UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
TRABAJO DE TITULACIÓN
PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA
TÍTULO
Evaluación de carga parasitaria en camarón L. Vannamei en cultivos
sostenibles de arroz con camarón.
AUTOR:
PABLO ANTONIO HIDALGO MORALES
TUTOR ACADEMICO:
Ing. ALDO LOQUI SÁNCHEZ, MSc.
GUAYAQUIL, JUNIO 2020
i
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIDAD DE TITULACIÓN
REPOSITORIO NACIONAL EN CIENCIA Y TECNOLOGÍA
FICHA DE REGISTRO DE TESIS
TÍTULO Y SUBTÍTULO: Evaluación de carga parasitaria en camarón L.
Vannamei en cultivos sostenibles de arroz con camarón.
AUTOR/ES: Pablo Antonio Hidalgo Morales
TUTOR REVISOR: Ing. Aldo Loqui Sánchez, MSc.
INSTITUCIÓN: Universidad de Guayaquil
FACULTAD: Medicina Veterinaria y Zootecnia
CARRERA: Medicina Veterinaria y Zootecnia
FECHA DE
PUBLICACIÓN:
10/junio/2020
N° de Páginas: 60
ÁREAS TEMÁTICAS: Producción animal
PALABRAS CLAVE:
RESUMEN: La presente investigación, fue realizada en terrenos de la
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad de
Guayaquil- Ecuador, se utilizaron 1 500 especímenes de L. vannamei con
un grado de salinidad al 2 %, el principal objetivo fue diagnosticar y controlar
la carga parasitaria que afectan a los camarones cultivados en piscinas de
agua dulce.
El estudio se realizó en cultivos del camarón alimentados con harina
hidropónica de soya 5% (HSH) y con balanceado comercial. El análisis
ii
estadístico planteado para la investigación fue descriptivo con el test:
bucheli para valorar la presencia de parásitos de dos variables
independientes, alimentación y calidad de agua, los resultados fueron los
esperados dado que no hubo presencia de ningún tipo de ecto-endo
parásito, alguna enfermedad oportunista, en los 60 especímenes divididos
en 3 muestreos, las muestras obtenidas se procesaron en el Laboratorio de
la Facultad De Medicina Veterinaria Y Zootecnia De La Universidad De
Guayaquil, el comportamiento normal durante la captura de especímenes,
proceso en el cual es fundamental la detección de comportamientos de
ciertas patologías asociadas a parásitosis o enfermedades , los parámetros
de agua (pH, oxígeno disuelto, amonio y temperatura) se mantuvieron en
los rangos óptimos de producción para la supervivencia de los
especímenes y una excelente rentabilidad en la inclusión del cultivo de
arroz como medio de filtración y purificación de agua el cual mantuvo los
rangos esperados.
N. DE REGISTRO (EN
BASE DE DATOS): N. DE CLASIFICACIÓN:
DIRECCIÓN URL (TESIS EN LA WEB):
ADJUNTO PDF: SI (x) NO
CONTACTO CON
AUTORES/ES:
TELÉFONO:
0984811335
E-MAIL:
CONTACTO EN LA
INSTITUCIÓN:
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL, FACULTAD
DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
TELÉFONO: 04-211-9498
E-MAIL: [email protected]
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CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIDAD DE TITULACIÓN
TRABAJO DE TITULACIÓN
PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:
MÉDICO VETERINARIO Y ZOOTECNISTA
Los miembros del tribunal de sustentación designados por la comisión
interna de la facultad de medicina veterinaria y zootecnia, damos por
aprobada la presente investigación con la nota de 8.92 equivalente a MUY
BUENA.
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CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIDAD DE TITULACIÓN
CERTIFICADO DEL TUTOR
Guayaquil, 06 de Marzo del 2020
Biol. Marcelo Zambrano Alarcón MSc.
Vicedecano
Facultad Medicina Veterinaria y Zootecnia
Universidad de Guayaquil
Ciudad. _
De mis consideraciones:
Envió a Ud. El informe, correspondiente a la tutoría realizada al Trabajo de
Titulación Evaluación de carga parasitaria en camarón L. Vannamei en
cultivos sostenibles de arroz con camarón, del estudiante HIDALGO
MORALES PABLO ANTONIO indicando que ha cumplido con todos los
parámetros establecidos en la normativa vigente:
✓ El trabajo es el resultado de una investigación.
✓ El estudiante demuestra conocimiento profesional integral.
✓ El trabajo presenta una propuesta en el área de conocimiento.
✓ El nivel argumentación es coherente con el campo de conocimiento.
Adicionalmente, se adjunta el certificado de porcentaje de similitud y la
valoración del trabajo de titulación, CERTIFICO, para los fines pertinentes
que el estudiante esta apto para continuar el proceso de revisión final.
Atentamente,
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CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIDAD DE TITULACIÓN
CERTIFICADO PORCENTAJE DE SIMILITUD
Habiendo sido nombrado ING. ALDO LOQUI SANCHEZ, tutor del trabajo
de titulación certifico que el presente trabajo de titulación ha sido elaborado
por PABLO ANTONIO HIDALGO MORALES C.C. 0940519861, con mi
respectiva supervisión como requerimiento parcial para la obtención del
título de Médico Veterinario y Zootecnista.
Se informa que el trabajo de titulación: “EVALUACION DE CARGA
PARASITARIA DE CAMARÓN L. VANNAMEI EN CULTIVOS SOSTENIBLES
DE ARROZ CON CAMARÓN”, ha sido orientado durante todo el periodo de
ejecución en el programa antiplagio URKUND quedando el 9% de coincidencia.
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CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIDAD DE TITULACIÓN
CERTIFICADO DEL TUTOR REVISOR
Habiendo sido nombrado GALO ERNESTO MARTÍNEZ CEPEDA, tutor
del trabajo de titulación “Evaluación de carga parasitaria en camarón L.
Vannamei en cultivos sostenibles de arroz con camarón” , certifico que
el presente trabajo de titulación, elaborado por Pablo Antonio Hidalgo
Morales, con C.I. No. 0940519861, con mi respectiva supervisión como
requerimiento parcial para la obtención del título de Médico Veterinario y
Zootecnista, en la Carrera/Facultad, ha sido REVISADO y APROBADO en
todas sus partes, encontrándose apto para su sustentación.
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CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIDAD DE TITULACIÓN
LICENCIA GRATUITA INTRANSFERIBLE Y NO EXCLUSIVA PARA EL USO
NO COMERCIAL DE LA OBRA CON FINES NO ACADÉMICOS
Yo, Pablo Antonio Hidalgo Morales con C.I. No. 0940519861, certifico que
los contenidos desarrollados en este trabajo de titulación, cuyo título es
“Evaluación de carga parasitaria en camarón L. Vannamei en cultivos
sostenibles de arroz con camarón” son de mi absoluta propiedad y
responsabilidad Y SEGÚN EL Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA
ECONOMÍA SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E
INNOVACIÓN*, autorizo el uso de una licencia gratuita intransferible y no
exclusiva para el uso no comercial de la presente obra con fines no
académicos, en favor de la Universidad de Guayaquil, para que haga uso
del mismo, como fuera pertinente.
__________________________________________
Pablo Antonio Hidalgo Morales
C.I.: 0940519861
*CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS,
CREATIVIDAD E INNOVACIÓN (Registro Oficial n. 899 - Dic./2016) Artículo 114.- De
los titulares de derechos de obras creadas en las instituciones de educación superior y
centros educativos.- En el caso de las obras creadas en centros educativos,
universidades, escuelas politécnicas, institutos superiores técnicos, tecnológicos,
pedagógicos, de artes y los conservatorios superiores, e institutos públicos de
investigación como resultado de su actividad académica o de investigación tales como
trabajos de titulación, proyectos de investigación o innovación, artículos académicos,
u otros análogos, sin perjuicio de que pueda existir relación de dependencia, la
titularidad de los derechos patrimoniales corresponderá a los autores. Sin embargo, el
establecimiento tendrá una licencia gratuita, intransferible y no exclusiva para el uso no
comercial de la obra con fines académicos.
viii
DEDICATORIA
Este paso importante en mi vida va dedicado a mis padres, Dr José Hidalgo
y Lic. Esther Morales, cuyos esfuerzos son los responsables de mi
formación académica y a mi hermano José Luis Hidalgo por su apoyo y por
siempre estar a mi lado.
ix
AGRADECIMIENTO
Mi eterno reconocimiento al todo poderoso por brindarme salud y sabiduría,
en tantos años de estudio pasados y los venideros.
Mención especial a mis padres por siempre ser la luz que me guían por el
camino del bien y hacer de mi un profesional a carta cabal.
También mi agradecimiento especial a mis queridos abuelitos paternos que
desde el cielo guían mis pasos y a mis abuelitos maternos que siempre
están a mi lado.
Un reconocimiento sincero al Ing. Aldo Loqui por su gran desempeño como
mentor y tutor del presente trabajo.
A mis compañeros de aula y hoy colegas, mi gratitud por siempre todo lo
actuado y compartidos entre nosotros durante el desarrollo de nuestra
titulación.
A todo el cuerpo docente de nuestra prestigiosa facultad por sus sabias
enseñanzas.
A todos gracias, muchas gracias.
x
ÍNDICE DE CONTENIDO
ÍNDICE DE CONTENIDO ............................................................................. x
ÍNDICE DE TABLAS ................................................................................... xii
ÍNDICE DE GRÁFICOS .............................................................................. xiii
ÍNDICE DE ANEXOS ................................................................................. xiv
ÍNDICE DE FIGURAS ................................................................................ xv
INDICE DE ILUSTRACIONES.................................................................... xvi
I. INTRODUCCIÓN .......................................................................................... 1
Planteamiento del problema .................................................................. 3
Justificación ........................................................................................... 3
Objetivos De La Investigación ............................................................... 4
1.3.1 Objetivo General ............................................................................. 4
1.3.2 Objetivos Específicos ..................................................................... 4
Variables ............................................................................................... 5
1.4.1 Variable Independiente ................................................................... 5
1.4.2 Variable Dependiente ..................................................................... 5
II. MARCO TEÓRICO ....................................................................................... 6
2.1 Camaronicultura en Ecuador ................................................................. 6
2.2 Características biológicas ...................................................................... 7
2.2.1 Camarón blanco (L. vannamei) ....................................................... 7
2.3 Clasificación taxonómica ....................................................................... 9
2.4 Medio ambiente ..................................................................................... 9
2.5 Ciclo de vida. ....................................................................................... 10
2.5.1 Nauplio ......................................................................................... 10
2.5.2 Protozoea ..................................................................................... 11
2.5.3 Mysis ............................................................................................ 11
2.5.4 Post-larvas ................................................................................... 11
2.6 Etapas de la muda. .............................................................................. 11
2.7 Calidad de agua .................................................................................. 12
2.8 Enfermedades parasitarias en camarones. .......................................... 13
2.8.1 Principales parásitos encontrados en camarones de cultivo. ........ 14
2.8.2 Transmisión. ................................................................................. 16
2.8.3 Distribución geográfica de los parásitos. ...................................... 17
2.8.4 Diagnóstico ................................................................................... 17
III. MARCO METODOLÓGICO .................................................................... 19
xi
3.5.1 Población...................................................................................... 23
3.5.2 Tipo de investigación .................................................................... 23
3.5.3 Muestreos ..................................................................................... 23
3.6.1.1 Determinación de signos clínicos. ......................................... 25
3.6.1.2 Preparación en laboratorio. ................................................... 25
3.6.2.1 Temperatura .......................................................................... 26
3.6.2.2 pH ......................................................................................... 26
3.6.2.3 Salinidad ............................................................................... 27
3.6.2.4 Oxígeno disuelto.................................................................... 27
IV. RESULTADOS ........................................................................................ 28
V. DISCUSIÓN ................................................................................................ 35
VI. CONCLUSIÓN ........................................................................................ 36
VII. RECOMENDACIONES ........................................................................... 37
VIII. BIBLIOGRAFÍA ....................................................................................... 38
IX. ANEXOS ................................................................................................. 41
X. ILUSTRACIONES ....................................................................................... 50
xii
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Taxonomía del camarón ........................................................................ 9
Tabla 2. Calidad del agua para el cultivo del camarón ....................................... 13
Tabla 3. Presencia de parásitos en camarones L. vannamei. ............................ 28
Tabla 4. Presencia de parasito promedio por fecha de análisis. ........................ 28
Tabla 5. Promedio final de la temperatura del agua obtenida durante el
muestreo. .......................................................................................................... 29
Tabla 6. Promedio final de la salinidad del agua obtenida durante el muestreo. 30
Tabla 7. Promedio final del pH del agua obtenida durante el muestreo. ............ 31
Tabla 8. Promedio final del oxígeno disuelto del agua obtenida durante el
muestreo. .......................................................................................................... 32
Tabla 9. Promedio final de la mortalidad obtenida durante la investigación. ...... 33
Tabla 10. Primer análisis de los especímenes alimentados con Balanceado
Comercial .......................................................................................................... 47
Tabla 11. Primer análisis de los especímenes alimentados con Balanceado
Comercial + Harina de Soya hidropónica ........................................................... 47
Tabla 12. Segundo análisis de los especímenes alimentados con Balanceado
Comercial .......................................................................................................... 48
Tabla 13. Segundo análisis de los especímenes alimentados con Balanceado
Comercial + Harina de Soya hidropónica ........................................................... 48
Tabla 14. Tercer análisis de los especímenes alimentados con Balanceado
Comercial .......................................................................................................... 49
Tabla 15. Tercer análisis de los especímenes alimentados con Balanceado
Comercial + Harina de Soya hidropónica ........................................................... 49
xiii
ÍNDICE DE GRÁFICOS
Gráfico 1. Carga parasitaria en camarones L. vannamei. ........................ 29
Gráfico 2. Temperatura del agua obtenida durante el muestreo. ............. 30
Gráfico 3. Salinidad del agua obtenida durante el muestreo. .................. 31
Gráfico 4. pH del agua obtenida durante el muestreo. ............................. 32
Gráfico 5. Oxígeno disuelto del agua obtenida durante el muestreo. ...... 33
Gráfico 6. Mortalidad obtenida en cada muestreo. .................................. 34
xiv
ÍNDICE DE ANEXOS
Anexo 1. Resultados del análisis de agua ............................................... 41
Anexo 2. Resultados del análisis del suelo de la piscina control ............. 43
Anexo 3. Resultado del análisis del suelo de la piscina en tratamiento. .. 45
Anexo 4. Costo de la investigación .......................................................... 50
file:///E:/respaldos/RESPALDO/mayra/TESIS-Hidalgo.docx%23_Toc37103990file:///E:/respaldos/RESPALDO/mayra/TESIS-Hidalgo.docx%23_Toc37103991
xv
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Estructuras básicas el camarón .................................................. 8
Figura 2. Ciclo de vida típico del género L. vannamei. ............................ 10
Figura 3. Localización de la zona de trabajo. ........................................... 19
Figura 4. Superficie de la zona de trabajo. .............................................. 20
file:///E:/respaldos/RESPALDO/mayra/TESIS-Hidalgo.docx%23_Toc37104022
xvi
INDICE DE ILUSTRACIONES
Ilustración 1. Espécimen vivo L. vannamei. ............................................. 50
Ilustración 2. Observación de motilidad de dos muestras vivas. .............. 50
Ilustración 3. Biol. Freire Lascano, analizando 2 especímenes del estudio.
................................................................................................................. 51
Ilustración 4. Medición de espécimen (L. vannamei). .............................. 51
Ilustración 5. Muestra de especímenes, "A" alimentación con harina de soya
+ balanceado comercial. "B" alimentación con balanceado comercial..... 52
Ilustración 6. Pesaje de muestras. ........................................................... 52
Ilustración 7. Disección de muestra (camarón). ....................................... 53
Ilustración 8. Observación de muestra, usando microscopio. .................. 53
Ilustración 9. Lóbulos con presencia de lípidos normales, hepatopáncreas -
Cefalotórax, vista desde el microscopio al 40x. ....................................... 54
Ilustración 10. Lóbulos con presencia de lípidos normales, Hepatopáncreas
– Cefalotórax, vista desde el microscopio al 10x. .................................... 54
Ilustración 11. Tránsito intestinal normal, vista desde microscopio al 10x.
................................................................................................................. 55
Ilustración 12. Estereomicroscopio. ......................................................... 55
Ilustración 13. Observación de la base del estómago, nula presencia
parasitaria. Estereomicroscopio. .............................................................. 56
Ilustración 14. Observación de muestra, base del estómago de camarón
blanco (L. vannemei) Esteromicroscopio. ................................................ 56
Ilustración 15. Canal de engorde, con malla de protección y sistema de
aireación. ................................................................................................. 57
Ilustración 16. Canal de engorde para camarón (L. Vannamei) con sistema
de aireación. ............................................................................................ 57
Ilustración 17. Área de Trabajo. ............................................................... 58
Ilustración 18. Captura de especímenes al azar para muestreos. .......... 58
Ilustración 19. Especímenes capturados al azar...................................... 59
Ilustración 20. Camarón blanco (L. Vannamei) ........................................ 59
Ilustración 21. Cosecha de la producción. ............................................... 60
Ilustración 22. Integrantes proyecto Arroz-Camarón. ............................... 60
xvii
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIDAD DE TITULACIÓN
“EVALUACION DE CARGA PARASITARIA DE CAMARÓN L. VANNAMEI EN
CULTIVOS SOSTENIBLES DE ARROZ CON CAMARÓN”
Autor: Pablo Antonio Hidalgo Morales
Tutor: Ing. Aldo Loqui Sánchez, MSc.
RESUMEN
La presente investigación, fue realizada en terrenos de la Facultad de
Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad de Guayaquil- Ecuador,
se utilizaron 1 500 especímenes de L. vannamei con un grado de salinidad
al 2 ‰, el principal objetivo fue diagnosticar y controlar la carga parasitaria
que afectan a los camarones cultivados en piscinas de agua dulce.
El estudio se realizó en cultivos del camarón alimentados con harina
hidropónica de soya 5% (HSH) y con balanceado comercial. El análisis
estadístico planteado para la investigación fue descriptivo con el test:
Bucheli para valorar la presencia de parásitos de dos variables
independientes, alimentación y calidad de agua, los resultados fueron los
esperados dado que no hubo presencia de ningún tipo de ecto-endo
parásito, alguna enfermedad oportunista, en los 60 especímenes divididos
en 3 muestreos, las muestras obtenidas se procesaron en el Laboratorio de
la Facultad De Medicina Veterinaria Y Zootecnia De La Universidad De
Guayaquil, el comportamiento normal durante la captura de especímenes,
proceso en cual es fundamental la detección de comportamientos de ciertas
patologías asociadas a parásitosis o enfermedades , los parámetros de
agua (pH, oxígeno disuelto, amonio y temperatura) se mantuvieron en los
rangos óptimos de producción para la supervivencia de los especímenes y
una excelente rentabilidad en la inclusión del cultivo de arroz como medio
de filtración y purificación de agua el cual mantuvo los rangos esperados.
xviii
UNIVERSITY OF GUAYAQUIL
FACULTY OF VETERINARY MEDICINE AND
ZOOTECHNICS
TITLING UNIT
“EVALUATION OF PARASITIC LOAD OF SHRIMP L. VANNAMEI IN
SUSTAINABLE RICE CROPS WITH SHRIMP”
Autor: Pablo Antonio Hidalgo Morales
Tutor: Ing. Aldo Loqui Sánchez, MSc.
SUMMARY
The present investigation was carried out on the grounds of the Faculty of
Veterinary Medicine and Animal Husbandry of the University of Guayaquil-
Ecuador. 1,500 specimens of L. vannamei with a degree of salinity of 2
utilizar were used, the main objective was to diagnose and control the
parasitic load affecting shrimp grown in freshwater pools.
The study was carried out in shrimp cultures fed with 5% hydroponic
soybean meal (MSM) and with commercial balancing. The statistical
analysis proposed for the investigation was descriptive with the test: bucheli
to assess the presence of parasites of two independent variables, diet and
water quality, the results were as expected since there was no presence of
any type of ecto-endo parasite, some opportunistic disease, in the 60
specimens divided into 3 samplings, the samples obtained were processed
in the Laboratory of the Faculty of Veterinary Medicine and Zootechnics of
the University of Guayaquil, the normal behavior during the capture of
specimens, a process in which the detection of behaviors of certain
pathologies associated with parasites or diseases, the water parameters
(pH, dissolved oxygen, ammonia and temperature) were kept in the optimal
production ranges for the survival of the specimens and an excellent
profitability in the inclusion of the culture of rice as a means of filtration and
water purification the which maintained the expected ranges.
1
I. INTRODUCCIÓN
La camaronicultura representa uno de los sectores de la acuicultura
con más rápido crecimiento en Asia, América Latina y recientemente en
África, aportando el 8% de la producción pesquera total y el 20,1% del valor
total de la acuicultura en 2006 (Espae, 2016). Destaca Tailandia como
primer productor y exportador mundial de camarón cultivado, desde la
década de 1.980, con producciones de 200.000 toneladas (Morales et al.,
2011).
El presente documento detalla la situación de la Industria Acuícola del
Ecuador, sin embargo, las informaciones estadísticas del acuícola no tienen
suficiente cobertura del sector, carece de estandarización y de un sistema
de recopilación confiable. Es común encontrar sobre un mismo tema
diferencias significativas en los datos, dependiendo de las fuentes de
información.
La acuicultura y en especial la camaronicultura han sido grandes fuentes
de empleo y generadores de divisas para el país. La Cámara Nacional de
Acuicultura del Ecuador las exportaciones de camarón ecuatoriano llegaron
a su punto más alto en 1998 cuando alcanzó la cifra de 11 400 toneladas
exportadas, por las cuales se recibió 875 millones de dólares de EE.UU. En
el año 2000 la industria camaronera tocó fondo como resultado del impacto
del virus de la Mancha Blanca sobre la actividad camaronera, con una
producción de tan sólo 37,7 mil toneladas. Para finales del 2002 el Ecuador
alcanzó la cifra de 46,8 mil toneladas exportadas, 3,24 % más que el año
anterior, pero todavía lejos de una real recuperación en la producción.
Adicional a la Mancha Blanca, la Industria Acuícola Camaronera
ecuatoriana se ha visto afectada por una drástica caída en los precios
internacionales (Benavides Benites & Játiva Reyes, 2016).
En el año 2001 los precios del camarón ecuatoriano cayeron
aproximadamente un 22% en relación con el año anterior, y un
decrecimiento de 9% en el año 2002, agudizando aún más la crisis del
sector. Actualmente los volúmenes producidos de camarón están
2
aumentando, después de atravesar por muchas pruebas de sistemas que
permitieran producir camarón en presencia del virus de la Mancha Blanca.
Parece ser que el camarón ha desarrollado mecanismos para ser más
tolerante al virus, permitiendo tener producciones por hectárea similares a
las que teníamos antes de ser atacados por esta epidemia; sin embargo,
los bajos precios internacionales impiden que esta actividad represente los
ingresos de años anteriores. Las exportaciones de camarón en los primeros
meses de 2005 (período Enero - Mayo), registraron una cifra récord de 35
854 toneladas, un 28% más en comparación con el mismo período en 2004
(Fao, 2005).
En los últimos años, muchas investigaciones se han encaminado al
desarrollo de técnicas preventivas y terapéuticas para reducir o impedir la
incidencia de enfermedades en los cultivos. Peeters y Rodríguez (1999)
señalan que los problemas de enfermedades muchas veces son
ocasionados por el manejo inadecuado de los antibióticos en el tratamiento
de ataques bacterianos. La tendencia actual es de restringir o reducir el uso
de antibióticos debido a la aparición de resistencia bacteriana, problemas
ecológicos, restricción de las exportaciones por presencia de residuos en
los tejidos de camarones y su incidencia en la salud humana. Las
estrategias de control han sido encaminadas hacia el uso de técnicas
mejoradas en larvicultura (Alday, 1999), programas de selección genética
(Pérez y Gómez, 2001), uso de tolerinas (Melena y cols., 2000), aplicación
de lipopolisacáridos (Newman, 2000), β-glucanos y peptidoglucanos (Otero
y col., 2000; Newman, 2000) para incrementar el rendimiento y resistencia
a enfermedades de origen viral o bacteriano (Sotomayor & Balcázar, 2016).
3
Planteamiento del problema
En nuestro país existen pocas actividades alternativas para la población
del sector rural/artesanal, además hay escasa información y falta de
conocimiento técnico sobre el uso de agua dulce del arroz en producción
acuícola de camarón, esto promovería una reducción en la calidad del agua
de los cultivos, lo que lleva a los cambios ambientales que generan estrés
en los animales con alteraciones en el sistema inmune, que puede resultar
en la aparición de enfermedades, frente a esta necesidad se analizara la
presencia de parásitos en cultivos de camarón alimentados con harina de
soya hidropónica.
Justificación
La presente investigación nos proporcionara estrategias útiles para
atenuar las patologías asociadas al camarón y por consiguiente mejorar el
crecimiento, supervivencia y control sobre enfermedades patógenas,
parásitos que afectan al camarón en un cultivo sostenible de arroz-
camarón.
Además, servirá como una guía de apoyo para los pequeños productores
agropecuarios y acuicultores interesados en identificar y controlar
enfermedades patógenas, parásitos del camarón con la finalidad de poder
aplicar las medidas correctivas necesarias para evitar futuros problemas y
tener un manejo sostenible y equilibrado en ambas producciones.
4
Objetivos De La Investigación
1.3.1 Objetivo General
Determinar la presencia de parásitos en el camarón L. vannamei en
cultivos sostenibles de arroz - camarón, con alimentación complementaria
de harina hidropónica de soya 5%.
1.3.2 Objetivos Específicos
• Evaluar la influencia de los parámetros de calidad de las variables
abióticas (pH, oxígeno disuelto en el agua, temperatura y salinidad) en
la carga parasitaria del cultivo de camarones con alimentación del 5%
de harina de soya hidropónica.
• Identificar la presencia de parásitos en cultivos de camarón L. vannamei
alimentados con hidroponía de soya al 5%
5
Variables
1.4.1 Variable Independiente
• Calidad de agua.
• Alimentación.
1.4.2 Variable Dependiente
• Presencia de parásitos.
6
II. MARCO TEÓRICO
2.1 Camaronicultura en Ecuador
En Ecuador la camaronicultura es la segunda actividad agropecuaria más
importante después del banano. En 2015 representó el 20% de la oferta
exportable no petrolera. Del 2011 al 2015 tuvo un crecimiento de 93,22%
en valores FOB, lo que representa un crecimiento promedio anual de
18,64%. Esto se dio por condiciones favorables del mercado mundial y
aumento de la producción del país.(Jamye beatriz et al., 2016)
La camaronicultura en Ecuador comenzó por casualidad en la provincia de
El Oro en los años 60. En los años 70 comenzó la expansión y en los años
80 Ecuador se convirtió en el primer exportador de camarón del mundo. A
finales de los 80 e inicios de los 90 la industria fue afectada por los
síndromes de la gaviota y de Taura, que causaron altas mortalidades y
causó que los países asiáticos superen a Ecuador. La industria se recuperó
a mediados de los 90 alcanzando cifras record hasta que llegó el virus de
la mancha blanca en 1999 y la producción disminuyó en más del 60%. En
esta época muchos camaroneros dejaron de producir y comenzaron a
producir tilapia para aprovechar los estanques y plantas de alimentos
balanceados. La industria se recuperó a mediados de los 2000 y en el año
2014 alcanzó cifras récord de producción (López et al., 2014)
En Ecuador predomina el cultivo semi-intensivo de camarón, en el cuál el
agua de los estuarios sirve como fuente de alimento y reduce costos. El
desarrollo de la industria causó un alto impacto ecológico por la tala de
manglares, los cuales son bosques pantanosos que forman ecosistemas
de gran relevancia en aspectos sociales, culturales, económicos, biológicos
y ecológicos (Romero, 2014). El 70% de las camaroneras son tierras
privadas y el 30% son territorios concedidos por el gobierno. En el año 2013
existían 191.000 ha en el Ecuador. Del 30% de concesiones del estado, el
80% pertenece a fincas de menos de 50 ha, en su mayoría pequeños
7
productores. El mayor porcentaje de producción camaronera es manejada
por grupos de mediano a alto poder económico (Aguilar Siguenza, 2018).
El camarón blanco del Pacífico L. vannamei es considerada la especie más
resistentes a cambios medioambientales durante el desarrollo en cautiverio
y representa el 95% de la producción ecuatoriana. Este habita las zonas
más profundas de los estuarios y tolera menos salinidad que otras
especies. Por estas razones L. vannamei facilita la producción de manera
artificial. Para lograr el éxito del cultivo se requiere la existencia de un
adecuado abastecimiento de agua con parámetros óptimos de
temperatura, oxígeno disuelto, concentración de amonio y nitratos,
alcalinidad, pH, salinidad, fertilidad del agua, relación nitrógeno-fósforo,
cantidad de fitoplancton, el conocimiento del cultivar y los aspectos
socioeconómicos que definen su rentabilidad.(Palacios & Nicolás, 2016)
2.2 Características biológicas
2.2.1 Camarón blanco (L. vannamei)
La primera reproducción artificial de esta especie se logró en Florida en
1973 a partir de nauplios procedentes de una hembra ovada silvestre
capturada en Panamá. Tras los resultados positivos obtenidos en
estanques y el descubrimiento de la ablación unilateral (y nutrición
adecuada) para promover la maduración en Panamá en 1976, el cultivo
comercial de Penaeus vannamei se inició en Centro y Sudamérica. El
desarrollo subsiguiente de las técnicas para la cría intensiva condujo a su
cultivo en Hawái, área continental de Estados Unidos de Norteamérica, y
extensas zonas de Centro y Sudamérica, a principios de la década de 1980.
Desde este momento, el cultivo comercial de esta especie en América
Latina mostró una tendencia de rápido crecimiento (con picos cada 3 ó 4
años, en los años cálidos y húmedos de presencia de “El Niño”), y declives
coincidentes con la irrupción de enfermedades durante los años fríos de
presencia de “La Niña”. A pesar de estos problemas, la producción de L.
8
vannamei en el continente americano ha continuado incrementándose.
Después de su declive en 1998 en que se alcanzó un volumen pico de 193
000 toneladas, descendiendo a 143 000 toneladas en 2000, la producción
volvió a aumentar a 270 000 toneladas en 2004. Asia ha experimentado un
incremento fenomenal en la producción de L. vannamei. A pesar de que a
la FAO no le fue reportada producción alguna en 1999, en el año 2004 se
registraron casi 1 116 000 toneladas sobrepasando la producción de P.
monodon en China, la Provincia China de Taiwán y Tailandia, gracias a
varios factores favorables. Sin embargo, debido a los temores relativos a la
importación de enfermedades exóticas, varios países asiáticos se han
mostrado reacios a impulsar el cultivo de L. vannamei, por lo que su cultivo
se mantiene oficialmente confinado a pruebas experimentales en
Camboya, India, Malasia, Myanmar y Filipinas. Tailandia e Indonesia,
permiten su libre cultivo comercial, pero mantienen restricciones oficiales
permitiendo únicamente la importación de progenitores libres de patógenos
específicos (SPF) o resistentes (SPR). De manera similar, la mayoría de
los países Latinoamericanos tienen leyes de estricta cuarentena o vedas
para prevenir la importación de agentes patógenos exóticos con la
importación de nuevas cepas.(Fao, 2016)
(Vizcaíno, 2010)
Figura 1. Estructuras básicas el camarón
9
2.3 Clasificación taxonómica
Tabla 1. Taxonomía del camarón
REINO: Animalia
FILO: Arthropoda
SUBFILO: Crustacea
CLASE: Malacostraca
ORDEN: Decapoda
SUBORDEN: Dendrobranchiata
INFRAORDEN: Caridea
FAMILIA: Penaeidae
GÉNERO: Litopenaeus
ESPECIE: L.Vannamei
(BOONE, 1931)
Fuente: (Gamboa‐delgado et al., 2003)
2.4 Medio ambiente
El camarón blanco es nativo de la costa oriental del Océano Pacífico, desde
Sonora, México al Norte, hacia Centro y Sudamérica hasta Tumbes en
Perú, en aguas cuya temperatura es normalmente superior a 20 °C durante
todo el año. Penaeus vannamei se encuentra en hábitats marinos
tropicales. Los adultos viven y se reproducen en mar abierto, mientras que
la postlarva migra a las costas a pasar la etapa juvenil, la etapa adolescente
y pre adulta en estuarios, lagunas costeras y manglares. Los machos
maduran a partir de los 20 g y las hembras a partir de los 28 g en una edad
de entre 6 y 7 meses. Cuando L. vannamei pesa entre 30 y 45 g libera entre
https://es.wikipedia.org/wiki/Reino_(biolog%C3%ADa)https://es.wikipedia.org/wiki/Animaliahttps://es.wikipedia.org/wiki/Filohttps://es.wikipedia.org/wiki/Arthropodahttps://es.wikipedia.org/wiki/Crustaceahttps://es.wikipedia.org/wiki/Clase_(biolog%C3%ADa)https://es.wikipedia.org/wiki/Malacostracahttps://es.wikipedia.org/wiki/Orden_(biolog%C3%ADa)https://es.wikipedia.org/wiki/Decapodahttps://es.wikipedia.org/wiki/Dendrobranchiatahttps://es.wikipedia.org/wiki/Carideahttps://es.wikipedia.org/wiki/Familia_(biolog%C3%ADa)https://es.wikipedia.org/wiki/Penaeidaehttps://es.wikipedia.org/wiki/G%C3%A9nero_(biolog%C3%ADa)https://es.wikipedia.org/wiki/Litopenaeushttps://es.wikipedia.org/wiki/Especiehttps://es.wikipedia.org/w/index.php?title=Boone&action=edit&redlink=1https://es.wikipedia.org/wiki/1931
10
100 000 y 250 000 huevos de aproximadamente 0,22 mm de diámetro. La
incubación ocurre aproximadamente 16 horas después del desove y la
fertilización. En la primera etapa, la larva, denominada nauplio, nada
intermitentemente y es fototáctica positiva. Los nauplios no requieren
alimentación, sino que se nutren de su reserva embrionaria. Las siguientes
etapas larvarias (protozoea, mysis y postlarva temprana respectivamente)
continúan siendo planctónicas por algún tiempo, se alimentan del
fitoplancton y del zooplancton, y son transportados a la costa por las
corrientes mareales. Las postlarvas (PL) cambian sus hábitos planctónicos
unos 5 días después de su metamorfosis a PL, se trasladan a la costa y
empiezan a alimentarse de detritos bénticos, gusanos, bivalvos y
crustáceos.(FAO, 2016)
2.5 Ciclo de vida.
Figura 2. Ciclo de vida típico del género L. vannamei (modificado de boschi, 1977).
(Vizcaíno, 2010)
2.5.1 Nauplio
El tamaño varía desde 0.2 a 0.6 mm, puede existir entre 4 o 5 subestadios
dependiendo de la calidad del nauplio (F.A.O., 2020), la duración de su fase
es de 40 a 50 horas, tiene un ocelo, se alimenta de las reservas del vitelo
(Espol, 2016).
11
2.5.2 Protozoea
Cuerpo 0.6 a 2.8 mm., esta fase tiene una duración de aproximadamente
de 4 a 6 días, nado hacia delante y se diferencia el cefalotórax con el
abdomen (Espol, 2016).
2.5.3 Mysis
Miden aproximadamente de 2.8 a 5.2mm, cuerpo encorvado similar al de
un camarón, nado mediante contracciones abdominales, duración total 3
días (Espol, 2016).
2.5.4 Post-larvas
Similar en su aspecto al camarón juvenil o adulto, mide entre 5 a 25 mm,
tiene un rostro romo, pleópodos con sedas, reducción notoria de los
exopoditos de los pereiópodos, se crían hasta PL30 (F.A.O., 2020).
2.6 Etapas de la muda.
La muda o ecdisis representa para los crustáceos la posibilidad de llevar a
cabo los procesos normales de crecimiento. Esto ocurre de forma cíclica
cada vez que el organismo está preparado para aumentar de talla y peso.
El viejo exoesqueleto es liberado rápidamente y es producida una nueva
capa quitinosa que tenderá a endurecerse hasta adquirir la consistencia y
dureza del exoesqueleto anterior. Durante este proceso el cuerpo del
camarón ha absorbido agua y la división celular se ve favorecida
provocando el incremento de volumen y peso del animal (Roer & Dillaman,
2018).
(Drach & Tchernigovtzeff, 1967) definieron en Palaemon serratus cinco
estadios principales, los cuales se encuentran también en el resto de los
crustáceos. Presentados de una manera resumida son:
MUDA>> POSTMUDA>> INTERMUDA >> PREMUDA>> MUDA
12
Este ciclo se repite a todo lo largo de la vida del camarón y disminuye su
frecuencia según el organismo se vaya haciendo más viejo.
2.6.1 Postmuda.
Exosqueleto muy blando, sedas llenas de matriz protoplásmica. En un paso
siguiente inmediato la matriz se retrae hacia la mitad de la seta. (Molina-
poveda & Villareal-Colmenares, 2009)
2.6.2 Postmuda.
El exoesqueleto muestra una consistencia apergaminada. Se comienza a
formar un estuche cónico en la base de la seta. (Molina-poveda & Villareal-
Colmenares, 2009)
2.6.3 Intermuda.
El exoesqueleto está completamente formado y es resistente. El estuche
cónico de la seta está terminado. (Molina-poveda & Villareal-Colmenares,
2009)
2.6.4 Premuda.
El epitelio se desprende de la cutícula, principio de la formación de la seta.
Inicio de secreción de nuevas capas cuticulares. Formación de la nueva
seta (ganchos, bárbulas), coloración de la nueva cutícula. Reabsorción del
antiguo exoesqueleto. Apertura del surco de dihesencia. (Molina-poveda &
Villareal-Colmenares, 2009)
2.6.5 Muda o exuviación.
Expulsión del tegumento; el animal sale de su antiguo exoesqueleto y lo
abandona. Esquemáticamente el ciclo de muda del camarón y los
crustáceos en general es el siguiente.(Molina-poveda & Villareal-
Colmenares, 2009)
2.7 Calidad de agua
Las especies de camarón de aguas cálidas crecen mejor a temperaturas
entre 25 °C y 32 °C. Estos rangos de temperatura a lo largo del año son
característicos de las aguas costeras en los trópicos. En áreas
13
subtropicales la temperatura puede descender por debajo de los 25 °C
durante semanas o meses, por lo que los camarones no crecerán bien.
Mientras que en el trópico es común obtener dos ciclos de cultivo al año,
en algunas áreas subtropicales se obtiene uno y en otras son posibles dos
ciclos, pero uno va a estar limitado por la baja temperatura del agua.(Boyd,
2016).
Tabla 2. Calidad del agua para el cultivo del camarón
ELEMENTO FORMA EN AGUA CONCENTRACIÓN
OBJETIVO
OXÍGENO Oxigeno molecular(O2) 5 – 15 mg/L
NITRÓGENO Nitrógeno molecular (N2)
Amonio ionizado (NH4+)
Amonio no ionizado (NH3)
Nitrato (NO3)
Nitrito (NO2)
Saturación o menor
0.2 – 2 mg/L
14
Los parásitos son organismos animales o vegetales que viven a costa de
otros de diferente especie, obteniendo su alimento o sustancias producidas
por el hospedero pudiendo perjudicar al hospedero y sin que pueda llegar
necesariamente producir enfermedad o la muerte. En camarones existen
endoparásitos y ectoparásitos capaces de producir infestaciones leves o
severas, que son llamadas “Parasitosis” (Carpio & Cedeno, 2007).
Los principales parásitos en los camarones silvestres o de cultivo, son los
las Gregarinas, Microsporidios, Haplosporidios, Epicomensales (algas,
bacterias filamentosas y protozoarios) y Metazoarios (trematodos y
nematodos). Estos últimos no serán tratados en este módulo, debido a su
muy baja frecuencia de aparición en camarones. Por el contrario los
protozoarios son los microorganismos más frecuentes en órganos y tejidos
de los camarones, pudiendo afectar exoesqueleto, apéndices, branquias y
tracto digestivo (Cuéllar, 2013).
2.8.1 Principales parásitos encontrados en camarones de cultivo.
2.8.1.1 Gregarinas.
Son parásitos protozoarios (Protozoa, Apicomplexa) de muchos tipos. Los
géneros más frecuentes en camarones de cultivo son Nematopsis y
Cephalolobus. Hay un tercer género rara vez observado en postlarvas de L.
vannamei llamado Paraophioidin (Cuéllar, 2013).
Están ampliamente distribuidos en la naturaleza e infestan artrópodos,
anélidos y moluscos. Las gregarinas pueden ser extracelulares o
intracelulares en los moluscos, produciendo citólisis, pero a pesar de esto no
se consideren altamente patógenas. Las gregarinas han sido observadas en
camarones silvestres y de cultivo y se considera que todos los camarones
penaeidos pueden ser infestados por gregarinas. (Cuéllar, 2013)
2.8.1.2 Microsporidios.
Se denomina también “Enfermedad del camarón algodonoso”, “Enfermedad
del camarón lechoso” o “Enfermedad del Nosema”. Es producida por
15
microorganismos parásitos que pertenecen al reino Fungí (son hongos),
phylum Zygomycota, clase Microsporidia, de los géneros Agmasoma
(anteriormente Thelohania), Ameson (anteriormente Nosema) y Pleistophora
(anteriormente Plistophora). En el pasado se consideraron erróneamente
como protozoarios. Todos los microsporidios son parásitos intracelulares
obligados y forman esporas; afectan tanto a organismos vertebrados como
a invertebrados, se han reportado más de 1200 especies y unas pocas
afectan a los seres humanos (14 especies de 8 géneros) (Briggs et al., 2005).
Afectan probablemente todas las especies de camarones penaeidos; cuando
el Ameson sp. invade el músculo estriado de L. vannamei, se presenta la
enfermedad. Principalmente afectan juveniles y reproductores (Briggs et al.,
2005).
2.8.1.3 Haplosporidios.
La enfermedad se denomina “Haplosporidiosis”, “Haplosporidiosis
hepatopancreática” o “Infección por haplosporidios”. Los Haplosporidios son
protozoarios, del orden Sporozoa, phylum Ascetospora, clase
Stellatosporea. Poseen reproducción sexual mediante esquisogonias que
producen esporas, pero no flagelos, aunque pueden poseer pseudópodos.
Se han observado en L. vannamei silvestres y de cultivo, P. stylirostris y P.
monodon.
2.8.1.4 Epicomensales.
Son los organismos que se adhieren a las branquias o a la superficie de
camarones penaeidos cultivados con altas densidades de siembra y/ o mala
calidad del agua de cultivo. No son patógenos verdaderos, se adhieren a las
branquias o a las superficies cuticulares de los apéndices y compiten por el
oxígeno disuelto, además afectan la alimentación y locomoción por
colonización excesiva de la cutícula principalmente por bacterias
filamentosas. La enfermedad producida se llama Enfermedad de las
branquias sucias o cafés. También se depositan acúmulos de bacilos,
protozoarios, diatomeas y algas filamentosas verdeazules (Leucothrix
16
mucor, Flavobacterium sp., Cytophaga sp., Vibrio sp., Zoothamnium sp.,
Epistylis sp. y Vorticella sp., Acineta spp., Nitzschia spp., Amphiprora spp. y
Navicula spp., Spirulina subsala, Enteromorpha spp. y otras algas verdes
filamentosas (Limonta et al., 2017).
Pueden afectar todas las especies de camarones, al igual que a otros
decápodos bentónicos que actúan como hospederos o vectores. Se puede
presentar en cualquier época del ciclo de vida (Limonta et al., 2017).
2.8.2 Transmisión.
2.8.2.1 Gregarinas.
La infestación por gregarinas en los camarones ocurre cuando éstos se
alimentan de poliquetos o de sus heces, liberándose en su sistema
digestivo los esporozoitos que se localizan en estómago e intestino medio
y los cuales se adhieren a la cutícula o penetran las células del hospedero.
Tanto en el intestino medio como en el estómago de los camarones, los
esporozoitos evolucionan en su ciclo de vida, pasando a trofozoitos,
trofontes, esporadios y gametocistos. Estos últimos se pueden fusionar
para formar cigotos que se liberan al medio externo en las heces y al ser
consumidos por bivalvos y poliquetos se cierra el ciclo de vida
produciéndose dentro de estos las esporogonias que son ingeridas dentro
de ellos por el camarón. (Cuéllar-Anjel, 2013)
2.8.2.2 Microsporidios.
Ocurre por vía horizontal cuando el camarón consume esporas infectantes
liberadas al medio natural en las heces de peces que actúan como
hospederos definitivos. Debido a que es un parasito intracelular, es posible
que exista transmisión vertical, pasándose la infección de los reproductores
a los huevos, aunque esto no está aún confirmado. (Briggs et al., 2005)
2.8.2.3 Haplosporidios.
Se presume que la vía es horizontal por ingestión de hepatopáncreas,
gónadas o tejidos infectados de camarones enfermos, por parte de
camarones sanos. (Cuéllar-Anjel, 2013)
17
2.8.2.4 Epicomensales.
Estos parásitos se transmiten vía horizontal, ya que son habitantes
frecuentes del medio acuático en el cual se cultivan los camarones
penaeidos. (Limonta et al., 2017)
2.8.3 Distribución geográfica de los parásitos.
2.8.3.1 Gregarinas.
Estos parásitos son observados con una distribución geográfica mundial.
2.8.3.2 Microsporidios.
Las infecciones por microsporidios en camarones penaeidos han sido
reportadas en casi todos los países en los que se cultivan estos camarones.
Se desconoce si existen especies de microsporidios propias de continentes
o regiones geográficas, por lo que se debe evitar la movilización de
camarones que puedan transportar especies exóticas de microsporidios a
los países importadores.
2.8.3.3 Haplosporidios.
Se han observado en Cuba, Nicaragua, México, Indonesia; Filipinas,
aunque se sospecha que su distribución es muy amplia a nivel mundial y
que están presentes en camarones silvestres y de cultivo de muchos otros
países.
2.8.3.4 Epicomensales.
Existe la presencia de epicomensales en cualquier región del mundo donde
se cultiven camarones penaeidos; hay cepas únicas propias de algunas
regiones que no deberían ser transportadas a otros lugares (Cuéllar-Anjel,
2013)
2.8.4 Diagnóstico
2.8.4.1 Gregarinas.
Cuando los camarones presentan infestaciones leves o moderadas por
gregarinas, no presentan signos clínicos y tienen una apariencia general
18
similar a la de camarones sanos. Cuando la infestación supera los 100
trofozoitos/cm de intestino este órgano puede tomar una coloración
amarillenta. Cuando la infestación afecta a una gran parte de la población,
puede presentarse bajo crecimiento y un incremento en el factor de
conversión alimenticia (Cuéllar-Anjel, 2013)
2.8.4.2 Microsporidios.
Inicialmente se presentan múltiples focos de opacidad en la musculatura.
Más adelante, el principal hallazgo es la opacidad difusa y lechosa del
musculo abdominal, útil en el diagnóstico preliminar, puede presentarse
también un menor tamaño del animal y coloración típica azulosa y oscura de
la cutícula por expansión de los melanóforos; aparecen letargia y debilidad.
La afección de las gónadas puede producir esterilidad en los reproductores,
a la vez que el daño muscular impide la comercialización. También se
pueden ver afectados tractos digestivos y/o músculo esquelético en
abdomen o cefalotórax. (Briggs et al., 2005)
2.8.4.3 Haplosporidios.
Se puede observar bajo crecimiento, aunque no hay más signos típicos
reportados de la enfermedad. (Cuéllar-Anjel, 2013)
2.8.4.4 Epicomensales.
Se observa un cambio de coloración en las branquias (amarillo, café, verde
o negro), que depende del tipo de componente adherido a ellas. Se puede
extender esta coloración a toda la superficie del animal en casos muy
severos dando apariencia de “peluche” o “algodonoso”. En casos moderados
o severos se inhibe la respiración del animal produciéndose la muerte
rápidamente. Se observa también alteración en la movilidad y alimentación.
(Limonta et al., 2017)
19
III. MARCO METODOLÓGICO
3.1 Ubicación de la investigación y características.
3.1.1 Localización.
El estudio en general se lo realizo en la Facultad de Medicina Veterinaria y
Zootecnia ubicada en kilómetro 27 ½ vía Daule.
Figura 3. Localización de la zona de trabajo.
Fuente: Google maps
3.1.2 Clima de la Zona Daule
El cantón Daule ubicado en la provincia del Guayas presenta un clima
tropical con temperaturas de alrededor de 24,7 a 30 °C con una humedad
relativa de 1445 mm. año. presentando una topografía regular se encuentra
a 17 pies sobre el nivel del mar.
20
3.1.3 Superficie total de la zona de investigación
La superficie total del predio es de 1 629,50 m2.
Figura 4. Superficie de la zona de trabajo.
Fuente: (Chacha, 2019)
3.2 Técnicas e instrumentos de investigación.
El proyecto inició en abril y la experimentación inició el 18 de Octubre del
2019 hasta el 3 de Enero del 2020, en total fueron 77 días de investigación.
El diagnostico de carga parasitaria fue desde la etapa juvenil a engorde de
la cosecha del cultivo de camarón alimentado con balanceado comercial y
harina hidropónica de soya.
La técnica e instrumentación utilizada para esta investigación de tipo
experimental, en el cual se evaluó la carga parasitaria fueron la siguiente:
• Evaluación parasitológica.
• Niveles de calidad de agua durante evaluación parasitológica.
• Los análisis se realizaron por medio de métodos descriptivos
mediante microscopia.
21
• Los análisis de agua se realizaban en el laboratorio de la facultad
por medio de reactivos para medir pH y aparatos de medición para
los valores de O2, temperatura y salinidad.
3.3 Variables de estudio.
Evaluación parasitológica: las muestras obtenidas de las piscinas de
estudio fueron trasladadas al laboratorio en la cual se realizó los
procedimientos de tinción para poder realizar su visualización a través del
microscopio, con la finalidad de identificar formas parasitarias.
Análisis de agua: para los análisis de agua se medió pH, la salinidad,
temperatura y O2.
3.4 Los materiales de campo utilizados fueron los siguientes:
Los materiales implementados en el estudio fueron los siguientes.
Materiales de campo:
• Red de pesca.
• Tachos de plástico.
• Termómetro.
• Botas.
• Bomba de agua de 4,5 hp
• Manguera 50m.
Materiales de laboratorio:
• Cajas Petri.
• Vasos de precipitado.
• Placas porta objeto.
• Placas cubre objeto.
• Pinzas de decepción.
• Solución de tinción de Lugol.
• Gotero.
• Guantes.
• Bisturí.
22
• Mascarilla.
• Mandil.
Material de oficina:
• Computadora.
• Impresora.
• Hoja de registro.
• Bolígrafos.
• Cámara fotográfica.
• Calculadora.
• Cuaderno de apuntes.
• Lápices.
• Regla.
Instrumentos para medición de parámetros:
• Reactivos pH.
• Reactivos amonio.
• Termómetro.
• Oxigeno-metro.
• Potenciómetro (pH-metro).
• Báscula gramera.
• Blower 5hp (aireador).
• Refractómetro.
Personal:
• Tutor académico.
• Estudiantes de la FMVZ.
23
3.5 Metodología de la investigación
3.5.1 Población
La investigación comprendió una población total de 760 especímenes de
camarón blanco (L. vannamei).
El diseño utilizado para esta investigación fue exploratorio, en el cual se
realizaban muestreos cada 25 días. Los grupos experimentales a los cuales
se realizo el muestreo, fueron divididos en dos poblaciones; camarones que
eran alimentados con balanceado mas harina hidropónica de soya 5% (400
UA) y camarones alimentados solo con balanceado comercial (360). Los
cuales se mantenían en un sistema sostenible de cultivos de arroz con
camarón.
Las muestras realizadas constaban de 10 especímenes de camarones de
cada piscina en cada muestreo realizado. Se realizaron tres muestreos
durante todo el cultivo del camarón.
3.5.2 Tipo de investigación
El presente trabajo es de tipo experimental exploratorio, donde se usaron
camarones los cuales se mantenían en cultivos de arroz, cuya alimentación
comprendía de balanceado comercial más complemento de harina de soya
hidropónica al 5% y camarones solo alimentados con balanceado
comercial, durante su etapa de juvenil – producción; En un cultivo
sostenible de arroz-camarón.
3.5.3 Muestreos
3.5.3.1 Tomas de muestras
Se realizaban las capturas de 10 camarones a las 9 am por medio de una
red de pesca y se los evaluaba al azar para llevar al laboratorio, ubicado
Facultad de medicina veterinaria y zootecnia.
24
1. Toma de muestra de camarón y agua, luego fueron trasladados al
laboratorio de biología y química de la facultad de medicina veterinaria y
zootecnia de la universidad de Guayaquil.
2. Análisis de parámetros de agua empleada en los cultivos, análisis de
motilidad a los especímenes recolectados y observación directa a cada
espécimen para detectar signos visibles de afectación en la fisionomía de
cada espécimen.
3. Procesamiento de muestras frescas de camarón y agua. Utilizando
técnicas de análisis en fresco empleando microscopia directa para analizar
tejidos de camarón, hepatopáncreas, branquias, intestino, caparazón y
urópodos. (Orellana de Granados & Ayala Mestanza, 2017)
Los muestreos se realizaban cada 12 días, en el cual se tomaban muestras
de las piscinas de camarones testigos y la piscina de tratamiento. Se
capturaban 10 camarones de en cada muestreo para poder realizar el
análisis necesario. Contando con una población de 275 juveniles de
camarones en cada piscina.
3.6 Metodología del Trabajo
En las instalaciones de la Facultad de medicina veterinaria y zootecnia de
la universidad de Guayaquil se implementó un sistema de piscinas junto
con un área para el cultivo de arroz, las piscinas estaban a disposición del
cultivo en forma de canal con un diámetro de 10 metros de largo x 1metros
de ancho x 1metros de profundidad.
Se implementó un sistema de riego y un sistema de recirculación de agua
entre los canales, donde se encontraban los camarones y la parcela de
arroz para su riego dado que existía una recirculación de agua entre el arroz
y el camarón.
Contaba con un reservorio de 10 mil litros de agua potable el cual era
utilizado para llenar los canales donde estaban los camarones, antes de
realizar el llenado de los canales el agua reposaba varios días hasta que el
suelo de las piscinas realice su sedimentación a adecuada y efectué el
25
proceso natural de tratar el agua para que sea óptima para el estudio,
teniendo en cuenta que se realizaban toma periódicas de parámetros físico-
químicos al agua del reservorio.
3.6.1 Control de enfermedades
3.6.1.1 Determinación de signos clínicos.
Mediante un examen visual, verificando los signos clínicos de los
ejemplares, considerando entre ellos los más importantes: deformidad
(enanismo, malformaciones), textura (exoesqueleto duro o blando),
condición del tracto digestivo (vacío, semilleno y/o lleno), coloración
anormal del exoesqueleto (quitinosis, presencia de áreas erosivas,
marrones o negras); causadas por infecciones bacteriales (Cook y Lofton,
1973), enteritis hemocítica (Lightner, 1978), necrosis muscular u opacidad
del tejido muscular abdominal (producido por estrés y/o infecciones
bacteriales; presentándose en el dorso, parte media y distal del abdomen)
(Rigdon & Baxter, 1970; Johnson, 1978, 1979; Conroy & Conroy, 1990) y
coloración anormal de las branquias (amarillas, marrones y/o negras,
causadas por organismos epicomensales) (Bucheli et al., 2018)
3.6.1.2 Preparación en laboratorio.
Con las muestras en el laboratorio se procedió a realizar la separación del
camarón en dos secciones cefalotórax y cola.
Para cada ejemplar se realizaron preparados frescos de branquias y
hepatopáncreas. Se consiguio levantando el caparazón del cefalotórax
evitando que la hepatopáncreas se reviente para no contaminar la muestra,
en un portaobjeto, montados sobre una gota de agua destilada en cada uno
de sus extremos cubiertos con un cubreobjeto. (Bucheli et al., 2018)
Con otra porción del hepatopáncreas se procede a colocarlo en un aplaca
porta objeto, se realiza la técnica de presión a contra placa utilizando otra
26
placa cubre objeto, se separan las placas y se agrega unas gotas de Lugol,
luego de 5 min en Lugol, se retira el exceso con un ligero chorro de agua
para a continuación colocar una placa cubre objeto y se lleva a microscopio
en el cual se realizó su visualización al 10x y 40x.
Para la extracción de los intestinos, se removieron el exoesqueleto y la
musculatura situados sobre el tracto digestivo, haciendo dos incisiones
laterales y longitudinales con tijeras; levantando el tejido con unas pinzas.
Los intestinos fueron removidos intactos y colocados en agua marina fresca
dentro de una caja de Petri, por especies. Luego, uno por uno fueron
colocados sobre un portaobjeto para extraer su contenido, presionando con
el borde de un cubreobjeto (Bucheli et al., 2018)
Se procede a colocar el intestino en una placa porta objeto se aplica una
gota de agua destilada y se hace presión a contra placa para a continuación
realizar observación en el microscopio a 10X y 40X.
También se usó un macroscópio donde se realizaron observaciones de la
carcasa del camarón tanto del cefalotórax, la parte ventral del cefalotórax y
la cola.
3.6.2 Calidad de agua
Se realizó mediciones de los parámetros físicos-químicos del agua cada
toma de muestras de camarón para verificar el estado de esta.
3.6.2.1 Temperatura
La temperatura del agua se midió con termómetro.
3.6.2.2 pH
Se utilizó un pH metro para medir las concentraciones de iones de H. El
medidor de pH se graduó con una solución buffer de pH 7. Para realizar
esta medición se introdujo a la piscina 5cm por debajo de la superficie del
agua, el valor obtenido se observa en la pantalla del pH metro.
27
3.6.2.3 Salinidad
Para medir la salinidad se utilizó un refractómetro portátil ACT, se graduó
colocando una gota de agua dulce en la pantalla de observación y se ajusta
con un desarmador, se observa a contra luz en la pantalla hasta que esté
en el punto cero.
Posterior a eso se obtenía unas gotas de muestra de agua de las piscinas
de estudio y se procedía hacer la lectura,
3.6.2.4 Oxígeno disuelto
El OD en el agua se midió con un Oxigenómetro portátil Milwaukee
MW600.
3.6.3 Costos de inversión
Para ejecutar esta investigación se necesitó una inversión de $4 500,
distribuidos para diferentes áreas, sobre todo la mayor inversión se destinó
a la infraestructura, equipos, materiales y acondicionamiento del área de
investigación (Ver anexo 4).
28
IV. RESULTADOS
En el siguiente apartado se detalla los resultados obtenidos en la presente
investigación.
Los datos analizados en las muestran arrojan cero presencias de Ecto y
Endo parásitos para las distintas muestras y las fechas realizadas tal como
se pueden visualizar en las siguientes tablas.
Tabla 3. Presencia de parásitos en camarones L. vannamei.
CARGA PARASITARIA
Positivo Negativo Total de muestras
Muestras 0 60 60 Porcentaje 0% 100% 100%
Autor: Pablo Hidalgo
Tabla 4. Presencia de parasito promedio por fecha de análisis.
Fecha Testigo Tratamiento
24/11/2019 0 0
10/12/2019 0 0
03/01/2020 0 0
Promedio 0 0
Autor: Pablo Hidalgo
En la siguiente grafica indica la carga parasitaria encontrada en el muestreo
realizado. Demostrando que no hubo presencia de parásitos en el cultivo.
29
Gráfico 1. Carga parasitaria en camarones L. vannamei.
Autor: Pablo Hidalgo
Parámetros físicos-químicos del agua
Temperatura:
La tabla 5 indica la temperatura, alimentación solo con balanceado obtuvo
un promedio de 27,2°C mientras que el grupo en tratamiento con alimento
balanceado más complementación del 5% de harina de soya hidropónica
obtuvo 27 °C.
Tabla 5. Promedio final de la temperatura del agua obtenida durante el muestreo.
Fecha Testigo Tratamiento
24/11/2019 27 27
10/12/2019 27 27
03/01/2020 27,5 27
Promedio 27,2 27
Autor: Pablo Hidalgo
POSITIVOS 0%
NEGATIVOS100%
TOTAL DE MUESTRAS
30
En el gráfico 2 indica que el grupo solo con alimentación balanceada
obtuvo la temperatura más alta en el tercer muestreo con 27,5°C.
Gráfico 2. Temperatura del agua obtenida durante el muestreo.
Autor: Pablo Hidalgo
Salinidad:
La tabla 6 indica la salinidad, la alimentación solo con balanceado obtuvo
un promedio de 0,1 ppm mientras que el grupo en tratamiento con alimento
balanceado más complementación del 5% de harina de soya hidropónica
obtuvo 0 ppm.
Tabla 6. Promedio final de la salinidad del agua obtenida durante el muestreo.
Fecha Testigo Tratamiento
24/11/2019 0,1 0
10/12/2019 0 0
03/01/2020 0,1 0,1
Promedio 0,1 0,0
Autor: Pablo Hidalgo
27 27
27,5
27 27 27
26,6
26,8
27
27,2
27,4
27,6
24/11/2019 10/12/2019 03/01/2020
T°Temperatura
Testigo Tratamiento
Lineal (Testigo) Lineal (Tratamiento)
31
En el gráfico 3 indica que el grupo con alimentación balanceada y el grupo
con alimentación balanceada más 5% complementación de harina de soya
hidropónica obtuvo la salinidad más alta en la tercera semana con 0,1 ppm.
Gráfico 3. Salinidad del agua obtenida durante el muestreo.
Autor: Pablo Hidalgo
POTENCIAL DE HIDROGENO:
La tabla 7 indica EL pH, la alimentación solo con balanceado obtuvo un
promedio de 7,7 mientras que el grupo en tratamiento con alimento
balanceado más complementación del 5% de harina de soya hidropónica
obtuvo un pH de 8.
Tabla 7. Promedio final del pH del agua obtenida durante el muestreo.
Fecha Testigo Tratamiento
24/11/2019 7,7 7,7
10/12/2019 7,6 7,8
03/01/2020 7,9 8,5
Promedio 7,7 8,0
Autor: Pablo Hidalgo
0,1
0
0,1
0 0
0,1
-0,04
-0,02
0
0,02
0,04
0,06
0,08
0,1
0,12
24/11/2019 10/12/2019 03/01/2020
pp
m
Salinidad
Testigo Tratamiento
Lineal (Testigo) Lineal (Tratamiento)
32
En el gráfico 4 indica que el grupo con alimentación balanceada obtuvo el
pH más alto en la tercera semana con 7,9 y el grupo con alimentación
balanceada más 5% complementación de harina de soya hidropónica
obtuvo la salinidad más alta en la tercera semana con 8,5.
Gráfico 4. pH del agua obtenida durante el muestreo.
Autor: Pablo Hidalgo
Oxígeno Disuelto:
La tabla 8 indica el oxígeno disuelto del agua, la alimentación solo con
balanceado obtuvo un promedio de 7 mg/l mientras que el grupo en
tratamiento con alimento balanceado más complementación del 5% de
harina de soya hidropónica obtuvo un promedio de 7,2 mg/l.
Tabla 8. Promedio final del oxígeno disuelto del agua obtenida durante el muestreo.
Fecha Testigo Tratamiento
24/11/2019 6,7 7
10/12/2019 7,3 7,5
03/01/2020 6,9 7,1
Promedio 7,0 7,2
Autor: Pablo Hidalgo
7,77,6
7,9
7,77,8
8,5
7
7,2
7,4
7,6
7,8
8
8,2
8,4
8,6
24/11/2019 10/12/2019 03/01/2020
pH
pH
Testigo Tratamiento
Lineal (Testigo) Lineal (Tratamiento)
33
En el gráfico 5 indica que el grupo con alimentación balanceada obtuvo el
oxígeno disuelto más alto en la segunda semana con 7,3 mg/l y el grupo
con alimentación balanceada más 5% complementación de harina de soya
hidropónica obtuvo el oxígeno disuelto más alta en la segunda semana con
7,5 mg/l.
Gráfico 5. Oxígeno disuelto del agua obtenida durante el muestreo.
Autor: Pablo Hidalgo
Mortalidad
La tabla 9 indica la mortalidad obtenida hasta la toma de muestra, la
alimentación solo con balanceado obtuvo un promedio de 4% de mortalidad
mientras que el grupo en tratamiento con alimento balanceado más
complementación del 5% de harina de soya hidropónica obtuvo un
promedio de 1,3 % de mortalidad.
Tabla 9. Promedio final de la mortalidad obtenida durante la investigación.
Fecha Testigo Tratamiento
24/11/2019 0 0
10/12/2019 7 3
03/01/2020 5 1
Promedio 4,0 1,3
Autor: Pablo Hidalgo
6,7
7,3
6,97
7,5
7,1
6,2
6,4
6,6
6,8
7
7,2
7,4
7,6
24/11/2019 10/12/2019 03/01/2020
mg/
L
Oxígeno Disuelto
Testigo Tratamiento
Lineal (Testigo) Lineal (Tratamiento)
34
En el gráfico 6 indica que el grupo con alimentación balanceada obtuvo una
mortalidad más alto en la segunda semana con 7% y el grupo con
alimentación balanceada más 5% complementación de harina de soya
hidropónica obtuvo la mortalidad más alta en la segunda semana con 3%.
Gráfico 6. Mortalidad obtenida en cada muestreo.
Autor: Pablo Hidalgo
0
7
5
0
3
1
0
1
2
3
4
5
6
7
8
24/11/2019 10/12/2019 03/01/2020
%
Mortalidad
Testigo Tratamiento
Lineal (Testigo) Lineal (Tratamiento)
35
V. DISCUSIÓN
Son escasas las investigaciones realizados en cultivos sostenibles de
arroz-camarón, sin embargo, la investigación realizada en cultivo sostenible
de arroz con camarón arrojó resultados negativos a la presencia de
parásitos, estos resultados no coinciden con Paredes (2017) quien indica
que, diferentes Gregarinas son los endoparásitos de mayor prevalencia en
sistema de cultivo con baja salinidad y algunas de las especies están
presentes en todas las fases de cultivo del camarón.
Con respecto a la correlación de patógenos con variables fisicoquímicas
del agua, Martínez (2002) encontró Zoothamnium penaei, Nematopsis
penaeus penaei, V. parahaemoiyticus y V. aiginoiyti en temperaturas
matutina (28.17-29.31) y vespertina (31.37-32.33), disminución del oxígeno
disuelto (4.12-3.20) y pH (8.58-7.87). Con los datos obtenidos en nuestra
investigación acerca de los parámetros físicos–químicos no había
presencia de protozoarios en el cultivo de camarones.
Durante el tiempo de investigación se obtuvo un promedio de supervivencia
del 98.7% en el grupo tratamiento y 96% en el grupo control lo cual nos
indica que son comparables con los estudios referidos por Burgos (2017)
que indica que la supervivencia debe estar sobre el 50% para que sea
aceptable y según Olivas (2008) una forma directa de evaluar el grado de
éxito en el cultivo del camarón es mediante la evaluación de la
sobrevivencia al final del periodo de cultivo, en ese sentido, la sobrevivencia
obtenida puede ser el reflejo del grado de acierto en el manejo de los
organismos y el ambiente del estanque, o bien reflejar la presencia de
enfermedades, o parásitos en cultivo, o la suma de tales factores.
36
VI. CONCLUSIÓN
Una vez finalizada la investigación “Evaluación de carga parasitaria de
camarón L. vannamei en cultivos sostenibles de arroz con camarón” se
concluye que:
• Según el análisis realizado en la investigación se concluye la cero
presencia de parásitos en agua dulce, debido al buen manejo y
control sobre los parámetros físicos-químicos del agua y la
alimentación de los camarones en las diferentes piscinas.
• Los parámetros físicos-químicos del agua y la alimentación no
influyen en la presencia de diferentes protozoarios.
• Los problemas de mortalidad además de ser ocasionadas por
organismos patógenos muchas veces son por problemas
ambientales, nutricionales o fisiológicos y otros factores como las
condiciones de la calidad del agua.
37
VII. RECOMENDACIONES
• Realizar los protocolos de bioseguridad y desinfección
correctamente después de cada siembra para así asegurar una
excelente producción y rentabilidad.
• Realizar muestreos periódicos de calidad de agua y suelo antes,
durante y al final de cada producción.
• Realizar más pruebas a los cultivos en el sector para verificar si es
factible o no la producción sostenible de camarón en agua dulce del
sector de Daule, con cultivos de arroz.
• Realizar análisis de plagas que puedan afectar la producción del
camarón con cultivos de arroz en agua dulce, como podría ser la
rana, ninfas de libélula, cucarachas de agua e incluso animales más
grandes como aves y serpientes.
38
VIII. BIBLIOGRAFÍA
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41
IX. ANEXOS
Anexo 1. Resultados del análisis de agua
42
Fuente: INIAP
43
Anexo 2. Resultados del análisis del suelo de la piscina control
44
Fuente: INIAP
45
Anexo 3. Resultado del análisis del suelo de la piscina en tratamiento.
46
Fuente: INIAP
47
Tabla 10. Primer análisis de los especímenes alimentados con Balanceado Comercial
Muestras A Fecha Cefalotórax Hepatopáncreas Intestino Carcasa
1 24/11/2019 0 0 0 0
2
3
24/11/2019 0 0 0 0
24/11/2019 0 0 0 0
4 24/11/2019 0 0 0 0
5 24/11/2019 0 0 0 0
6 24/11/2019 0 0 0 0
7 24/11/2019 0 0 0 0
8 24/11/2019 0 0 0 0
9 24/11/2019 0 0 0 0
10 24/11/2019 0 0 0 0
Autor: Pablo Hidalgo
Tabla 11. Primer análisis de los especímenes alimentados con Balanceado Comercial + Harina de Soya hidropónica
Muestras B Fecha Cefalotórax Hepatopáncreas Intestino Carcasa
1 24/11/2019 0 0 0 0
2
3
24/11/2019 0 0 0 0
24/11/2019 0 0 0 0
4 24/11/2019 0 0 0 0
5 24/11/2019 0 0 0 0
6 24/11/2019 0 0 0 0
7 24/11/2019 0 0 0 0
8 24/11/2019 0 0 0 0
9 24/11/2019 0 0 0 0
10 24/11/2019 0 0 0 0
Autor: Pablo Hidalgo
48
Tabla 12. Segundo análisis de los especímenes alimentados con Balanceado Comercial
Muestras A Fecha Cefalotórax Hepatopáncreas Intestino Carcasa
1 10/12/2019 0 0 0 0
2
3
10/12/2019 0 0 0 0
10/12/2019 0 0 0 0
4 10/12/2019 0 0 0 0
5 10/12/2019 0 0 0 0
6 10/12/2019 0 0 0 0
7 10/12/2019 0 0 0 0
8 10/12/2019 0 0 0 0
9 10/12/2019 0 0 0 0
10 10/12/2019 0 0 0 0
Autor: Pablo Hidalgo
Tabla 13. Segundo análisis de los especímenes alimentados con Balanceado Comercial + Harina de Soya hidropónica
Muestras B Fecha Cefalotórax Hepatopáncreas Intestino Carcasa
1 10/12/2019 0 0 0 0
2
3
10/12/2019 0 0 0 0
10/12/2019 0 0 0 0
4 10/12/2019 0 0 0 0
5 10/12/2019 0 0 0 0
6 10/12/2019 0 0 0 0
7 10/12/2019 0 0 0 0
8 10/12/2019 0 0 0 0
9 10/12/2019 0 0 0 0
10 10/12/2019 0 0
