLÓBULOS BLANCOS AL FINAL DE LA INVESTIGACIÓN.
CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS
REFERENCIA: 4000 A 12000
# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO
1 13150 20200
2 13750 15050
3 14500 11500
4 21400 14100
5 16700 15350
122
6 19100 21350
EXPERIMENTAL: TESTIGO:
“t” DE STUDENT AL FINAL DE LA INVESTIGACIÓN CON RESPECTO
AL CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS.
n = 6
∑x = 98600
= 16433.33
S = 3273.17
C.V= 19.91
S. = 1341.46
n = 6
∑x = 97550
= 16258.33
S = 3769.53
C.V= 23.18
S. = 1544.88
123
te = 6.04 **
g.l. = 10
tt = (0.05) 1.812 (p 0.05)
tt = (0.01) 2.764 (p 0.01)
ANEXO N°12
EXÁMEN DE LABORATORIO #1
BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #1 AL INICIO DE LA
INVESTIGACIÓN.
124
EXÁMEN DE LABORATORIO #2
BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #1 AL INICIO DE LA
INVESTIGACIÓN.
125
EXÁMEN DE LABORATORIO #3
BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #2 AL INICIO DE LA
INVESTIGACIÓN.
126
EXÁMEN DE LABORATORIO #4
BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #2 AL INICIO DE LA
INVESTIGACIÓN.
127
EXÁMEN DE LABORATORIO #5
BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #3 AL INICIO DE LA
INVESTIGACIÓN.
128
EXÁMEN DE LABORATORIO #6
BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #3 AL INICIO DE LA
INVESTIGACIÓN.
129
EXÁMEN DE LABORATORIO #7
BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTA #4 AL INICIO DE LA
INVESTIGACIÓN.
130
EXÁMEN DE LABORATORIO #8
BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #4 AL INICIO DE LA
INVESTIGACIÓN.
131
EXÁMEN DE LABORATORIO #9
BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #5 AL INICIO DE LA
INVESTIGACIÓN.
132
EXÁMEN DE LABORATORIO #10
BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #5 AL INICIO DE LA
INVESTIGACIÓN.
133
EXÁMEN DE LABORATORIO #11
BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #6 AL INICIO DE LA
INVESTIGACIÓN.
134
EXÁMEN DE LABORATORIO #12
BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #6 AL INICIO DE LA
INVESTIGACIÓN.
135
EXÁMEN DE LABORATORIO #13
BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #1 AL FINAL DE LA
INVESTIGACIÓN.
136
EXÁMEN DE LABORATORIO #14
BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #1 AL FINAL DE LA
INVESTIGACIÓN.
137
EXÁMEN DE LABORATORIO #15
BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #2 AL FINAL DE LA
INVESTIGACIÓN.
138
EXÁMEN DE LABORATORIO #16
BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #2 AL FINAL DE LA
INVESTIGACIÓN.
139
EXÁMEN DE LABORATORIO #17
BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #3 AL FINAL DE LA
INVESTIGACIÓN.
140
EXÁMEN DE LABORATORIO #18
BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #3 AL FINAL DE LA
INVESTIGACIÓN.
141
EXÁMEN DE LABORATORIO #19
BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #4 AL FINAL DE LA
INVESTIGACIÓN.
142
EXÁMEN DE LABORATORIO #20
BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #4 AL FINAL DE LA
INVESTIGACIÓN.
143
EXÁMEN DE LABORATORIO #21
BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #5 AL FINAL DE LA
INVESTIGACIÓN.
144
EXÁMEN DE LABORATORIO #22
BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #5 AL FINAL DE LA
INVESTIGACIÓN.
145
EXÁMEN DE LABORATORIO #23
BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #6 AL FINAL DE LA
INVESTIGACIÓN.
146
EXÁMEN DE LABORATORIO #24
BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #6 AL FINAL DE LA
INVESTIGACIÓN.
147
ANEXO N° 13
GANANCIA DE PESO DEL GRUPO EXPERIMENTAL VS EL GRUPO
TESTIGO
148
GANANCIA DE PESO DEL GRUPO EXPERIMENTAL VS EL GRUPO TESTIGO
GRUPOS 0
DÍAS 15
DÍAS 30
DÍAS 45
DÍAS 60
DÍAS 75
DÍAS 90
DÍAS
GRUPO EXPERIMENTAL 740,9 773,63 802,72 849,09 910 945,44 984,72
GRUPO TESTIGO 760,9 801,81 821,81 855,45 909,54 938,69 973,42
ANEXO N°14
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (1 MES) VS
TERNERO TESTIGO (1 MES).
ANEXO N°15
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (2MESES) VS
TERNERO TESTIGO (2 MESES).
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (1 MES) VS
TERNERO TESTIGO (1 MES).
TERNEROS 0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 75 DÍAS 90 DÍAS
EXPERIMENTAL 85,45 85,45 88,18 95,45 101,81 103,18 106,03
TESTIGO 95,45 100 105,45 109,09 125 126,9 130,4
149
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (2 MESES) VS
TERNERO TESTIGO (2 MESES).
TERNEROS 0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 75 DÍAS 90 DÍAS
EXPERIMENTAL 104,54 112,72 122,72 130 138,18 144,54 151,38
TESTIGO 113,63 118,18 121,81 130 136,36 140,9 145,23
ANEXO N°16
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (3 MESES) VS
TERNERO TESTIGO (3 MESES).
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (3 MESES) VS
TERNERO TESTIGO (3 MESES).
TERNEROS 0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 75 DÍAS 90 DÍAS
EXPERIMENTAL 118,18 120 122,72 132,72 144,54 150 156,24
TESTIGO 120 125,9 130,9 132,72 143,18 146,36 150,54
ANEXO N°17
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (4 MESES) VS
TERNERO TESTIGO (4 MESES).
150
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (4 MESES)
VS TERNERO TESTIGO (4 MESES).
TERNEROS 0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 75 DÍAS 90 DÍAS
EXPERIMENTAL 133.63 136.36 144.54 150.9 165.45 170 174.89
TESTIGO 118.18 121.81 122.72 129.09 134.54 139.09 144.44
ANEXO N°18
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (5 MESES) VS
TERNERO TESTIGO (5 MESES).
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (5 MESES) VS
TERNERO TESTIGO (5 MESES).
TERNEROS 0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 70 DÍAS 90 DÍAS
EXPERIMENTAL 145.45 153.63 159.09 163.63 170.9 178.18 186.78
TESTIGO 129.54 140.45 144.54 147.72 154.54 163.63 172.9
ANEXO N°19
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (6 MESES) VS
TERNERO TESTIGO (6 MESES).
151
GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (6 MESES) VS
TERNERO TESTIGO (6 MESES).
TERNEROS 0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 75 DÍAS 90 DÍAS
EXPERIMENTAL 153.63 165.45 165.45 175 189.09 199.54 209.4
TESTIGO 184.09 195.45 196.36 206.81 215.9 221.81 229.91
ANEXO N°20
FOTO N°1
152
DETALLES:
En la Foto N°1 podemos observar una placa teñida con la Técnica de Tinción de
Gram, donde se encuentran los Microorganismos Ruminales (Lactobacillus)
cultivados de Forma Artesanal.
153
ANEXO N°21
FOTO N°2
DETALLES:
En la Foto N°2 podemos observar la Fachada Anterior de el Camal Municipal de
Daule.
154
FOTO N°3
DETALLES:
En la Foto N°3 se puede observar al Ganado Brahman en el corral de Descanso
Previo al Sacrificio.
FOTO N°4
155
DETALLES:
En la Foto N°4 podemos observar el Líquido Ruminal de los Bovinos Brahman
Faenados, previo a ser colado con la ayuda de una tela previamente colocada en la
parte superior de un balde, para obtener el líquido Ruminal sin Restos Vegetales.
FOTO N°5
156
DETALLES:
En la Foto N°5 podemos observar cómo se realizaba el conteo de las bacterias con la
ayuda de la cámara de Neubauer.
FOTO N°6
157
DETALLES:
En la Foto N°6 podemos observar uno de los 64 cuadrantes que tiene la Cámara de
Neubauer, cargada con contenido Ruminal diluido en Agua Destilada con una
relación de 1:20 para facilitarme el conteo de microorganismos, para posterior
registro.
FOTO N°7
158
DETALLES:
En la Foto N°7 podemos observar una secuencia de un Video del Líquido Ruminal
visto bajo el microscopio a 40x. En la secuencia se observa a las bacterias, protozoos
y restos vegetales de los cuales se alimentas dichos microorganismos.
VER ANEXO N°22
FOTO N°8
159
DETALLES:
En la Foto N°8 podemos observar el Material de Cristal como Fiola, Matraz y
Frascos de Cultivo previos al Autoclavado para su total de desinfección y posterior
envase del Cultivo Preparado.
FOTO N°9
160
DETALLES:
En la Foto N°9 podemos observar cómo se preparó la leche “la vaquita” y se
repartió en los envases de cristal para su posterior mezclado con los demás
ingredientes del Cultivo.
FOTO N°10
161
DETALLES:
En la Foto N°10 podemos observar como después de agregar la leche se procedió a
agregar la melaza, para finalmente añadir el líquido Ruminal a cultivarse.
FOTO N°11
162
DETALLES:
En la Foto N°11 se puede observar como después de la aplicación del líquido
ruminal como último ingrediente para el cultivo, éste se mezcla de manera
homogénea con la leche; y la melaza por su mayor densidad se desplaza hacia el
fondo del preparado.
También podemos indicar que los cultivos permanecieron durante todo el cultivo en
la incubadora a una temperatura de 37°C.
FOTO N°12
163
DETALLES:
En la Foto N°12 podemos observar que el cultivo después de 28 días manifiesta
procesos fermentativos propios de los microorganismos con la liberación de AGV`s
(Ácidos Grasos Volátiles), principalmente de Metano. Nótese la hinchazón de las
tapas.
FOTO N°13
164
DETALLES:
En la Foto N°13 se estaba procediendo a suministrar el Cultivo de Microorganismos
o Bebida Probiótica a los Terneros del Grupo Experimental.
FOTO N°14
165
DETALLES:
En la Foto N°14 se puede observar cómo se suministraba la bebida Probiótica a los
Terneros del Grupo experimental.
FOTO N°15
166
DETALLES:
En la Foto N°15 se puede observar que posterior a la suministración de la Bebida
Probiótica o Cultivo, se procedía a enviarlos a los dos Grupos al Potrero a que sigan
con su normal pastoreo.